拟南芥UBP14参与调控高光下花青素积累的分子机制研究

Molecular mechanism by which UBP14 regulates anthocyanin accumulation under high light in Arabidopsis thaliana

摘要

高光促使植物从分子防御、代谢调整到形态重塑进行系统性主动适应，花青素在植物响应高光中起关键作用，泛素化与去泛素化修饰在蛋白质稳定性调控中起关键作用，但去泛素化酶DUBs家族在花青素积累中的功能尚不明确。本研究以拟南芥为材料，通过构建UBP14功能缺失突变体和过表达转基因植株，结合分子生物学与遗传学手段，探究UBP14在高光下调控花青素积累的分子机制。结果表明，UBP14受高光诱导表达，正调控花青素的合成与积累。UBP14与花青素合成关键转录因子MYB75相互作用，增强其对下游基因（DFR、LDOX、UF3GT）启动子的结合能力，并通过抑制MYB75的蛋白酶体降解来提高其蛋白稳定性。遗传分析进一步证实，UBP14是MYB75调控花青素合成所必需的关键因子。本研究揭示了UBP14稳定MYB75蛋白促进花青素积累的分子机制，为耐高光作物育种提供了理论依据。

Abstract

High light induces coordinated adaptations in plants， including molecular defense， metabolic adjustment， and morphological remodeling. Anthocyanins are important in the response to high light， while ubiquitination and deubiquitination are important for regulating protein stability. However， the function of the deubiquitinating enzyme （DUB） family in anthocyanin accumulation remains unclear. In this study， Arabidopsis thaliana was used， and UBP14 loss-of-function mutants and overexpression lines were generated. Molecular biological and genetic methods were used to investigate the mechanism by which UBP14 regulates anthocyanin accumulation under high light. UBP14 expression was induced by high light， and anthocyanin biosynthesis and accumulation were positively regulated by UBP14. UBP14 was found to interact with MYB75， a key transcription factor in anthocyanin biosynthesis. Its binding to the promoters of the downstream genes DFR， LDOX， and UF3GT was enhanced， and MYB75 protein stability was increased by inhibiting its proteasomal degradation. Genetic analysis further showed that UBP14 is required for the regulation of anthocyanin biosynthesis by MYB75. A molecular mechanism in which UBP14 stabilizes MYB75 and promotes anthocyanin accumulation was identified. A theoretical basis for breeding crops with tolerance to high light was therefore provided.

Graphical abstract

关键词

高光 / 花青素 / UBP14 / MYB75

Key words

high light / anthocyanins / UBP14 / MYB75

植物在自然环境中，通常会遭受强光与高温、干旱或低温等逆境叠加^［1］。高光胁迫是植物生长发育期内最常见的一类非生物逆境条件，植物吸收的光能过剩导致活性氧（Reactive oxygen species，ROS）大量积累，对植物组织造成氧化性损伤^［2］。高光通常会上调植物次生代谢途径，促进包括多酚在内的次生代谢物生物合成^［3］。作为分布最广的多酚类化合物，花青素是一种化合物的总称，是糖基化的多羟基或多甲氧基分子^［4］，糖基化促使不稳定的花青素转变为稳定态，并使其在植物细胞中富集^［5］。花青素生物合成过程中，查尔酮合成酶（CHS）、查尔酮异构酶（CHI）及黄酮3-羟化酶（F3H）作为早期基因发挥作用；而晚期基因则包括二氢黄酮醇4-还原酶（DFR）、类黄酮3-O-葡萄糖基转移酶（UF3GT）以及花青素合成酶（ANS，亦称白花青素双加氧酶LDOX）等^［6-7］。这些合成相关基因在转录水平上的激活与抑制，受控于一种进化上保守的三元调控模块——MBW复合体，该复合体由R2R3-MYB、bHLH和WD40转录因子或调节蛋白共同组成^［8-9］。在参与MBW复合体的四个R2R3-MYBs转录因子中，MYB75/PAP1的功能优于其他3个MYB因子，PAP1作为花青素生物合成的关键激活因子，可提升WD40及多个结构基因的表达^［10-11］，推动花青素的生成与积累。MYB转录因子通常在花青素生物合成的起始过程中起关键作用，它的表达在很大程度上受到细胞内和细胞外信号的诱导和精细调节^［12］。

磷酸化、泛素化、乙酰化及甲基化等修饰形式在蛋白质中较为常见^［13］。泛素化（ubiquitylation）作为一种关键的翻译后蛋白修饰形式，参与了真核生物的大多数细胞过程^［14］。蛋白质泛素化是蛋白质在赖氨酸（lysine，K）残基上与泛素分子的共价修饰，该过程主要由E1活化酶、E2偶联酶及E3连接酶所组成的酶促级联反应介导^［15-17］。与泛素偶联机制相反的是一系列去泛素化酶（deubiquitylating enzymes，DUBs），它们对不同的泛素键具有广泛的特异性，通过从靶蛋白中去除泛素或缩短共轭泛素链来抵消泛素化机制^［18-19］。目前已经在拟南芥中鉴定出55个DUBs，分为七个蛋白家族：ubiquitin-specific proteases（UBPs）、ovarian tumor（OTU）、ubiquitin C-terminal hydrolases （UCHs）、Machado-Joseph domain（MJD）、JAB1/MPN/MOV34（JAMM）、motif interacting with Ub-containing（MINDY）和zinc finger-containing ubiquitin peptidases（ZUPs/ZUFSPs）^［20-22］。这7个DUBs家族中，除JAMM家族是金属蛋白酶外，其余均为半胱氨酸蛋白酶^［23］。UBPs是植物中最大的一类DUBs，目前对于UBPs已经有了广泛的研究，越来越多的报道表明UBPs在植物的整个生命周期中具有多种生物学功能。拟南芥UBIQUITIN-SPECIFIC PROTEASE14（UBP14）属于一个包含一个基因的特定亚家族，编码UBP14的DA3（AT3G20630）是拟南芥正常内复制和细胞和器官生长所必需的。相比于其他UBP亚家族的成员，有关AtUBP14的研究相关较少，关于UBP14如何参与植物的非生物胁迫以及在花青素生物合成与积累过程中的生物学功能仍然是未知的。

根据之前的研究，花青素的生物合成与积累对高光表现出高度的响应^［24］。此研究发现，拟南芥去泛素化酶UBP14会影响高光下花青素积累，并筛选到UBP14会与花青素合成关键调控因子MYB75相互作用，因此，探究UBP14对花青素合成过程中的翻译后修饰影响将为植物抵抗逆境胁迫提供新思路，不仅可以拓展UBP14的功能，还可以为农业中培育耐高光的作物品种提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料

本实验所采用的拟南芥植株材料，均来源于Col-0遗传背景。UBP14的功能缺失突变体da3-1和过表达转基因材料35S：：HA-FLAG-UBP14均为本实验室所保存。MYB75过表达材料35S：：GFP-MYB75以及35S：：GFP-MYB75/da3-1和35S：：GFP-MYB75/35S：：HA-FLAG-UBP14转基因植株通过GV3101农杆菌浸染花序获得。所有转基因植株均通过抗性培养基筛选、RT-qPCR检测和蛋白免疫印记鉴定，筛选确定为纯合子后进行后续实验。

1.2 实验方法

1.2.1 培养条件

拟南芥种子在1/2 MS固体培养基上4 ℃春化2 d，之后转移到22 ℃放置在不同的光照条件下，光周期为16 h光照，8 h黑暗。对于高光诱导研究，120 μmol·m⁻²·s⁻¹为正常光照条件，210 μmol·m⁻²·s⁻¹则视为高光诱导条件^［25］。

烟草（Nicotiana benthamiana）在土壤中以22 ℃、16 h光照/8 h黑暗的条件生长。

1.2.2 实时荧光定量PCR（RT-qPCR）

使用Probe Gene公司的TRizol总RNA提取试剂盒提取植物总RNA，使用Innovagene公司的inNova Uscript Ⅱ All in One First-Strand cDNA Synthesis SuperMix对提取到的RNA进行逆转录得到cDNA，利用qPrimerDB网站设计引物，使用生工生物工程（上海）股份有限公司SGExcel FastSYBR Mixture配制反应体系，每组体系设置3个重复，采用CFX Connect实时系统（Bio-Rad）进行RT-qPCR分析。

1.2.3 酵母双杂交实验（Y2H）

将AH109酵母菌在YPDA平板上划线，28 ℃培养2~3 d，挑取单菌落，接种于5 mL YPDA液体培养基，28 ℃振荡培养14~16 h，离心（6000 r/min， 5 min）沉淀菌体，依次用ddH₂O清洗两次、1×TE/LiAc清洗一次，最后用适量1×TE/LiAc重悬，收集感受态细胞；在离心管中依次加入10 μL鲑鱼精DNA、各5 μL目标质粒、100 μL感受态细胞、600 μL 40% PEG4000，混匀，28 ℃振荡孵育40 min，42 ℃水浴热激16 min（中间颠倒混匀1次），离心沉淀菌体，用ddH₂O清洗后，加入100 μL ddH₂O重悬，涂布于二缺培养基，28 ℃培养3~4 d。挑取二缺平板上长出的单菌落，用无菌水重悬并依次稀释10、100、1000倍，分别取2.5 μL各稀释梯度的菌液，点样于二缺培养基和四缺培养基上，28 ℃培养3~4 d，观察生长情况。

1.2.4 双分子荧光互补实验（BiFC）

将目的基因分别克隆至nYFP和cYFP载体，提取质粒后转化农杆菌GV3101，挑取平板上长出的单菌落，于5 mL LB液体培养基28 ℃振荡培养12~14 h，离心（5000 r/min， 2 min）沉淀菌体，用1/2 MS液体培养基重悬。将含nYFP和cYFP的菌液等量混合，加入100 μmol/L乙酰丁香酮，暗处静置30 min，用去针头注射器将混合液注入烟草叶片，植物置于22 ℃人工气候室培养2 d后，使用体式荧光显微镜观察YFP荧光信号。

1.2.5 体外Pull-down实验

纯化MBP和MBP标签蛋白的beads与等量His标签蛋白在MBP下拉结合缓冲液（50 mmol/L Tris-HCl pH 7.5，150 mmol/L NaCl，0.6% Triton，0.2% 甘油，2 mmol/L PMSF）中，混匀后取50 μL作为Input对照组，剩余反应液于4℃持续涡旋孵育2 h。利用MBP清洗缓冲液对beads进行7次清洗，收集清洗后的beads，加入50 μL SDS 上样缓冲液，100 ℃煮沸8 min，通过Western blot对样品进行检测。

1.2.6 蛋白质免疫共沉淀实验（Co-IP）

将目的基因分别克隆至HA-Flag（HF）和GFP载体，提取质粒转化农杆菌GV3101，按1.2.4方法将混合液注射至烟草叶片中，取0.5 g烟草叶片，液氮研磨至细粉，加入1 mL IP buffer （10 mmol/L Tris， pH 7.5， 0.5% NP-40， 2 mmol/L EDTA， 150 mmol/L NaCl， 1 mmol/L PMSF， 1% plant protease inhibitor cocktail），4 ℃涡旋孵育2 h。4 ℃、13 000 r/min，离心15 min，吸取上清，留取50 μL作为Input，加入20 μL beads，4 ℃涡旋孵育3 h。4 ℃、2000 r/min，离心3 min，弃上清，加入1 mL IP buffer清洗，4 ℃、2000 r/min，离心2 min，弃上清，重复清洗5次。加入50 μL SDS 上样缓冲液，100 ℃煮沸10 min，13 000 r/min，离心5 min，取上清通过Western blot对样品进行检测。

1.2.7 凝胶电泳迁移率实验（EMSA）

根据目的基因的结合位点设计探针引物，合成DNA双链探针，获得DNA双链探针后，蛋白与DNA探针在EMSA结合缓冲液（25 mmol/L HEPES KOH pH 8.0、50 mmol/L KCl、1 mmol/L DTT和10%甘油）中混合，冰浴30 min，向反应体系中加入4 μL 6×EMSA gel-loading buffer，吸取20 μL反应液上样，用非变性聚丙烯酰胺凝胶，设置110V进行电泳45 min。将EMSA凝胶置于适量1×TBE/TGE中，1∶10 000的比例加入SYBR Green EMSA nucleic acid gel stain，避光染色30 min，显影。

1.2.8 染色质免疫共沉淀实验（ChIP）

主要实验步骤参考Zhao等人的文章^［26］。简而言之，取2 g拟南芥幼苗并进行甲醛交联处理，用于后续染色质分离。染色质在冰上经五次超声处理（每次15 s开、15 s关）后进行免疫沉淀，使用20 μL beads进行操作。经反向交联后，使用特定引物对DNA片段进行qPCR定量分析。

1.2.9 无细胞蛋白降解实验（Cell-free）

取0.15 g拟南芥幼苗，液氮研磨至粉末，加入300 μL Degradation buffer（25 mmol/L Tris-HCl（pH 7.5）、10 mmol/L NaCl、10 mmol/L MgCl₂、4 mmol/L PMSF、5 mmol/L DTT和10 mmol/L ATP），4 ℃涡旋孵育2 h，4 ℃、13 000 r/min离心15 min，取上清，即植物总蛋白提取液。取280 μL植物提取液，加入20 μL 体外重组蛋白（目的蛋白），对照组加50 μmol/L MG132（Sigma-Aldrich），实验组加DMSO，混匀后30 ℃水浴反应，分别于0、30、60、90 min取样，每次取30 μL反应液。每管样品加入10 μL SDS 上样缓冲液，100 ℃煮沸10 min。12 000 r/min，离心5 min，通过Western blot对样品进行检测。

1.2.10 体内蛋白降解实验

将10 d龄拟南芥幼苗浸泡在含1 mmol/L CHX（SigmaAldrich）的1/2 MS液体培养基中，处理0、1、2 h取样，液氮研磨至粉末，加入150 μL SDS 上样缓冲液，混匀后在100 ℃煮沸10 min，13 000 r/min，离心5 min，通过Western blot对样品进行检测。

2 结果

2.1 UBP14促进高光下花青素的合成与积累

为探究在高光条件下拟南芥UBP14基因的表达模式，我们采用正常生长14 d的Col-0进行实验，将对照组置于普通培养箱继续培养，实验组转入高光培养箱进行诱导处理，分别于0 h、0.5 h、1 h、3 h、6 h、12 h和24 h取样。通过RT-qPCR检测拟南芥材料中UBP14的表达情况，发现对照组中UBP14的基因表达水平无明显变化，实验组中UBP14的基因表达量在高光诱导后逐渐升高，在处理1 h后基因表达量开始明显提升，并在6 h时达到峰值，随后逐渐下降，但表达水平依旧高于对照组（图1a），说明UBP14受高光诱导。

为进一步探究UBP14对花青素积累的影响，我们将da3-1、Col-0和35S：：HA-Flag-UBP14材料进行对照和高光条件培养。发现对照组的三种拟南芥材料均能够正常生长，没有积累花青素，高光处理的实验组中，da3-1幼苗几乎没有出现花青素积累，而Col-0和35S：：HA-FLAG-UBP14幼苗均有花青素积累且35S：：HA-FLAG-UBP14显著高于Col-0（图1b）。为了比较不同材料中的花青素含量，我们提取了上述实验组和对照组da3-1、Col-0和35S：：HA-FLAG-UBP14的花青素，通过酶标仪检测样品在530 nm和657 nm处的吸光值，利用公式计算得出植物的花青素含量，结果与表型一致（图1c），说明UBP14影响了高光诱导的拟南芥花青素积累。

接着我们通过RT-qPCR实验检测了上述实验组与对照组材料中花青素晚期生物合成基因DFR、LDOX和UF3GT的转录水平。与正常条件相比，高光处理后，DFR、LDOX和UF3GT的表达水平在da3-1材料中无明显变化，而在Col-0和35S：：HA-FLAG-UBP14材料中显著提升，并且DFR和LDOX的基因表达量在35S：：HA-FLAG-UBP14中显著高于Col-0（图2）。

2.2 UBP14与花青素合成关键转录因子MYB75相互作用

为了探明UBP14在拟南芥花青素合成途径中的调控机制，本研究首先采用酵母双杂交实验对与花青素合成代谢相关的基因进行了系统性筛选。实验结果表明，花青素合成途径的关键转录因子MYB75与UBP14存在特异性相互作用（图3a）；于是我们构建了UBP14-nYFP和MYB75-cYFP载体，利用双分子荧光互补实验检验MYB75和UBP14是否能够在体内相互作用，结果表明，只有当UBP14-nYFP和MYB75-cYFP共表达的时候才能检测到YFP荧光信号（图3b）；为了进一步确认UBP14和MYB75之间的相互作用，我们进行了Pull-down实验，利用His-UBP14 beads下拉MBP-MYB75蛋白和MBP标签蛋白，结果显示，His-UBP14可以与MBP-MYB75相互作用，无法与MBP蛋白发生相互作用（图3 c）；最后，我们将构建好的GFP-MYB75和HA-Flag-UBP14载体转入农杆菌GV3101感受态，注射烟草进行瞬时表达，2 d后采集烟草叶片，用于蛋白质免疫共沉淀分析。结果表明，UBP14能够在体内与MYB75发生相互作用（图3d）。上述分析表明，无论是在体内还是体外，UBP14与MYB75之间均存在相互作用。

2.3 UBP14增强MYB75对花青素晚期结构基因的结合能力

我们进一步探究UBP14是否影响MYB75对下游基因的结合能力。先前的研究发现MYB75的关键结合基序是一个7 bp的MYB识别序列（MYB-recognizing element，MRE）：ANCNNCC。于是我们对DFR、LDOX和UF3GT的启动子序列进行了分析，分别在每个基因的启动子序列中选择一个MRE作为潜在结合位点，命名为E1、E2、E3，标注在对应的启动子序列上（图4a）。设计DNA探针，进行凝胶电泳迁移率实验。结果表明，加入His-UBP14重组蛋白能够增强MYB75对DFR、LDOX和UF3GT启动子的结合能力，且这一增强效果强于单独加入2×的MBP-MYB75重组蛋白（图4b）。

为了进一步证实UBP14对MYB75对下游基因启动子结合能力的影响，将Col-0作为对照组，采用染色质免疫共沉淀技术检测35S：：GFP-MYB75、35S：：GFP-MYB75/da3-1和35S：：GFP-MYB75/35S：：HA-FLAG-UBP14转基因材料中MYB75对DFR、LDOX和UF3GT启动子的结合能力，实验数据表明，与35S：：GFP-MYB75材料中MYB75对DFR、LDOX和UF3GT启动子的结合能力相比，在35S：：GFP-MYB75/35S：：HA-FLAG-UBP14材料中，MYB75对这些基因启动子的结合能力显著提升，而在35S：：GFP-MYB75/da3-1材料中，MYB75对这些基因启动子的结合较少（图4c）。基于上述实验结果可以得出结论：UBP14增强MYB75与下游基因启动子的结合能力。

2.4 UBP14提高MYB75蛋白稳定性

为了探究UBP14对MYB75蛋白稳定性的影响，我们进行了无细胞（Cell-free）蛋白降解实验。利用Degradation Buffer提取10 d龄拟南芥da3-1、Col-0和35S：：HA-FLAG-UBP14材料的植物总蛋白，加入MBP-MYB75重组蛋白，对照组中加26 S蛋白酶体抑制剂MG132，实验组中加DMSO，于30 ℃共孵育0 min、30 min、60 min和90 min后取样，利用Western Blot检测。结果显示，在实验组（-MG132）中，MBP-MYB75能够在90 min内出现明显的降解趋势，而在对照组（+MG132）中降解趋势较为缓慢。MBP-MYB75在da3-1中降解速率最快，在Col-0中降解速率显著慢于da3-1，在35S：：HA-FLAG-UBP14中降解速率最慢（图5a、b），说明UBP14能够抑制MYB75的降解。为了进一步验证这一观点，我们将10 d龄的35S：：GFP-MYB75和35S：：GFP-MYB75/da3-1拟南芥幼苗用不同组合进行处理：蛋白质翻译抑制剂放线菌酮（Cycloheximide，CHX）与DMSO、CHX与MG132，浸泡处理0 h、1 h和2 h后取样，提取植物材料总蛋白，用GFP抗体检测。结果显示，使用CHX+DMSO处理后，MYB75蛋白在2 h内出现了明显降解趋势，且MYB75蛋白在35S：：GFP-MYB75/da3-1中的降解速率显著快于35S：：GFP-MYB75。在用CHX+MG132处理后的两种植物材料中，MYB75蛋白的降解程度极低（图5c，d）。以上这两个实验结果说明UBP14能够提高MYB75的蛋白稳定性，并且这一过程是由蛋白酶体降解途径所介导的。

2.5 UBP14是MYB75调控花青素合成的重要因子

基于以上研究结果，我们认为UBP14可能在MYB75调控拟南芥花青素生物合成上发挥重要作用，因此，我们进一步探究了UBP14和MYB75在遗传上的关系。我们将转基因材料35S：：GFP-MYB75、35S：：GFP-MYB75/da3-1和da3-1、Col-0分别置于普通培养箱和强光培养箱中进行培养，1 wk后取样进行RT-qPCR，检测DFR、LDOX和UF3GT的表达情况。结果显示，与对照组相比，在高光处理后，da3-1和35S：：GFP-MYB75/da3-1中这三个基因的表达水平无明显变化，且这些基因在da3-1和35S：：GFP-MYB75/da3-1的表达量无明显差异（图6）。这一结果表明，在UBP14缺失的情况下，即使过表达MYB75也无法正常诱导花青素的合成，说明了UBP14对于MYB75调控花青素合成是至关重要的。

3 讨论

温室效应持续加剧所驱动的全球气候变化，已导致光照强度及其光谱特性的显著改变，对植物的正常生长发育构成严峻挑战。作为适应性响应，强光可诱导植物叶片中花青素的特异性积累，进而呈现红紫色生理表型^［24］，该现象被视为植物适应性防御机制的重要组成部分，此类次生代谢产物在多重逆境下发挥广谱保护功能^［9］。本研究发现，UBP14受高光诱导表达，且正向调控花青素的合成与积累。UBP14作为去泛素化酶，能调控拟南芥光形态发生^［27］、细胞生长^［28］、侧根形成^［29］及缺磷条件下根毛的发育^［30］等，本研究将UBP14的功能拓展至花青素次生代谢领域，进一步丰富了去泛素化酶在植物逆境响应中的调控网络。

由于花青素生物合成途径中关键结构基因的表达受到MBW复合体调控^［11］，我们进一步探究UBP14与MBW关键组分基因MYB75、TT8和TTG1的关系，确定了UBP14与MYB75在植物体内外存在相互作用。MYB75作为转录因子，能够靶向结合启动子，通常作为花青素合成转录级联的开关^［12］。为解析其调控网络，我们进一步确认了UBP14可以显著提高MYB75对于花青素晚期生物合成基因启动子区域的结合能力。UBP14缺失并未完全消除MYB75与靶基因启动子的结合能力，提示植物体内可能存在功能冗余的上游调控因子，能够部分补偿UBP14缺失所致的调控缺失，从而维持MYB75基础的DNA结合活性。

目前对于MYB75的表达调控研究较少，已知MYB75会在光形态建成时期受到HY5的转录激活^［31］；植物在正常生长时MYB30会抑制MYB75转录，阻碍MBW复合体组装，维持MYB75较低的表达水平^［32］。现有证据表明，MYB75的翻译后修饰以MPK激酶的磷酸化^［33］和SIZ1连接酶的SUMO化^［25］为主，在特定胁迫条件下增强MYB75蛋白稳定性，从而维持花青素合成的正常输出。然而，关于MYB75的泛素化和去泛素化及其生物学意义尚不清楚。鉴于UBP14作为去泛素化酶，我们确认了UBP14能够抑制MYB75蛋白的降解，并且这一过程是由26S泛素-蛋白酶体降解系统所介导的。UBP14增强MYB75对下游靶基因的结合能力，又维持MYB75的蛋白水平，这提示UBP14可能通过诱导MYB75的积累增强其与下游基因启动子的结合。UBP14作为去泛素化酶，其与MYB75的蛋白互作提示了MYB75的泛素化-去泛素化动态平衡在调控其蛋白稳态中的潜在重要性。MYB75在高光下维持较高的转录活性以抵抗逆境，而在正常条件下保持较低的水平对于植物的生长发育起关键作用，因此，系统鉴定并验证靶向MYB75的E3泛素连接酶，对于植物生长-防御平衡的分子调控网络机制研究具有重要参考价值。

综上所述，本研究阐明了UBP14通过稳定MYB75蛋白并增强其与下游靶基因的结合能力，从而促进高光胁迫下花青素积累的分子机制。这一发现不仅拓展了UBP14的生物学功能，也为耐高光作物育种提供了理论依据和潜在基因靶点。未来可通过鉴定UBP14对MYB75的特异性去泛素化位点，以及筛选MYB75的E3泛素连接酶，进一步阐明植物在高光或其他非生物胁迫下花青素积累的具体分子机制。

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基金资助

中央引导地方项目(ZYYDDF2024-01)

农业产业融合发展项目(GZFCG2026-31239)

四川省自然科学基金(2026NSFSC1082)