硒对膜荚黄芪镉胁迫的缓解机制解析

Analysis of the Alleviating Mechanism of Selenium on Cadmium Stress in Astragalus membranaceus

摘要

为了揭示硒（Se）对膜荚黄芪（Astragalus membranaceus）镉（Cd）胁迫的缓解机制，以传统药用植物膜荚黄芪为材料，利用水培技术综合研究了离子拮抗作用、抗氧化酶系统、重金属螯合物以及异黄酮在Se缓解Cd胁迫中的作用。结果表明：10 μmol·L^-1 Se显著改善了50 μmol·L^-1 Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗生长状况并减轻了植株的活性氧积累水平以及膜脂过氧化水平。Cd处理下Se添加显著降低了膜荚黄芪各部位Cd含量，同时Cd添加也显著降低了各部位Se含量，说明膜荚黄芪在Se与Cd的吸收上具有明显的拮抗作用。抗氧化酶活性测定结果显示，Se添加降低了Cd胁迫下膜荚黄芪各部位过氧化物酶（POD）、超氧化物歧化酶（SOD）、抗坏血酸过氧化物酶（APX）、过氧化氢酶（CAT）和谷胱甘肽还原酶（GR）活性，通过相关性分析发现多种抗氧化酶活性与{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{•-}含量具有显著正相关关系，暗示抗氧化酶活性的变化更多的是与植物体内活性氧水平相适应的结果。此外，Se添加也降低了Cd处理下膜荚黄芪各部位非蛋白巯基和金属硫蛋白含量，且两者在各部位的含量与对应Cd含量呈现出良好的正相关，表明重金属螯合物含量是由各部位Cd含量所调节的。与抗氧化酶和金属硫蛋白不同，Se添加显著提高了Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗根系中3种异黄酮成分的含量。进一步对异黄酮合成途径关键酶基因CHS、IFS、I3′H、IOMT和UCGT表达水平进行研究，发现Se明显上调了Cd处理下所有酶基因的表达水平。综上，Se通过吸收过程中与Cd的拮抗作用降低了Cd处理下膜荚黄芪幼苗中的Cd含量，降低了植物受胁迫程度，同时通过上调异黄酮等次生代谢物质合成，提高了植物对Cd胁迫的耐性。

Abstract

In order to reveal the mechanism of selenium alleviating the cadmium stress in Astragalus membranaceus， the traditional medicinal plant A. membranaceus was used as materials， and the roles of ion antagonism， antioxidant enzyme system， heavy metal chelates and isoflavones in alleviating the Cd stress by Se were clarified comprehensively using hydroponic cultivation method. The results showed that 10 μmol·L^-1 Se significantly improved the growth of A. membranaceus seedlings under 50 μmol·L^-1 Cd stress， and reduced the accumulation of reactive oxygen species and membrane lipid peroxidation levels. The addition of Se significantly reduced the Cd content in all parts of A. membranaceus under Cd treatment. Meanwhile， the addition of Cd also reduced the Se content， indicating that it has a significant antagonistic effect on the absorption of Se and Cd. Se reduced the activities of POD， SOD， APX， CAT and GR in all parts of A. membranaceus under Cd stress. Correlation analysis showed that various antioxidant enzymes activities were significantly positively correlated with {\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{•-} content， suggesting that the changes of antioxidant enzyme activity were more adapted to the level of reactive oxygen species in the plants. In addition， the addition of Se also reduced the content of non-protein sulfhydryl groups and metallothionein in all parts of A. membranaceus exposed to Cd treatment， and the contents showed a good positive correlation with the Cd content in corresponding part， indicating that the content of heavy metal chelates was regulated by the Cd content in various parts. Unlike antioxidant enzymes and metallothionein， the contents of three isoflavone components were significantly increased by Se addition in the roots of A. membranaceus seedlings under Cd stress. Furthermore， the expression levels of key enzyme genes in the isoflavone synthesis pathway， including CHS， IFS， I3'H， IOMT and UCGT， were significantly upregulated by Se under Cd stress. In summary， Se decreased the content of Cd in A. membranaceus seedlings under Cd treatment by antagonizing Cd during the absorption process， and reduced the degree of plant stress. At the same time， Se improved the tolerance of plant to Cd stress by upregulating the synthesis of secondary metabolites such as isoflavones.

Graphical abstract

关键词

硒 / 镉胁迫 / 缓解 / 膜荚黄芪 / 异黄酮

Key words

selenium / cadmium stress / alleviation / Astragalus membranaceus / isoflavone

膜荚黄芪（Astragalus membranaceus）属于豆科（Fabaceae）植物，是我国传统药用植物黄芪的基原植物之一^［1］，其体内含有的异黄酮等活性成分具有提高免疫功能、抗感染、抗氧化以及改善心血管功能等生理活性^［2-4］。土壤中的镉（Cd）主要来源于采矿行业、电镀行业、冶金行业、含Cd废物燃烧以及含Cd农药和化肥的使用^［5］。根据2014年《全国土壤污染状况调查公报》公布的结果，我国土壤Cd污染的情况比较严重，点位超标率达7.0%^［6］。有些人工栽培膜荚黄芪的土壤已经被Cd污染，使得我国很多黄芪产区生产的药材已经出现了Cd超标的情况^［7］。Cd对于植物来说是一种非必需元素，其对植物具有较高的毒性，可以抑制植物根系和地上部生长、扰乱植物矿质养分和水分吸收、对植物产生氧化胁迫损伤、抑制植物光合作用等，最终会导致减产甚至死亡^［8-10］。

大量研究^［11-12］表明低浓度硒（Se）对植物生长具有促进作用，并且对提高植物对非生物胁迫的耐受程度具有积极作用。近年来，Se对包括Cd在内的重金属胁迫的缓解作用研究越来越多，且对Se缓解Cd胁迫的机制有了一定了解，主要包括改善植物光合作用、调节植物矿质营养元素平衡、提高植物抗氧化能力和降低植物体内Cd的含量等^［10］。根据已有的研究结果，可以推测施加外源Se可在一定程度上缓解Cd污染土壤上膜荚黄芪所遭受的Cd胁迫，但膜荚黄芪是一种次生代谢发达的药用植物，Se缓解膜荚黄芪Cd胁迫的机制可能与以往的研究结果存在不同。因此，开展膜荚黄芪Cd胁迫缓解机制及Cd污染土壤上低Cd黄芪生产方法的研究具有非常重要的理论和实践意义。

本研究以膜荚黄芪为材料，在水培条件下，研究Se对Cd胁迫下膜荚黄芪根系和地上部Cd含量、抗氧化酶活性、重金属螯合物含量以及次生代谢产物异黄酮合成积累情况的影响，以期了解Se对膜荚黄芪Cd胁迫缓解可能的生理机制。

1 材料与方法

1.1　试验材料

膜荚黄芪种子购自河北省安国市元泰药用植物种子站。毛蕊异黄酮、毛蕊异黄酮苷、刺芒柄花素和刺芒柄花苷标准品均购自上海纯优生物科技有限公司。色谱级甲醇和乙腈购于北京百灵威化学有限公司；Cd和Se标品购于国家有色金属及电子材料分析测试中心；去离子水（电阻率高于18.2 MΩ·cm^-1）取自Milli-Q水纯化系统（Millipore，USA）。

1.2　试验方法

1.2.1　膜荚黄芪幼苗培养及处理

膜荚黄芪幼苗培养按照马月花等^［13］的方法。种子在体积分数10%次氯酸钠中浸泡2 min消毒，然后用自来水冲洗3 min。消毒后的种子在去离子水中吸胀12 h后播种于湿润的蛭石中。等膜荚黄芪生长至4~5 cm高时，选择地上部和根系长度较为一致的幼苗移栽到装满Hoagland营养液 （pH=5.5）的黑色塑料盒中培养。培养条件：温度30 ℃/20 ℃（白天14 h/黑夜10 h），白天光照强度为400 μmol·m^-2·s^-1；相对湿度60%~70%。培养 3周后，对膜荚黄芪幼苗进行不同的处理：对照（CK）、50 μmol·L^-1 CdCl₂处理（50Cd）、10 μmol·L^-1 SeSO₃处理（10Se）、50 μmol·L^-1 CdCl₂+10 μmol·L^-1 SeSO₃处理（50Cd+10Se）。每个处理设置3个重复，每个重复包括10株膜荚黄芪幼苗。处理时间为7 d，期间每2 d更换处理液。处理结束后收获黄芪幼苗根系和地上部，并在部分研究中将地上部分为顶部、中部和基部3个部分。

1.2.2　伸长生长和生物量测定

处理前后分别使用直尺（精度为1 mm）测定膜荚黄芪地上部和根系的长度，处理期间地上部和根系长度的变化即为伸长生长量。

处理结束后，将膜荚黄芪从茎基部分为根系和地上部两部分，使用吸水纸去除表面水分后称质量。

1.2.3　MDA含量测定

膜荚黄芪地上部和根系中丙二醛含量的测定使用硫代巴比妥酸（TBA）法^［14］。

1.2.4　Cd和Se含量测定

样品中元素含量测定参照马月花等^［13］的方法。处理结束后，收获膜荚黄芪幼苗根系和地上部上部、中部和基部，用去离子水将各部分冲洗干净，使用吸水纸除去表面水分后80 ℃恒温干燥。将干燥后的样品磨碎且全部通过180 μm筛网，然后准确称取0.300 0 g放入消煮管中，并加入10 mL硝酸-高氯酸混合液（体积比5∶1）消煮，直至消煮液澄清透明。消煮结束后，消煮管内加入5 mL体积分数2%硝酸并温浴后转移至25 mL容量瓶中，用2%硝酸溶液定容。

溶液样品中Cd和Se元素含量使用电感耦合等离子发射光谱仪（ICP-OES Optima 8000）测定，含量由各元素标准曲线计算得出。

1.2.5　活性氧含量测定

膜荚黄芪幼苗地上部各部位以及根系中H₂O₂含量采用Saidi等^［15］的方法测定，{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{•-}含量采用李忠光等^［16］的方法测定。

1.2.6　抗氧化酶活性测定

膜荚黄芪幼苗地上部各部位以及根系中过氧化物酶（POD）、超氧化物歧化酶（SOD）、抗坏血酸过氧化物酶（APX）、过氧化氢酶（CAT）和谷胱甘肽还原酶（GR）提取和活性测定参照Jiang等^［17］的方法。

1.2.7　非蛋白巯基和金属硫蛋白含量测定

膜荚黄芪幼苗地上部各部位以及根系中非蛋白巯基含量采用Keltjens等^［18］的方法测定，金属硫蛋白含量采用银饱和分析法^［19］测定。

1.2.8　异黄酮含量测定

膜荚黄芪中异黄酮提取参照马月花^［20］的方法。取膜荚黄芪幼苗根系干燥后样品0.50 g，加入10 mL体积分数80%乙醇超声提取45 min（100 Hz，40 ℃），过滤后将残渣再用10 mL溶剂提取1次， 合并2次提取液。使用真空离心浓缩仪将提取 液浓缩至干，用1 mL甲醇复溶样品，14 000 r·min^-1离心10 min，取上清液置于冰箱中-20 ℃保存备用。

样品中异黄酮含量使用超高效液相色谱-质谱联用仪测定，具体色谱和质谱条件等按照杨楠等^［1］的方法进行。

1.2.9　异黄酮合成关键酶基因的qRT-PCR分析

膜荚黄芪幼苗根系RNA的提取按照Trizol试剂盒说明书进行，然后参照反转录试剂盒（TOYOBO，Japan）说明书合成cDNA第一链，qRT-PCR使用SYBR Premix Ex Taq（TaKaRa，Japan），反应体系为25 μL：12.5 μL 2.5×RealMasterMix/20×SYBR solution、2.0 μL模板cDNA、1.0 μL正义端引物、1.0 μL反义端引物以及8.5 μL超纯水。使用的特异性引物见表1。PCR反应条件：94 ℃ 30 s，56 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s，整个过程进行35个循环^［1］。

1.3　数据处理

文中所列数据均为3次重复的平均值，使用 SPSS统计软件（19.0，IBM）对试验数据进行显著性分析和相关性分析，使用SigmaPlot软件（14.0，Systat Software）对数据作图，图中标示的不同字母代表指标在处理间具有显著差异（P<0.05）。

2 结果与分析

2.1　Se对膜荚黄芪幼苗Cd胁迫的缓解作用

与无Cd处理相比，50 μmol·L^-1 Cd对处理期间膜荚黄芪幼苗生长产生了明显的阻碍效应，其对地上部和根系伸长生长抑制率分别达到60%和50%（见图1）。10 μmol·L^-1 Se的添加明显减轻了Cd处理期间膜荚黄芪地上部和根系伸长生长受抑制情况。与Cd处理相比，其地上部和根系的伸长生长分别增加了82%和42%。此外，不同处理下地上部和根系鲜质量变化也呈现与伸长生长相同的趋势（见图1）。

此外，与对照相比，50 μmol·L^-1 Cd处理明显增加了黄芪幼苗地上部和根系组织中MDA含量，而10 μmol·L^-1 Se的添加则逆转了这种变化，使其地上部和根系组织中MDA含量恢复到了与对照相同的水平（见图2）。

2.2　Se对Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗Cd含量的影响

50 μmol L^-1 Cd处理后膜荚黄芪植株各部位均积累了大量的Cd，且其浓度随着各部位与根系距离变远而逐渐降低，地上部中部、基部以及根系中Cd含量分别为地上部幼嫩部位含量的6倍、24倍和86倍（见图3）。Se的添加显著降低了各部位Cd的积累，且各部位的降低程度与其Cd的浓度高低相反，地上部幼嫩部位Cd浓度的降低幅度达到了47%。Se和Cd同时处理下膜荚黄芪植株各部位Se含量都明显低于同浓度Se单独处理。

2.3　Se对Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗氧化胁迫水平的影响

与对照相比较，50 μmol·L^-1 Cd处理大幅增加了膜荚黄芪植株各部位{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}含量，其中地上部上部、中部和基部分别增加了1.3倍、1.2倍和1.3倍，根系则增加了2.3倍（见图4）。虽然单独10 μmol·L^-1 Se处理也不同程度地增加了膜荚黄芪幼苗地上部各部分和根系中{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}含量，但是在Cd处理下相同浓度的Se显著降低了膜荚黄芪植株各部位{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}的含量。与Cd处理相比，Se对地上部幼嫩部位{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}含量的降低幅度最大，为28%；而地上部基部的降低幅度最小，为20%。

与{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}含量变化趋势相似，Cd处理也显著提高了膜荚黄芪植株各部位H₂O₂含量，不过其变化程度在各部位都明显低于{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}（见图4），只有地上部幼嫩部位的增加幅度超过100%，地上部其余部位和根系的升高程度介于16%~67%。Cd处理下Se添加同样降低了膜荚黄芪植株各部位H₂O₂含量，其降低程度表现出自植株上部向下部逐渐增加的趋势，根系中H₂O₂含量比Cd处理下降低了74%。

与对照相比，50 μmol·L^-1 Cd处理使膜荚黄芪幼苗各部位POD、SOD、APX、CAT和GR活性都发生了明显升高，且同种抗氧化酶活性在不同部位间升高幅度存在较大差异（见图5）。其中，GR活性在各部位的升高幅度最大，比对照升高了1.9倍。单独Se处理引起膜荚黄芪幼苗各部位5种抗氧化酶活性不同程度地升高，但其升高幅度远低于Cd处理。Cd处理下Se添加则引起5种抗氧化酶活性降低，甚至多种抗氧化活性降至与对照相同的水平。

经过对{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}和H₂O₂与5种抗氧化酶活性之间进行相关性分析，发现{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}与POD、SOD、APX和GR活性之间均存在显著正相关，而H₂O₂与5种抗氧化酶活性之间没有发现显著相关关系（见表2）。

2.4　Se对Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗重金属螯合物含量的影响

在对照条件下，膜荚黄芪幼苗植株各部位 均含有一定量的非蛋白巯基和金属硫蛋白。 50 μmol L^-1 Cd处理后各部位的非蛋白巯基和金属硫蛋白含量都出现了明显升高，其中金属硫蛋白在各部位的变化程度均在1.2倍~1.6倍；而非蛋白巯基的变化程度则在各部位间表现出较大差异，Cd处理后地上部幼嫩部分、中部、基部和根系中非蛋白巯基含量分别是对照的1.9倍、3.1倍、6.0倍和3.5倍（见图6）。

单独Se处理对膜荚黄芪幼苗各部位中非蛋白巯基和金属硫蛋白含量的影响不大，仅在个别部位引起了较小幅度的升高。

Cd处理下Se添加显著降低各部位非蛋白巯基和金属硫蛋白含量，特别是地上部中部和基部非蛋白巯基含量比单独Cd处理降低了53%和43%。此外，线性拟合分析发现膜荚黄芪各部位中金属硫蛋白含量与其Cd含量具有明显线性关系，而非蛋白巯基则只在地上部各部位中才具有这种关系。

2.5　Se对Cd胁迫下膜荚黄芪幼苗异黄酮生物合成的影响

与对照相比，50 μmol·L^-1 Cd处理显著促进了膜荚黄芪根系中代表性异黄酮的积累，芒柄花苷、毛蕊异黄酮和毛蕊异黄酮苷含量分别增加了44%、146%和76%（见图7）。Cd胁迫下Se添加进一步提高了膜荚黄芪根系中各异黄酮成分含 量，特别是芒柄花苷含量比单独Cd胁迫下升高 了94%。

通过对膜荚黄芪根系中异黄酮合成途径关键酶基因表达情况的研究，发现CHS、IFS、I3′H、IOMT和UCGT表达均为Cd处理所诱导，各基因相对表达水平为对照的1.6~5.2倍，其中IOMT表达水平变化最为明显（见图7）。Se加入进一步促进了膜荚黄芪根系各基因表达水平的升高，其中I3′H表达水平比单独Cd处理下提高了5.1倍。

3 讨论

3.1　Se对膜荚黄芪Cd胁迫具有缓解效果

作为一种生物毒性较高的重金属，Cd对植物生长具有很强的抑制作用。本研究中，Cd处理显著抑制了膜荚黄芪幼苗根系和地上部伸长生长和生物量积累，这与马月花等^［13］前期的研究结果一致。虽然Se是植物生长非必需元素，但是对生菜（Lactuca sativa var. ramosa）、油菜（Brassica rapa var. oleifera）、豌豆（Pisum sativum）、大麦（Hordeum vulgare）等多种植物的研究表明Se对植物Cd胁迫具有缓解效果^［21-24］。本研究中，50 μmol·L^-1 Cd处理下10 μmol·L^-1 Se添加明显促进了膜荚黄芪根系和地上部生长，这与上述研究结果一致。

3.2　Se降低膜荚黄芪对Cd的吸收并减轻了氧化胁迫

虽然在少数条件下添加Se会增加植物中Cd的积累水平^［25］，但是绝大多数研究^{［21，26］}结果都显示Se可以降低植物对Cd的吸收和转运能力。与多数研究结果相同，本研究发现Cd胁迫下Se添加显著降低了膜荚黄芪各部位Cd含量。此外，本研究结果显示在膜荚黄芪中Cd和Se的吸收具有明显的相互拮抗作用，说明Se可以通过限制进入膜荚黄芪各部位Cd的数量来降低其毒害作用。Se对植物Cd吸收和转运的抑制作用与Se可以促进植物细胞壁中果胶、半纤维素、纤维素和木质素合成有关，这些细胞壁组分合成增加改变了细胞壁结构，从而增加了Cd在细胞壁的封存^［26-27］。

Cd进入植物体后引发严重的氧化损伤是其导致植物生长受抑制的重要原因之一^［28］，大部分研究^［29-31］都认为Se可以显著提高植物抗氧化酶系统活性，特别是GR活性，从而有效减轻因Cd胁迫而引起的氧化损伤，是多数植物中Se缓解Cd胁迫主要机制之一。本研究中，虽然单独Se处理确实明显提高了膜荚黄芪各部位POD、SOD、APX、CAT和GR抗氧化酶活性并显著降低了活性氧含量，但是Cd胁迫下添加Se后各部位抗氧化酶活性水平却没有进一步升高，且不同处理下膜荚黄芪各部位{\mathrm{O}}_{\mathrm{2}}^{·-}含量与多种抗氧化酶活性之间存在显著正相关。因此，在膜荚黄芪中Se似乎并没有通过提高抗氧化酶系统活性来缓解Cd胁迫，而氧化损伤的降低可能仅仅是由于Cd吸收下降所致。

3.3　重金属螯合物没有在Se降低膜荚黄芪Cd胁迫中发挥作用

重金属螯合物主要包括金属硫蛋白、谷胱甘肽和植物络合素等，它们中含有大量的巯基位点可以与Cd²⁺结合形成螯合物，从而有效降低Cd在植物体内的毒性^［32］。本研究发现Cd处理下膜荚黄芪植株各部位的非蛋白巯基和金属硫蛋白含量均有大幅上升（见图6），说明膜荚黄芪在遇到Cd胁迫时大量合成了重金属螯合物，以最大程度地降低Cd对其毒害作用。在动物中，Se可以通过促进金属硫蛋白等重金属螯合物的合成来降低Cd胁迫危害^［33］，但是在植物中Se是否可以通过此途径缓解Cd胁迫还不甚清楚。本研究发现，Se对金属螯合物合成的影响不明显，并且在Cd胁迫下Se添加并没有进一步促进金属螯合物合成的增加。此外，本研究还发现非蛋白巯基在地上部各部位间与Cd含量存在显著正相关，而金属硫蛋白则在整个植株各部位均与Cd含量存在显著正相关，暗示不同处理下膜荚黄芪植株内重金属螯合物含量的变化可能也主要是由各部位Cd含量变化所主导的。研究结果说明Se并没有通过提高膜荚黄芪体内重金属螯合物质来缓解Cd胁迫，表明动植物在Se缓解Cd胁迫的机制上存在较大差异。

3.4　Se诱导的异黄酮合成增加提高了膜荚黄芪对Cd胁迫的耐性

植物苯丙烷途径产生的包括黄酮类化合物在内的酚酸物质具有很强的抗氧化能力，是植物体内重要的非酶抗氧化物质，在植物抵御多种不良环境条件胁迫中具有积极作用^［34-35］。作为富含异黄酮类物质最为丰富的豆科植物类群之一，黄芪属植物可以通过调控异黄酮代谢提高其对UV-B等胁迫的耐性^［36］，马月花等^［13］的研究结果也显示异黄酮类物质在膜荚黄芪应对Cd胁迫反应中具有重要作用。Se可以明显促进植物次生代谢水平，提高植物体内黄酮类物质含量^［37-39］，且在Se缓解非生物胁迫中扮演了重要角色^［38-39］。因此，推测异黄酮积累的变化可能在Se缓解膜荚黄芪Cd胁迫中具有非比寻常的意义。本研究的结果与推测相符，Cd处理下Se添加进一步增加了膜荚黄芪根系中芒柄花苷、毛蕊异黄酮苷和毛蕊异黄酮含量以及异黄酮生物合成途径关键酶基因CHS、IFS、I3′H、IOMT和UCGT表达水平的升高，表明Se促进了Cd胁迫下膜荚黄芪体内异黄酮物质合成，从而提高了Cd胁迫下膜荚黄芪抗氧化能力，提高了膜荚黄芪对Cd毒害的耐性。

4　结论

本研究认为Se添加通过与Cd吸收间的拮抗作用有效降低了Cd胁迫下膜荚黄芪植株各部位对Cd的吸收，从而减轻了膜荚黄芪对Cd胁迫包括氧化损伤在内的胁迫反应，同时Se还通过上调膜荚黄芪异黄酮类物质的合成，进一步增强了Se对膜荚黄芪Cd胁迫的缓解效果。研究结论对于通过施加Se提升Cd污染土壤上黄芪生产的安全性及提高产量提供了理论和实践指导。

参考文献

[1] 杨楠，王曦，郭晓瑞，等.黄芪种子萌发及萌发后生长过程中黄酮类化合物合成的动态变化［J］.植物研究，2018，38（2）：298-305.

[2] YAN N， WANG X， GUO X R，et al.Variation in flavonoids biosynthesis during seed germination and post-germination growth in Astragalus membranaceus ［J］.Bulletin of Botanical Research，2018，38（2）：298-305.

[3] YAO M C， QI Y， BI K S，et al.A precolumn derivatization high-performance liquid chromatographic method with improved sensitivity and specificity for the determination of Astragaloside Ⅳ in Radix astragali ［J］.Journal of Chromatographic Science，2000，38（8）：325-328.

[4] LEE D Y， NOH H J， CHOI J，et al.Anti-inflammatory cycloartane-type saponins of Astragalus membranaceus ［J］.Molecules，2013，18（4）：3725-3732.

[5] DU H W， ZHAO X L， ZHANG A H，et al.Rapid separation，identification and analysis of Astragalus membranaceus Fisch using liquid chromatography-tandem mass spectrometry［J］.Journal of Chromatographic Science，2014，52（3）：226-231.

[6] LIU J G， LI K Q， XU J K，et al.Interaction of Cd and five mineral nutrients for uptake and accumulation in different rice cultivars and genotypes［J］.Field Crops Research，2003，83（3）：271-281.

[7] 环境保护部，国土资源部.［EB/OL］.（2014-04-17）［2023-12-21］.

[8] Ministry of Environmental Protection of the P.R.C，Ministry of Land and Resources.National survey bulletin on soil pollution status［EB/OL］.（2014-04-17）［2023-12-21］.

[9] 赵蓉.我国8种中药材重金属污染的系统评价［D］.北京：北京中医药大学，2016.

[10] ZHAO R.Systematic evaluation of heavy metal pollution in 8 kinds of Chinese herbals in China［D］.Beijing：Beijing University of Chinese Medicine，2016.

[11] 郭智，黄苏珍，原海燕.Cd胁迫对马蔺和鸢尾幼苗生长、Cd积累及微量元素吸收的影响［J］.生态环境，2008，17（2）：651-656.

[12] GUO Z， HUANG S Z， YUAN H Y.Effects of Cd stress on the development，Cd accumulation and microelements absorption of two species of Iris ［J］.Ecology and Environment，2008，17（2）：651-656.

[13] SEREGIN I V， IVANOV V B.Physiological aspects of cadmium and lead toxic effects on higher plants［J］.Russian Journal of Plant Physiology，2001，48：523-544.

[14] 翟夜雨，黄五星，袁岐山，等.植物镉毒害与硒对镉胁迫的缓解作用研究进展［J］.河南农业大学学报，2023，57（3）：372-382.

[15] ZHAI Y Y， HUANG W X， YUAN Q S，et al.Research progress on plant cadmium toxicity and the alleviation effect of selenium on cadmium stress［J］.Journal of Henan Agricultural University，2023，57（3）：372-382.

[16] JÓŹWIAK W， POLITYCKA B.Effect of selenium on alleviating oxidative stress caused by a water deficit in cucumber roots［J］.Plants，2019，8（7）：217.

[17] 高菲，戴志华，韩丹，等.硒影响植物抗氧化系统的作用与机制［J］.生物技术进展，2017，7（5）：467-472.

[18] GAO F， DAI Z H， HAN D，et al.Effects and mechanisms of selenium on antioxidant system in plants［J］.Current Biotechnology，2017，7（5）：467-472.

[19] 马月花，郭晓瑞，杨楠，等.黄芪幼苗对镉胁迫的生理响应机制［J］.植物研究，2019，39（4）：497-504.

[20] MA Y H， GUO X R， YANG N，et al.Physiological mechanisms in Astragalus membranaceus seedlings responding to cadmium stress［J］.Bulletin of Botanical Research，2019，39（4）：497-504.

[21] HEATH R L， PACKER L.Photoperoxidation in isolated chloroplast：I.Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation［J］.Archives of Biochemistry and Biophysics，1968，125（1）：189-198.

[22] SAIDI I， CHTOUROU Y， DJEBALI W.Selenium alleviates cadmium toxicity by preventing oxidative stress in sunflower（Helianthus annuus） seedlings［J］.Journal of Plant Physiology，2014，171（5）：85-91.

[23] 李忠光，龚明.植物中超氧阴离子自由基测定方法的改进［J］.云南植物研究，2005，27（2）：211-216.

[24] LI Z G， GONG M.Improvement of measurement method for superoxide anion radical in plant［J］.Acta Botanica Yunnanica，2005，27（2）：211-216.

[25] JIANG M Y， ZHANG J H.Water stress-induced abscisic acid accumulation triggers the increased generation of reactive oxygen species and up-regulates the activities of antioxidant enzymes in maize leaves［J］.Journal of Experimental Botany，2002，53（379）：2401-2410.

[26] KELTJENS W G， VAN BEUSICHEM M L.Phytochelatins as biomarkers for heavy metal stress in maize（Zea mays L.） and wheat（Triticum aestivum L.）：Combined effects of copper and cadmium［J］.Plant and Soil，1998，203（1）：119-126.

[27] 张保林，盛湘蓉，刘兴军，等.金属硫蛋白测定方法：银饱和分析法［J］.药物生物技术，1996（1）：31-33.

[28] ZHANG B L， SHENG X R， LIU X J，et al.Determination of metallothionein by silver saturation assay［J］.Pharmaceutical Biotechnology，1996（1）：31-33.

[29] 马月花.黄芪幼苗对硒、镉处理的响应以及硒缓解镉胁迫的机理研究［D］.哈尔滨：东北林业大学，2019.

[30] MA Y H.Response of Astragalus membranaceus L.seedlings to treatments of selenium and cadmium and mechanism of selenium relieving cadmium stress［D］.Harbin：Northeast Forestry University，2019.

[31] 吕选忠，宫象雷，唐勇.叶面喷施锌或硒对生菜吸收镉的拮抗作用研究［J］.土壤学报，2006，43（5）：868-870.

[32] LÜ X Z， GONG X L， TANG Y.Antagonistic effect of foliar application of Se or Zn on absorption of Cd in lettuce［J］.Acta Pedologica Sinica，2006，43（5）：868-870.

[33] 王立新，郁建锋，张海芸，等.硒对镉胁迫下豌豆幼苗生长发育的影响［J］.安徽农业科学，2009，37（24）：11502-11504.

[34] WANG L X， YU J F， ZHANG H Y，et al.Effects of Se on growth and development of pea under Cd stress［J］.Journal of Anhui Agricultural Sciences，2009，37（24）：11502-11504.

[35] 孙红艳，李文斌，王小云，等.硒对大麦镉毒害的缓解效应研究［J］.广东农业科学，2014，41（16）：9-13.

[36] SUN H Y， LI W B， WANG X Y，et al.Mitigative effect of selenium on the cadmium toxicity in barley［J］.Guangdong Agricultural Sciences，2014，41（16）：9-13.

[37] 屈婵娟，吴志超，赵小虎，等.硒对镉胁迫下不同基因型油菜镉积累、光合特性及抗氧化活性的影响［J］.农业资源与环境学报，2015，32（5）：490-497.

[38] QU C J， WU Z C， ZHAO X H，et al.Effects of selenium（Se） on cadmium（Cd） accumulation，photosynthetic characteristics and activities of antioxidant enzymes in different genotypes of rape under cadmium（Cd） stress［J］.Journal of Agricultural Resources and Environment，2015，32（5）：490-497.

[39] YU Y， WAN Y N， WANG Q，et al.Effect of humic acid-based amendments with foliar application of Zn and Se on Cd accumulation in tobacco［J］.Ecotoxicology and Environmental Safety，2017，138：286-291.

[40] YU Y， FU P N， HUANG Q Q，et al.Accumulation，subcellular distribution，and oxidative stress of cadmium in Brassica chinensis supplied with selenite and selenate at different growth stages［J］.Chemosphere，2019，216：331-340.

[41] YU H Y， GUO J Y， LI Q，et al.Characteristics of cadmium immobilization in the cell wall of root in a cadmium-safe rice line（Oryza sativa L.）［J］.Chemosphere，2020，241：125095.

[42] GILL S S， KHAN N A， TUTEJA N.Differential cadmium stress tolerance in five Indian mustard（Brassica juncea L.） cultivars：an evaluation of the role of antioxidant machinery［J］.Plant Signaling & Behavior，2011，6（2）：293-300.

[43] HUANG Q Q， LIU Y Y， QIN X，et al.Selenite mitigates cadmium-induced oxidative stress and affects Cd uptake in rice seedlings under different water management systems［J］.Ecotoxicology and Environmental Safety，2019，168：486-494.

[44] ZHANG Z Y， GAO S， SHAN C J，et al.Effects of sodium selenite on the antioxidant capacity and the fruit yield and quality of strawberry under cadmium stress［J］.Scientia Horticulturae，2020，260：108876.

[45] ALYEMENI M N， AHANGER M A， WIJAYA L，et al.Selenium mitigates cadmium-induced oxidative stress in tomato（Solanum lycopersicum L.） plants by modulating chlorophyll fluorescence，osmolyte accumulation，and antioxidant system［J］.Protoplasma，2018，255（2）：459-469.

[46] WAN Y N， WANG K， LIU Z，et al.Effect of selenium on the subcellular distribution of cadmium and oxidative stress induced by cadmium in rice（Oryza sativa L.）［J］.Environmental Science and Pollution Research，2019，26（16）：16220-16228.

[47] GUNGOR H， KARA H.Effects of selenium，zinc，insulin and metallothionein on cadmium-induced oxidative stress and metallothionein gene expression levels in diabetic rats［J］.Journal of Basic and Clinical Physiology and Pharmacology，2020，31（2）：20190198.

[48] SHARMA A， SHAHZAD B， REHMAN A，et al.Response of phenylpropanoid pathway and the role of polyphenols in plants under abiotic stress［J］.Molecules，2019，24（13）：2452.

[49] SINGH P， ARIF Y， BAJGUZ A.The role of quercetin in plants［J］.Plant Physiology & Biochemisty，2021，166：10-19.

[50] 姜婉婷，杨楠，陈晨，等.硒处理对斜茎黄芪生长生理和初生代谢的影响［J］.植物研究，2022，42（6）：1062-1069.

[51] JIANG W T， YANG N， CHEN C，et al.Effects of selenium treatment on physiology and primary metabolism of Astragalus adsurgens ［J］.Bulletin of Botanical Research，2022，42（6）：1062-1069.

[52] SHIRIAEV A， BRIZZOLARA S， SORCE C，et al.Selenium biofortification impacts the tomato fruit metabolome and transcriptional profile at ripening［J］.Journal of Agricultural and Food Chemistry，2023，71（36）：13554-13565.

[53] GHANBARI F， BAG-NAZARI M， AZIZI A.Exogenous application of selenium and nano-selenium alleviates salt stress and improves secondary metabolites in Lemon verbena under salinity stress［J］.Scientific Reports，2023，13（1）：5352.

[54] NASIRI Y， ASADI M， ZAHEDI S M，et al.Selenium nanoparticles improved biochemical and physiological properties and antioxidant systems of savoury under drought stress［J］.Natural Product Research，2024，23：1-11.

基金资助

黑龙江省种业创新项目(ZQTYB231700002)

国家科技基础资源调查专项(2019FY100500)