灯盏花素注射液对感染性休克大鼠脑组织的保护作用及机制

Protective effect and mechanism of Breviscapine Injections on brain tissue in septic shock rats

摘要

目的 探讨灯盏花素注射液对感染性休克大鼠脑组织的保护作用及相关机制。 方法 将125只SD大鼠随机选取20只作为对照组，剩余105只通过尾静脉注射脂多糖（5 mg·kg^-1）建立感染性休克大鼠模型。将100只建模成功的大鼠随机分为模型组、灯盏花素低、中、高剂量组和地塞米松组，每组20只。灯盏花素低、中、高剂量组分别给予2.5、5、10 mg·kg^-1灯盏花素注射液，地塞米松组给予5 mg·kg^－1地塞米松，对照组和模型组给予等量生理盐水。用药24 h后，评估神经行为学能力，观察海马组织病理变化，测定神经元凋亡情况，检测血清神经元特异性烯醇化酶（neuron specific enolase，NSE）、海马组织一氧化氮（nitrogen oxides，NO）、超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）和丙二醛（malondialdehyde，MDA）含量，检测海马组织B淋巴细胞瘤-2基因（B-cell lymphoma 2，Bcl-2）、Bcl-2关联X蛋白（Bcl-2 Associated X Protein，Bax）的相对表达情况。 结果 苏木精-伊红（hematoxylin-eosin，HE）染色结果显示，与模型组比较，灯盏花素低、中、高剂量组大鼠海马CA1区细胞病理改变均有不同程度减轻，其中以高剂量组的改善最为显著。灯盏花高剂量组大鼠海马CA1区细胞病理改善程度与地塞米松组相当。与对照组比较，模型组的神经功能损伤严重程度评分（Neurological Severity Score，NSS）、神经元凋亡指数、NSE、NO、MDA和Bax蛋白相对表达水平均显著上升，Bcl-2蛋白相对表达和Bcl-2/Bax比值均显著降低（P<0.05）；与模型组比较，灯盏花素低、中、高剂量组的NSS评分、神经元凋亡指数、NSE、NO、MDA和Bax蛋白相对表达水平均显著降低，Bcl-2、Bcl-2/Bax比值均显著升高（P<0.05）。与灯盏花素低剂量组比较，灯盏花素中剂量组的NSS评分、神经元凋亡指数、SOD水平均显著降低（P<0.05）；与灯盏花素中剂量组比较，灯盏花素高剂量组NSS评分、神经元凋亡指数、NSE、NO、MDA和Bax蛋白相对表达水平均显著上升，Bcl-2蛋白相对表达和Bcl-2/Bax比值均显著降低（P<0.05）。与地塞米松组比较，灯盏花高剂量组的NSS评分、神经元凋亡指数、NSE、NO、MDA和Bax蛋白相对表达水平均显著降低（P<0.05）；但地塞米松组与灯盏花高剂量组的Bcl-2、Bcl-2/Bax比值比较，差异无统计学意义（P>0.05）。 结论 灯盏花素注射液对感染性休克大鼠海马CA1区具有保护作用其机制，可能与减轻氧化应激损伤、降低NSE和NO水平、调节bcl-2、Bax蛋白表达以减少神经元凋亡有关。

Abstract

Objective To investigate the protective effects and underlying mechanisms of Breviscapine Injections on brain tissue of rats with septic shock. Methods A total of 125 Sprague-Dawley （SD） rats were used， with 20 randomly selected as the control group. The remaining 115 rats were used to establish a septic shock model by intravenous injection of lipopolysaccharide at a dose of 5 mg·kg^-1via the tail vein. A total of 100 rats with successful model establishment were randomly divided into 5 groups （20 rats per group）： model group， dexamethasone group， and low， medium， and high-dose breviscapine groups. The low-，medium-， and high-dose breviscapine groups received intraperitoneal injections of Breviscapine Injections at doses of 2.5， 5， and 10 mg·kg^-1， respectively. The dexamethasone group received dexamethasone at a dose of 5 mg·kg^-1； while the control group and model group received equivalent volumes of normal saline. At 24 hours after drug administration， neurobehavioral abilities were assessed， pathological changes of hippocampal tissue were observed， neuronal apoptosis was measured， and the serum level of neuron specific enolase （NSE）， nitric oxide （NO）， superoxide dismutase （SOD） activity， malondialdehyde （MDA） content， and the relative expression of B-cell lymphoma-2 （Bcl-2） and Bcl-2 associated X protein （Bax） in hippocampal tissue were determined. Results Compared with the Model Group， the low-， medium-， and high-dose breviscapine groups exhibited attenuated pathological changes in the hippocampal CA1 region， with the high-dose group showing the most significant improvements. Compared with the control group， the model group demonstrated increased NSS scores， neuronal apoptosis indices， NSE， NO， MDA， and Bax protein expression， while Bcl-2 protein expression and the Bcl-2/Bax ratio decreased （P<0.05）. Conversely， the low-， medium-， and high-dose breviscapine groups showed decreased NSS scores， neuronal apoptosis indices， and relative expression of NSE， NO， MDA， and Bax proteins， while Bcl-2 protein expression and the Bcl-2/Bax ratio increased （P<0.05）. The medium-dose breviscapine group exhibited lower NSS scores and neuronal apoptosis indices compared with the low-dose group （P<0.05）. The high-dose breviscapine group showed increased NSS scores， neuronal apoptosis indices， and relative expression of NSE， NO， MDA， and Bax proteins，while Bcl-2 protein expression and the Bcl-2/Bax ratio decreased compared with the medium-dose group （P<0.05）. Conclusion Breviscapine exerts a protective effect on the hippocampal CA1 region in septic shock rats by reducing oxidative stress damage， inhibiting NSE and NO levels， modulating the expression of Bcl-2 and Bax proteins， and decreasing neuronal apoptosis.

Graphical abstract

关键词

灯盏花素注射液 / 病毒性休克 / 海马组织 / 凋亡 / B淋巴细胞瘤-2基因 / Bcl2关联X蛋白

Key words

Breviscapine Injections / septic shock / hippocampal tissue / apoptosis / B-cell lymphoma-2 / Bcl-2-associated X protein

感染性休克是指由病原体及其释放的毒素激活宿主免疫系统后，导致血管扩张和毛细血管通透性增加，引起低血容量致使组织灌注不足所引起的脓毒病综合征伴休克^［1］。该病具有发病率、死亡率高等特点，常常继发于烧伤、大手术等，住院费用昂贵^［2］。脑组织海马CA1区是感染性休克较容易累及的部位，导致其损伤。灯盏花素作为灯盏花的主要活性成分，具有抗炎、抗氧化、改善血液循环等多种生物学活性，可在脑组织损伤抑制方面发挥作用^［3-4］。本研究以脑组织海马CA1区病变、细胞凋亡等为观察指标，研究灯盏花素注射液对感染性休克大鼠的保护作用和机制，从而为提高临床治疗效果提供参考。

1 仪器与材料

1.1 仪器

TU-1950型紫外可见分光光度计（北京普析通用仪器有限责任公司）；Hitachi7600型全自动生化分析仪［日立诊断产品（上海）有限公司］；DYY-11型电泳仪、JY-SCZ2型电泳槽、WD-2102A型酶标仪，均购自北京六一生物科技有限公司；CPA225D型电子天平（德国Sartorius公司）；CUT4062型石蜡切片机（德国SLEE公司）；DL-6000B型低温离心机（上海安亭科学仪器有限公司）。

1.2 试药

灯盏花素注射液（规格为2 mL∶5 mg，哈尔滨三联药业股份有限公司）；TUNEL细胞凋亡检测试剂盒（北京普利莱基因技术有限公司）；B淋巴细胞瘤-2基因（B-cell lymphoma 2，Bcl-2）抗体（上海西格生物科技有限公司）；Bcl-2关联X蛋白（Bcl-2 Associated X Protein，Bax）抗体（武汉菲越生物科技有限公司）；一氧化氮（nitrogen oxides，NO）酶联免疫吸附试验（enzyme linked immunosorbent assay，ELISA）试剂盒（上海联祖生物科技有限公司）；神经元特异性烯醇化酶（neuron specific enolase，NSE）ELISA试剂盒（上海钦诚生物科技有限公司）；超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）试剂盒（北京雷根生物技术有限公司）；丙二醛（malondialdehyde，MDA）试剂盒（上海杰美基因医药科技有限公司）。

1.3 实验动物

实验健康清洁级雄性SD大鼠共125只，体质量为200~220 g，8周龄，由河北省实验动物中心提供，许可证号：SCXK（冀）2021-002。本研究实验设计经医院伦理委员会审核、批准。实验大鼠饲养于标准动物房，分笼饲养，自由饮水，普通饲料喂养，室温保持在22~25 ℃，相对湿度保持在40%~60%，光暗同步各12 h。适应环境1周。

2 方法

2.1 模型制备

用尾静脉注射脂多糖的方法制备感染性休克大鼠模型^［5］：戊巴比妥钠2.5 ml·g^-1腹腔注射麻醉后取右腹股沟正中切口穿刺，成功后经尾静脉注入脂多糖（5 mg·kg^-1）。建模成功标准：血压降低为正常值的2/3，维持2~3 h以上，且伴有皮肤发绀、少尿等现象。

2.2 分组及给药

将125只SD大鼠随机选取20只作为对照组，其余105只大鼠建模成功100只，随机分为模型组、地塞米松组（地塞米松5 mg·kg^-1）、灯盏花素低剂量组（2.5 mg·kg^-1）、灯盏花素中剂量组（5 mg·kg^-1）、灯盏花素高剂量组（10 mg·kg^-1）。24 h后测定各项指标，经腹主动脉取血并迅速处死大鼠取脑组织。

2.3 观察指标

2.3.1 神经功能评估

用药24 h后采用NSS评估神经行为学能力，包含10项任务，总分为10分，不足5分为轻度损伤；5~6分为中度损伤；7~8分为重度损伤；9~10分为极重度损伤。见表1。

2.3.2 苏木精-伊红（hematoxylin-eosin，HE）染色观察海马CA1区的病理学变化

大鼠经戊巴比妥钠麻醉后，快速处死并剥离海马组织，依次经固定、脱水、石蜡包埋处理；将包埋块切成5 μm厚切片，60 ℃烤片30 min后，使用二甲苯脱蜡、梯度乙醇脱水；分别经苏木精染液（60 ℃）染色和伊红染液染色30~60 s，流水清洗后，再次梯度脱水、透明、晾干、封片，置于显微镜下观察海马CA1区组织形态病理学变化。

2.3.3 TUNEL染色检测海马CA1区神经元凋亡情况

采用TUNEL凋亡检测试剂盒，取2.3.2项下制备的石蜡切片进行染色，严格按照试剂盒说明书进行操作；用光学显微镜观察海马神经元凋亡情况（细胞核着黄褐色为凋亡神经元）。每张染色切片随机选取5个不重叠的视野，分别统计神经元总数量和凋亡神经元数量，从而计算凋亡指数。凋亡指数=（凋亡神经元数量/神经元总数量）×100%。

2.3.4 ELISA检测血清NSE含量

大鼠腹主动脉采血后，立即将血液样本置于离心管中，以3 000 r·min^-1（离心半径15 cm）离心15 min，吸取上清液，待测；按照ELISA试剂盒说明书加样、孵育、洗涤、加酶标二抗、加底物显色、加终止液；用酶标仪在450 nm波长处测定各孔的吸光度（A）值，计算血清NSE含量。

2.3.5 海马组织NO、SOD、MDA水平的检测

取海马组织制成匀浆液，以10 000 r·min^-1离心5 min，取上清液。采用化学发光法测定NO水平，黄嘌呤氧化法检测SOD活性，硫代巴比妥酸比色法检测MDA含量。严格按照试剂盒说明书进行操作，记录各指标数值。

2.3.6 Western blotting法检测海马组织蛋白表达

蛋白质裂解液（radio immunoprecipitation assay，RIPA）裂解各组大鼠海马组织，提取总蛋白，采用二喹啉甲酸（bicinchoninic acid，BCA）法进行蛋白质定量。将蛋白上清液与6×样品缓冲液混合，95 ℃煮沸5 min；取20 μg蛋白样品上样至10%十二烷基磺酸钠-聚丙稀酰胺凝胶电泳（sodium dodecyl sulfonate polypropylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE），80 V恒压电泳至蛋白进入分离胶，调整电压至120 V继续电泳90 min；电泳结束后，140 mA恒流转膜3 h，将蛋白转移到聚偏二氟乙烯膜（polyvinylidene fluoride membrane，PVDF）。PVDF膜用脱脂牛奶室温封闭1 h，加入Bcl-2（1∶1 000）、Bax（1∶500）一抗后，4 ℃摇床孵育过夜。PVDF经磷酸盐缓冲溶液（phosphatebufferedsalin，PBS）清洗3次后去除一抗，加入辣根过氧化物酶标记的二抗（1∶5 000），室温孵育1 h；再次用PBS溶液洗涤3次，滴加电化学发光（enhanced chemiluminescent，ECL）显色试剂盒，凝胶成像系统曝光并采集蛋白条带图像；以甘油醛-3-磷酸脱氢酶（glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase，GADPH）为内参蛋白，用Image J软件分析目的蛋白（Bcl-2、Bax）与内参蛋白条带的灰度值，计算目的蛋白的相对表达量。

2.4 统计学方法

采用SPSS 23.0软件进行数据的分析和处理。计量资料以（\overline{x}±s）表示，若数据符合正态分布且方差齐，则多组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用LSD-t检验；若不符合正态分布则采用U检验。P<0.05为差异有统计学意义。

3 结果

3.1 各组大鼠神经功能的比较

与对照组比较，模型组大鼠的NSS评分显著升高（P<0.05）；经灯盏花干预后，灯盏花素低、中、高剂量组大鼠的NSS评分均显著低于模型组（P<0.05），且剂量越高，NSS评分越低。地塞米松组和灯盏花高剂量组比较，差异无统计学意义（P>0.05）。见表2。

3.2 各组大鼠海马CA1区HE染色病理结果的比较

HE染色结果显示，对照组大鼠海马CA1区细胞的形态正常、排列整齐，组织结构完整、边界清晰，未见细胞坏死、炎性细胞浸润等病理改变。模型组大鼠海马CA1区细胞的排列散乱、边界模糊，细胞数量显著减少，部分细胞出现核固缩、胞质空泡化，病理损伤明显。与模型组比较，灯盏花素低、中、高剂量组大鼠海马CA1区细胞的病理损伤均有不同程度减轻，且损伤改善程度随灯盏花素剂量升高而更显著；灯盏花高剂量组大鼠海马CA1区细胞病理改善程度与地塞米松组相当。见图1。

3.3 各组大鼠海马CA1区细胞凋亡情况的比较

TUNEL染色结果显示，对照组仅见少量凋亡细胞；模型组可见大量凋亡细胞；与模型组比较，灯盏花素低、中、高剂量组凋亡细胞均显著减少，其中灯盏花素高剂量组凋亡细胞减少得最明显。各组大鼠海马CA1区细胞凋亡指数比较，差异有统计学意义（P<0.05）。模型组的凋亡指数（62.38%±8.57%）显著高于对照组（2.85%±1.15%），P<0.05；地塞米松组（15.89%±4.94%）及灯盏花素低、中、高剂量组的凋亡指数［（55.60%±10.25%）、（37.24%±

8.72%）、（20.31%±5.63%）］均显著低于模型组（P<0.05），且随灯盏花素剂量的升高，凋亡指数呈递减趋势。见图2、表3。

3.4 各组大鼠血清NSE及海马组织NO、SOD、MDA水平的比较

各组大鼠NSE、NO、SOD、MDA水平比较，差异均有统计学意义（P<0.05）。与对照组比较，模型组大鼠的血清NSE、海马组织NO及MDA水平均显著升高，海马组织SOD活性显著降低（P<0.05）。与模型组比较，灯盏花素低、中、高剂量组的血清NSE、海马组织NO及MDA水平均显著降低，海马组织SOD活性显著升高（P<0.05），且随灯盏花素剂量的升高，改善效果更显著。见表4。

3.5 各组大鼠海马CA1区Bcl-2、Bax蛋白表达水平的比较

各组大鼠Bcl-2、Bax、Bcl-2/Bax值比较，差异均有统计学意义（P<0.05）。与对照组比较，模型组的Bcl-2表达及Bcl-2/Bax值均显著降低，Bax表达显著升高（P<0.05）。与模型组比较，地塞米松组及灯盏花素低、中、高剂量组小鼠的Bcl-2表达及Bcl-2/Bax均显著升高，Bax表达显著降低（P<0.05），其中地塞米松组和灯盏花高剂量组的蛋白表达改善最明显。见图3、表5。

4 讨论

感染性休克以高患病率、高死亡率为显著特征，其病死率可达20%~40%^［6］，全球每年新增病例超过100万例^［7］。因此，探索安全、有效的治疗策略一直是临床研究的重点。

脑组织是感染性休克较易累及的器官之一，海马区作为中枢神经系统学习记忆功能的关键脑区，对缺氧、缺血损伤极为敏感^［8］。研究发现，及时改善脑血流灌注可保护脑组织，减少海马区神经元凋亡。且海马神经元凋亡与由脑缺血引发的神经功能损伤直接相关。基于此，以海马CA1区为干预靶点，对感染性休克相关脑损伤进行调控具有重要意义。中药在脑组织保护领域的作用已得到广泛证实，灯盏花素是从菊科植物短葶飞蓬中提取纯化的活性成分^［9］，具有抗炎、扩血管、抗氧化、抗凝血等药理活性，已广泛应用于缺血性脑卒中、脑动脉硬化等多种脑血管疾病的治疗。已有研究发现，灯盏花素可能通过抑制Toll样受体4/核转录因子-κB（Toll like receptor 4/nuclear transcription factor-κB，TLR4/NF-κB）信号通路介导的炎症反应，减轻脑组织损伤^［10］。本研究进一步探讨灯盏花素注射液对感染性休克大鼠脑损伤的影响及潜在的作用机制，以期为临床治疗感染性休克提供新的思路。

血清NSE是监测脑缺血及神经元损伤的敏感指标，因脑组织损伤后，神经元内的NSE可通过受损的血脑屏障迅速进入血液循环^［11-12］。此外，脑损伤后谷氨酸大量释放，激活NOS生成过量的NO，NO与氧自由基结合形成氧化亚硝酸盐，进一步加剧神经元损伤^［13-15］。本研究结果显示，模型组大鼠的血清NSE和海马组织NO水平均显著升高，表明感染性休克状态下大鼠存在明显脑组织损伤；而给予灯盏花素注射液干预后，大鼠血清NSE和海马组织NO水平显著降低，表明灯盏花素注射液可改善感染性休克所致的脑组织损伤。

在机体抗氧化系统中，氧自由基可在抗氧化酶的作用下被还原成水和氧气^［16］。微循环障碍是感染性休克的核心病理生理特征之一，可导致氧自由基大量生成，引发脂质过氧化反应，诱发氧化应激损伤，最终导致海马区椎体细胞死亡^［17-18］。其中，MDA是脂质过氧化的终产物，其水平可反映组织损伤的程度和氧化应激的损伤程度^［19］。SOD是机体重要的抗氧化酶，可消除氧自由基以保护细胞膜结构和功能完整^［20］。二者的动态平衡是维持机体免受氧化应激损伤的关键^［21］。本研究中，模型组大鼠海马组织SOD活性显著降低，MDA水平显著升高，表明感染性休克可诱发大鼠脑组织氧化应激损伤。而经灯盏花素注射液干预后，大鼠SOD活性上调，MDA水平降低，表明灯盏花素注射液能够逆转感染性休克引起的氧化应激损伤，通过增强抗氧化能力减轻脑组织损伤。

细胞凋亡是机体对损伤刺激的重要病理生理反应，也是心脏及神经系统损伤中的关键病理环节^［22］。细胞凋亡主要通过内源性线粒体依赖途径和外源性死亡受体依赖途径调控^［23］，其中抗凋亡蛋白Bcl-2和促凋亡蛋白Bax均能控制线粒体膜通透性，影响细胞色素C的释放，进而调控凋亡进程^［12］。因此，Bcl-2和Bax是评价细胞凋亡状态的重要指标^［24］。本研究结果显示，模型组大鼠海马CA1区Bcl-2表达和Bcl-2/Bax值均显著降低，Bax表达显著升高，表明感染性休克可诱导大鼠海马组织神经元凋亡，该结果与TUNEL染色结果一致。其机制可能为：感染性休克状态下，Bax表达上调，Bcl-2表达下调，导致线粒体膜通透性增加，促使细胞色素C释放至胞质，进而激活半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-3（cysteine aspartate protease-3，Caspase-3），最终诱发神经元凋亡。而经灯盏花素注射液干预后，大鼠海马CA1区Bcl-2表达和Bcl-2/Bax值均显著升高，Bax表达显著降低，表明灯盏花素注射液可通过调节Bcl-2/Bax蛋白表达，抑制感染性休克所致的海马组织神经元凋亡。

综上所述，灯盏花素注射液可减轻感染性休克大鼠的脑损伤，其作用机制可能与改善氧化应激损伤，降低血清NSE和海马组织NO水平、调节Bcl-2/Bax蛋白表达以减少海马CA1区神经元凋亡有关。

参考文献

[1] 夏苇，刘伟凤，张琦. 氢溴酸山莨菪碱对感染性休克大鼠急性肺损伤的保护作用［J］. 河北医药，2023，45（18）：2746-2750．

[2] XIA Wei， LIU Weifeng， ZHANG Qi. Protective effect of anisodamine hydrobromide on acute lung injury in rats with septic shock via the NF-κB/NLRP3 pathway［J］. Hebei Medical Journal，2023，45（18）：2746-2750．

[3] 张昆. 大蒜素对感染性休克大鼠血流动力学和血液流变学的影响［J］. 天津中医药，2018，35（4）：293-296．

[4] ZHANG Kun ．Effects of allicin on hemodynamics and hemorheology in septic shock rats［J］. Tianjin Journal of Traditional Chinese Medicine，2018，35（4）：293-296．

[5] 于洁，赵丽娜，王金艳，等. 7，8-二羟基黄酮对感染性休克大鼠心肌细胞的预防性保护作用［J］. 中华医院感染学杂志，2020，30（19）：2936-2942．

[6] YU Jie， ZHAO Lina， WANG Jinyan，et al ．Protective effects of 7，8-dihydroxyflavone on cardiomyocytes of septic shock rats［J］. Chinese Journal of Nosocomiology，2020，30（19）：2936-2942．

[7] CHEN Y， CUI M， CUI Y. Vagus nerve stimulation attenuates septic shock-induced cardiac injury in rats［J］. Physiol Res，2023，72（6）：731-739．

[8] 赵利，孙建良，陈钢，等. 大鼠感染性休克模型制备的改良［J］. 中华医学杂志，2012，92（9）：634-637．

[9] ZHAO Li， SUN Jianliang， CHEN Gang，et al. Improvement of method to produce septic shock model of rats［J］. National Medical Journal of China，2012，92（9）：634-637．

[10] 杨宁，王大伟，赵雅彬，等. 七叶皂苷钠对感染性休克所致急性脑损伤大鼠的保护作用［J］. 新乡医学院学报，2022，39（1）：9-14，18．

[11] YANG Ning， WANG Dawei， ZHAO Yabin，et al. Protective effect of sodium aescinate on acute brain injury caused by septic shock in rats［J］. Journal of Xinxiang Medical University，2022，39（1）：9-14，18．

[12] 王晓丹，马骁龙，董文星. 乌司他丁对感染性休克患者炎症反应、血流动力学、PaO₂/FiO₂及预后的影响［J］. 药学实践与服务，2022，40（6）：576-579．

[13] WANG Xiaodan， MA Xiaolong， DONG Wenxing. Effects of Ulinastatin on inflammatory response，hemodynamics，PaO₂/FiO₂ and prognosis in patients with septic shock［J］. Journal of Pharmaceutical and Service，2022，40（6）：576-579．

[14] 王倩梅，赵鹏，王彦军，等. U50488H对感染性休克大鼠血流动力学的影响［J］. 解放军医药杂志，2019，31（4）：6-9，21．

[15] WANG Qianmei， ZHAO Peng， WANG Yanjun，et al. Effect of U50488H on hemodynamics of rats with septic shock［J］. Medical & Pharmaceutical Journal of Chinese People’s Liberation Army，2019，31（4）：6-9，21．

[16] 刘巧丽，刘晓豆，耿永芝，等. 灯盏花素通过抑制TLR4/NF-κB通路减轻后循环缺血性眩晕大鼠脑组织损伤［J］. 西部医学，2023，35（10）：1452-1458．

[17] LIU Qiaoli， LIU Xiaodou， GENG Yongzhi，et al. Breviscapine alleviates brain tissue damage in rats with posterior circulation ischemic Vertigo by inhibiting TLR4/NF-κB pathway［J］. Medical Journal of West China，2023，35（10）：1452-1458．

[18] HUANG H C， TSAI M H， LEE F Y，et al. NAFLD aggravates septic shock due to inadequate adrenal response and 11β-HSDs dysregulation in rats［J］. Pharmaceutics，2020，12（5）：403．

[19] 徐梅，汪砚雨，李晓玲，等. 雷公藤甲素对感染性休克大鼠脑组织的保护及对TLR4/Myd88信号通路的调控［J］. 浙江中医药大学学报，2021，45（7）：732-738，743．

[20] XU Mei， WANG Yanyu， LI Xiaoling. Protective effect of triptolide on brain tissue of septic shock rats and its regulation of TLR4/Myd88 signaling pathway［J］. Journal of Zhejiang Chinese Medical University，2021，45（7）：732-738，743．

[21] 刘建东，陈清云，于峰伟，等. 大蒜素对感染性休克大鼠脑的保护作用［J］. 西北药学杂志，2023，38（3）：104-109．

[22] LIU Jiandong， CHEN Qingyun， YU Fengwei，et al. Cerebral protective effect of allicin on septic shock in rats［J］. Northwest Pharmaceutical Journal，2023，38（3）：104-109．

[23] 周莹，贾文旋，马琴琴，等. 灯盏花素对感染性休克患者心肌损伤的保护作用［J］. 中国急救医学，2018，38（3）：229-232．

[24] ZHOU Ying， JIA Wenxuan， MA Qinqin，et al. Protective effect of breviscapine on myocardial damage of patients with septic shock［J］. Chinese Journal of Critical Care Medicine，2018，38（3）：229-232．

[25] 毛治尉，张涛，武永新，等. 基于AMPK/SIRT1/PGC1α信号通路探究灯盏花素联合有氧运动对冠心病大鼠心功能障碍的改善作用及机制研究［J］. 中国康复医学杂志，2023，38（9）：1185-1191．

[26] MAO Zhiwei， ZHANG Tao， WU Yongxin. Exploring the improvement effect of breviscapine combined with aerobic exercise on cardiac dysfunction in rats with coronary heart disease and underlying mechanism based on AMPK/SIRT1/PGC1α signal pathway［J］. Chinese Journal of Rehabilitation Medicine，2023，38（9）：1185-1191．

[27] SONG L， CHU R， CAO Z ．The effects of scopolamine on the survival time and microcirculation of septic shock rats［J］. Eur J Pharm Sci，2020，141：105062．

[28] 徐翀，季华庆，王倩云，等. 多巴胺联合氢化可的松治疗感染性休克的疗效及对血清炎性指标的影响［J］. 西北药学杂志，2021，36（1）：131-135．

[29] XU Chong， JI Huaqing， WANG Qianyun，et al. Efficacy evaluation of dopamine combined with hydrocortisone in the treatment of septic shock and its effect on serum inflammatory markers［J］. Northwest Pharmaceutical Journal，2021，36（1）：131-135．

[30] 张昆. 大蒜素对感染性休克大鼠大脑海马CA1区保护作用的研究［J］. 医学研究杂志，2018，47（12）：181-186．

[31] ZHANG Kun. Protective effect of allicin on hippocampal CA1 region of septic shock rats［J］. Journal of Medical Research，2018，47（12）：181-186．

[32] ZHANG Z S， ZHAO H L， YANG G M，et al. Role of resveratrol in protecting vasodilatation function in septic shock rats and its mechanism［J］. J Trauma Acute Care Surg，2019，87（6）：1336-1345．

[33] THOMAS K， STRONG L， FAN F，et al. Turn up the HETE on septic shock［J］. J Cardiovasc Pharmacol，2022，80（2）：206-209．

[34] 陈世华，付绪华，袁丹桂，等. 川芎嗪对感染性休克大鼠脑组织PI3K/AKT信号通路及热休克蛋白70的影响［J］. 中西医结合心脑血管病杂志，2021，19（12）：2010-2015．

[35] CHEN Shihua， FU Xuhua， YUAN Dangui，et al. Effects of ligustrazine on PI3K/AKT signal pathway and heat shock protein 70 in brain tissue of septic shock rats［J］. Chinese Journal of Integrative Medicine on Cardio-Cerebrovascular Disease，2021，19（12）：2010-2015．

[36] 杨洋，王晓静，王前，等. 过表达中介素对感染性休克大鼠心肌损伤的保护机制［J］. 中华医院感染学杂志，2023，33（3）：335-339．

[37] YANG Yang， WANG Xiaojing， WANG Qian，et al. Protective mechanism of overexpression of intermedin against myocardial injury in rats with septic shock［J］．Chinese Journal of Nosocomiology，2023，33（3）：335-339．

[38] DUZEN I V， OGUZ E， YILMAZ R，et al. Lycopene has a protective effect on septic shock-induced cardiac injury in rats［J］. Bratisl Lek Listy，2019，120（12）：919-923．

[39] 周莹，王雅宁，吴爽，等. 灯盏花素对脓毒症急性肺损伤患者炎性因子、凝血功能的影响及疗效研究［J］. 天津医药，2023，51（4）：409-413．

[40] ZHOU Ying， WANG Yaning， WU Shuang，et al. Effects and clinical efficacy of breviscapine on inflammatory factors and coagulation function in patients with septic acute lung injury［J］. Tianjin Medical Journal，2023，51（4）：409-413．

[41] ZHANG W， SUN J， SHEN X，et al. Effect of PA-MSAH preprocessing on the expression of TLR-4-NF-κB pathway and inflammatory factors in the intestinal tract of rats with septic shock［J］. Exp Ther Med，2019，17（4）：2567-2574．

基金资助

河北省医学科学研究课题(20191719)