劳力型热射病(exertional heat stroke,EHS)是热射病的一个特定类型,是机体在进行中高强度训练或体力活动时(尤其是在高温/高湿环境中),由于产热与散热失衡造成体内严重热蓄积,进而引发重要器官与组织发生严重的实质性损伤,最终形成一种以多器官功能障碍为特征的急性临床综合征
[1]。在临床观察中,该病症在健康青年群体中具有较高的发病率,其中尤以夏季参与训练的官兵以及从事体育运动的运动员更为多见
[2]。此病症的显著特征之一便是发病迅速,往往在短时间内就会出现明显的症状表现,导致多脏器功能损伤,病情进展快,病死率高。基于一项多中心研究的数据,热射病的总体病死率处于较高水平,高达32.4%,在这些热射病患者中,EHS患者所占的比例为26.4%,其病死率则为30%
[3]。尽管在临床治疗过程中,已积极采取降温手段以缓解患者的全身炎症反应,同时实施全面的脏器支持治疗措施,然而热射病的病死率依旧维持在较高水平。目前认为,在热射病的发病进程中,胃肠道属于首当其冲遭受损害的重要器官之一。于疾病发病的早期阶段,患者便会表现出胃肠道功能紊乱的相关症状
[4],表现为恶心、呕吐、腹痛或腹泻等症状。越来越多的研究认为,EHS会大大加剧胃肠道功能紊乱,并且与劳力性热应激的程度成正比,导致肠黏膜通透性增加,伴有内毒素血症
[5]。乌司他丁(ulinastatin,UTI)是一种广谱蛋白酶抑制剂,具有抗炎、稳定溶酶体膜、保护内皮细胞等多重作用,有研究证实UTI在脓毒症、休克等危重症中显示对肠黏膜的保护潜力
[6]。本实验在此基础上,初步探讨UTI对EHS大鼠血浆肠黏膜屏肠损伤标志物及肠道形态学影响,旨在明确UTI对EHS大鼠肠黏膜屏障保护作用并探索量效关系,对推进相应的治疗措施、改善EHS患者的预后具有重要意义。
1 材料与方法
1.1 实验动物
本实验选用成年雄性SD大鼠,其级别为无特定病原体级,周龄为8周,体重范围为225 ~285 g。大鼠均由中国人民解放军总医院医学实验动物中心负责提供,许可证编号0257114。为保证实验动物个体间互不干扰,本次实验的大鼠采用分笼饲养模式。在整个实验进程里,动物的饲养管理以及所有相关实验操作,均严格遵循实验动物伦理与福利的相关规定和要求,以此确保实验的科学性、合理性与伦理性。
本动物实验经解放军总医院伦理委员会审查批准(批准文号:309202011301010)。
1.2 实验试剂与设备
本实验所使用的各类物资来源明确、规格合规,具体如下:环境训练实验室、实验动物运动跑台(国家体育总局体育科学研究所);乌司他丁注射液(广东天普生化医药公司生产,国药准字H19990134);二胺氧化酶(diamine oxidase,DAO)酶联免疫吸附法(enzyme-linked immunosorbent assay,ELISA)试剂盒以及D-乳酸ELISA试剂盒均采购自上海西唐生物科技有限公司;此外,还配备了Powlab28sp生理记录仪、直肠测温探头、定时秒表、生物组织包埋机、组织切片机以及光学显微镜、离心机、EP管、动物解剖实验台及解剖器材。
1.3 EHS动物模型制备
将134只大鼠均进行6 d适应性递增负荷跑台训练,首日速度为10 m/min跑步10 min,次日开始速度每天增加1 m/min,至第6天增至15 m/min,时间固定在30 min。将环境训练实验室的温度精准调控至(40.0±0.5)℃,湿度设定为70%±5%。与此同时,把具备5条跑道的实验动物运动跑台安置于该实验室内,待其预热至符合实验要求的温湿度条件后,对实验大鼠进行标记处理,随后,将大鼠逐一安置于动物跑台的各个独立跑道,启动并开展跑步运动。在此实验阶段,跑台坡度统一设定为0 °,速度恒定维持在15 m/min。实验进行期间,采用专业的体温监测设备,每隔5 min对大鼠的直肠温度进行精准测量,并详细记录大鼠出现发病症状的具体时间。上述监测与记录工作均严格依据实验性热射病诊断标准执行
[7](参考动物热射病诊断标准),以确保实验数据的准确性与可靠性:当大鼠因遭受到高温应激刺激的情况下,其核心体温会升高到42.5 ℃,或者动脉收缩压先升到最高点,接着开始往下降的这个转折时刻,依据实验性热射病诊断标准,可判定该大鼠已发生中度热射病。在本实验研究过程中,将大鼠直肠温度首次达到42.5 ℃的时刻精确记录为发病时间,以此作为后续实验数据分析与评估的重要时间节点
[8-9]。
1.4 动物分组及处理
完成训练的大鼠随即被赋予随机编号,随后借助计算机软件开展分析工作,依据完全随机分组的原则,将所有大鼠划分为4个实验组:分别为空白对照组(Normal-Control组)8例、劳力型热射病组(EHS组)42例、小剂量乌司他丁治疗组(SUTI-EHS组)42例、大剂量乌司他丁治疗组(LUTI-EHS组)42例。空白对照组不做任何处理,置于温度(26±1)℃,湿度60%±5%的环境下1 h。EHS组在造模成功后立即给予2 mL 0.9%氯化钠尾静脉注入。于造模成功之时,SUTI-EHS组即刻通过尾静脉注入的方式给予剂量为2×104 U/Kg UTI。与此同时,LUTI-EHS组在造模成功后也立即经尾静脉注入剂量为5×104 U/Kg UTI。EHS大鼠在造模成功后,停止运动及热应激,给予相应处理后均置于温度(26±1)℃,湿度60%±5%的环境下。
1.5 观察指标及标本采集
观察并记录各组实验大鼠从造模开始到造模成功的一般形态、核心体温(肛温)变化情况。实验分为两部分,第一部分:EHS组和SUTI-EHS组、LUTI-EHS组建模后予以相应尾静脉注入药物处理,随后各取10只大鼠,持续观察并记录其存活时间。待观察周期结束后,依据记录数据计算大鼠在8 h时间节点内的病死率;第二部分:Normal-Control组静置1 h后,其余EHS组、SUTI-EHS组和LUTI-EHS组大鼠随机分为4组,分别在30 min、2 h、4 h、6 h这4个时间节点,采用浓度为10%的水合氯醛作为麻醉剂,按照300 mg/kg的给药剂量,对各组大鼠实施腹腔注射麻醉操作。待完成注射后,使用止血钳夹持大鼠尾部,观察大鼠反应。当大鼠对夹尾刺激无任何反应时,判定其已达到适宜麻醉深度,此时将大鼠以仰卧位妥善固定于手术台上,为后续实验操作做好准备。对实验大鼠实施左侧颈外静脉置管术,通过该置管通道采集血液样本5 mL并置于生化管内妥善保存。完成采血后,对实验动物进行系统解剖,开展肠道组织取材工作。选取回肠末端为参照点,在其近心端5 cm处,使用无菌器械剪取长度为10 cm的肠段。随后,采用生理盐水对该肠段进行缓慢灌注,为了能够彻底清除小肠内部所残留的内容物。而后切取一小段肠管组织样本,随即迅速将其转移至预先盛装足量甲醛固定液的普通小瓶内,而后样本将作为后续苏木精―伊红(hematoxylin and eosin staining,HE)染色分析的关键实验材料,以观察肠道组织的病理学变化。
1.6 肠黏膜通透性及肠黏膜形态的观察
空白对照组静置1 h后,以及随机分为4组的EHS组、SUTI-EHS组和LUTI-EHS组大鼠,在各时间点(30 min、2 h、4 h、6 h),取血5 mL经离心(1 500 r/min,15 min),取上层血清用ELISA检测血清中DAO、D-乳酸水平,严格按说明书要求操作。小肠组织蜡块常规制备成5 μm厚的组织切片,HE染色,于每张切片中随机选取3个光镜视野(放大倍数为×100),依据Chiu′s法
[10]所制定的损伤分级标准进行评估。在该分级体系中,评分与损伤严重程度呈正相关,即评分数值越高,意味着组织所遭受的损伤越严重。其评判标准如下,0分:表现为黏膜绒毛处于正常状态;1分:可见上皮下间隙增大,此现象通常出现在绒毛的尖端部位,且常伴有毛细血管淤血的情况;2分:上皮下间隙出现扩张,上皮层与固有层呈现中度分离状态;3分:绒毛两侧的上皮层大量与固有层分离,同时部分绒毛顶端出现损害;4分:绒毛受到损害且伴有固有层毛细血管暴露,同时能够观察到固有层的细胞成分有所增加;5分:固有层出现破损、不完整的情况,伴有出血和溃疡形成。
1.7 统计学方法
应用SPSS 17.0统计软件分析数据。正态分布的计量资料以(±s)表示,多组间比较采用单因素方差分析,组间两两比较采用Dunnett-t检验,多时间点计量资料的比较采用重复测量方差分析;计数资料以例数(%)表示,组间比较采用χ2检验;球形假设不满足时,采用 Greenhouse-Geisser 法进行校正。P<0.05为差异有统计学意义。
2 结 果
2.1 一般状态观察
在实验观察中,空白对照组的大鼠表现出正常的行为模式,其反应灵敏,当受到外界刺激时,能够迅速作出明显且有效的逃避行为。与之形成鲜明对比的是,经过造模处理后的EHS大鼠,精神状态极差,其口唇出现紫绀现象,呼吸变得深大且急促,腹部紧紧地贴附在跑道上,失去了自主活动的能力。在受到刺激时,这些大鼠没有表现出明显的逃避行为,与空白对照组大鼠的反应差异显著。
2.2 存活时间、病死率
3组大鼠存活只数逐渐增加(EHS组=0只,SUTI-EHS组=5只,LUTI-EHS组=7只),EHS组大鼠全部在8 h内死亡,平均存活时间仅为(3.705±1.849)h,UTI干预显著改善了预后,SUTI-EHS组与LUTI-EHS组的平均存活时间分别延长至(6.618±3.169)h与(9.748±5.551)h,8 h病死率分别降至50%与30%,与EHS组相比差异均有统计学意义(
P<0.05)。大剂量组在存活时间、降低病死率方面表现出优于小剂量组的趋势。见
表1。
2.3 各组大鼠血清DAO、D-乳酸浓度检测
2.3.1 血清DAO变化
EHS组大鼠造模后DAO水平显著升高,0.5 h达峰,随后逐渐下降,各时间点均高于对照组,LUTI-EHS组和SUTI-EHS 组DAO水平均低于同期EHS组,3组中组间(
F=4.166,
P=0.016)、时点间(
F=4.082,
P=0.032)差异均有统计学意义,组间·时点间交互作用差异无统计学意义(
P=0.564)。见
表2。
2.3.2 血清D-乳酸变化
EHS组大鼠造模后D乳酸水平显著升高,0.5 h达峰,随后逐渐下降,各时间点均高于对照组,LUTI-EHS组和SUTI-EHS 组D乳酸水平均低于同期EHS组,3组中D乳酸水平组间(
F=5.294,
P=0.004)、时点间(
F=6.290,
P=0.003)差异均有统计学意义,组间·时点间交互作用差异无统计学意义(
P=0.616)。见
表3。
2.4 小肠组织形态观察
Normal-Control组肠黏膜绒毛结构完整、排列整齐。EHS组大鼠小肠组织呈现典型损伤:具体表现为肠上皮绒毛顶端上皮出现大面积的脱落与坏死现象,绒毛间质显著增宽,同时伴有大量炎性细胞的浸润。与之形成鲜明对比的是,采用2种不同剂量UTI进行治疗的组别,其大鼠肠黏膜的损伤程度相较于EHS组明显减轻,表现为肠上皮绒毛顶端上皮脱落、坏死减少,上皮完整性得到较好维持,但仍可见炎性细胞浸润、血管扩张等,其中LUTI-EHS组的改善最为显著,提示UTI治疗对EHS造成的肠黏膜损伤有部分减轻作用。见
图1。
2.5 肠黏膜损伤评分
通过定量分析评估肠黏膜损伤程度,结果显示,EHS组大鼠的肠黏膜损伤Chiu′s评分处于最高水平,与之相比,SUTI-EHS组和LUTI-EHS组的肠黏膜损伤评分均降低,提示采用UTI进行治疗能够在一定程度上改善EHS大鼠的肠黏膜组织损伤状况。见
表4。
3 讨 论
热射病的病理生理核心是热应激直接导致的细胞毒性、全身炎症反应综合征和多器官功能障碍综合征
[11]。越来越多研究
[12-13]证实胃肠道黏膜屏障功能受损在热射病的发病机制中具有重要作用,肠道被视为“发动机”和“放大器”
[14]。在热射病的发病进程中,机体遭受来自环境因素或劳力性活动所引发的热应激刺激,此刺激会激活机体的热休克反应以及体温调节机制,进而引发内脏血流的重新分布,与此同时体内核心温度持续升高,肠道作为对缺血缺氧较为敏感的器官,率先出现缺血缺氧的现象,导致肠道组织发生水肿现象,细胞间的连接结构被打开,屏障功能遭受损害,最终一系列病理生理改变致使肠道黏膜出现损伤
[15],上皮细胞发生凋亡,肠道的渗漏情况加剧。随着肠黏膜屏障受损,肠腔内的细菌和毒素发生易位经门静脉循环入血,引发内毒素血症,诱导瀑布样炎症反应,出现全身炎症反应综合征和多器官功能障碍综合征,并对肠道产生二次打击
[16-17]。
在本研究中,为客观地评估肠黏膜屏障的通透性状况,最终选取了DAO以及D-乳酸这2个指标作为观察对象,同时对小肠组织进行病理学检查与Chiu′s损伤评分。DAO是一种具备高活性的细胞内酶,在机体处于正常生理状态时,血液中的DAO含量极低,然而,一旦肠黏膜上皮细胞遭受损伤,细胞内的DAO释放量会显著增加,这些释放出的DAO可通过肠细胞间隙、淋巴管以及血液循环等途径进入血浆,引起血浆中DAO活性的升高
[18]。值得注意的是,DAO在外周血中的活性表现出相对稳定的特征,这一特性为其作为生物标志物提供了重要基础。该指标不仅特异性强、灵敏度高,而且可以精准地反映肠屏障受损的严重程度
[19-20]。D-乳酸作为肠道细菌发酵过程中所生成的代谢产物,在机体正常的生理状态下,因肠黏膜生物屏障具备完整的结构与功能,可有效阻隔D-乳酸,使其无法透过该屏障进入血液循环系统。然而,一旦肠黏膜生物屏障遭受损伤,其通透性随之增大,此时D-乳酸便能够突破受损的肠黏膜,进入血液之中,进而导致血液中D-乳酸水平发生改变。所以血液中D-乳酸的水平变化可作为间接反映肠黏膜通透性改变的重要指标
[21-22]。本研究结果显示,在EHS大鼠发病之后,对其血清进行检测发现,DAO以及D-乳酸这2项指标均呈现出显著升高的态势,提示EHS大鼠肠黏膜屏障受损、通透性显著升高。另外,通过观察肠黏膜病理并进行损伤分级,发现EHS大鼠肠上皮绒毛有部分坏死脱落,绒毛间质增宽,炎性细胞浸润,以及固有层充血,可观察到固有层的细胞成分增加。上述结果从组织病理上和生物化学方面均证实了,EHS大鼠在发病早期存在肠黏膜屏障的损伤,该结果与目前国内外研究相一致
[23-24]。
对于热射病的防治,除“快速降温”这一首要措施外,将“维护肠黏膜屏障完整性”作为核心治疗策略,对于遏制肠源性内毒素血症与细菌移位的发生,具有重要临床意义。UTI属于广谱型胰蛋白酶抑制剂,在生物医学范畴内展现出多元且关键的生物学活性。它具有抑制蛋白酶活性、稳定溶酶体膜、清除氧自由基、抑制炎症介质的过度释放、改善微循环等多种生物学活性
[25-26]。UTI在脓毒症、休克等临床危重症的治疗进程中,展现出多方面的积极治疗效应,具体涵盖抑制炎症反应进程、减轻氧化应激损伤、优化局部微循环状态以及降低细胞凋亡发生率等
[27-28]。近年来大量研究聚焦于UTI对肠道黏膜的保护机制,从现有的研究数据和成果来看已经有确凿的证据可以证实UTI对多种疾病导致的肠黏膜损伤有着明显的保护作用。有研究
[29]显示UTI不仅能缓解脓毒症大鼠肠黏膜组织损伤,并上调肠道紧密连接蛋白(如闭合蛋白)的表达,从功能和结构2方面修复肠黏膜屏障。靳高超等
[30]的研究验证了UTI可降低血清DAO水平、减轻大鼠肠黏膜病理损伤。一项最新研究
[31]显示,UTI通过抑制脓毒症小鼠肠道组织中Toll样受体4(Toll-like receptor 4,TLR4)/髓样分化因子88(myeloid differentiation factor 88,MyD88)/核因子κB(nuclear factor-κB,NF-κB)通路活化,阻断该通路介导的炎症级联反应,减轻肠道炎症、保护肠黏膜屏障结构与功能,进而改善小鼠预后。Gould等
[32]对近期EHS患者进行了系统评估,发现热不耐受个体表现出更高的肠道炎症标志物水平,为理解EHS后肠道功能改变提供了临床依据。Wang等
[33]研究发现,UTI通过激活核因子E2相关因子2(nuclear factor erythroid 2-related factor 2,Nrf2)通路提升谷胱甘肽过氧化物酶等抗氧化酶活性,降低丙二醛等氧化产物水平,减轻胰腺炎引发的肠道氧化应激,保护肠黏膜细胞结构完整,同时UTI可上调紧密连接蛋白(闭合蛋白、紧密连接蛋白1)表达,改善肠黏膜紧密连接结构,减少肠黏膜通透性标志物DAO、D-乳酸释放,降低肠道细菌移位风险,从而有效改善了急性胰腺炎大鼠的胃肠黏膜损伤情况。曹才文等
[34]研究显示,UTI可减轻非劳力型大鼠肠黏膜屏障损伤,降低了血浆DAO活性与D-乳酸浓度。本研究发现,不同UTI干预组DAO、D-乳酸总体水平整体升高后逐渐下降特征,在发病早期存在统计学差异,而组间·时点间交互效应差异无统计学意义提示UTI干预未改变DAO、D-乳酸的时间变化趋势,仅影响其幅度。因此发病初期LUTI-EHS组的降低更显著,有效缓解了肠黏膜通透性的增高,在发病初期UTI保护作用最显著,推测可能于UTI通过抗炎、抗氧化等机制发挥作用有关。与EHS组相比,UTI组小肠黏膜绒毛水肿、坏死脱落现象减轻,炎性细胞浸润减少,病理学Chiu′s评分较EHS组明显降低,缓解EHS所致的肠黏膜屏障功能的破坏,阻止了病情的进一步恶化
[35]。
综上所述,本研究主要观察了EHS大鼠肠黏膜屏障的损害,结果发现EHS破坏肠上皮绒毛,导致绒毛间质增宽、炎性细胞浸润等,进而导致肠黏膜通透性升高,且UTI对EHS大鼠受损的肠黏膜屏障展现出了一定的保护效应,尤其在发病初期。本研究的不足之处在于样本量小,且未直接检测全身或局部炎症因子水平,未能完整描绘从肠道损伤到全身炎症反应的实时动态变化。未来的研究将重点扩大样本量,监测细胞因子谱系变化,并可能结合中和抗体等工具,进一步明确特定炎症通路在本模型肠道损伤―多器官衰竭链条中的核心作用,从而更精准地验证乌司他丁等药物的干预靶点。