红景天苷基于腺苷酸活化蛋白激酶/乙酰辅酶A合成酶短链家族成员2/过氧化物酶体增殖物激活受体 α 信号通路对心肌细胞氧化应激损伤的影响

Effect of salidroside on oxidative stress injury in cardiomyocytes via the adenosine monophosphate activated protein kinase/acyl-CoA synthetase short chain family member 2/peroxisome proliferator activated receptor α signaling pathway

摘要

目的 基于腺苷酸活化蛋白激酶（adenosine monophosphate activated protein kinase， AMPK）/乙酰辅酶A合成酶短链家族成员2（acyl-CoA synthetase short chain family member 2， ACSS2）/过氧化物酶体增殖物激活受体α（peroxisome proliferator activated receptor α， PPARα）信号通路，探讨红景天苷对过氧化氢（hydrogen peroxide， H₂O₂）诱导心肌细胞氧化应激损伤的影响。 方法 将大鼠H9c2心肌细胞分为对照组（常规培养，不给予干预处理）、H₂O₂组（200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h）、红景天苷组（50 μmol·L^-1红景天苷预处理24 h，联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h）、MK8722组（50 μmol·L^-1 MK8722预处理24 h，联合200 μmol·L^－1 H₂O₂干预24 h）、Compound C组（5 μmol·L^-1 AMPK抑制剂Compound C预处理24 h，联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h）、红景天苷+Compound C组（50 μmol·L^-1红景天苷和5 μmol·L^-1 Compound C共同预处理24 h，再给予200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h）。采用2’，7’-二氯荧光二乙酸酯（2’，7’-dichlorofluorescin diacetate， DCFH-DA）探针检测细胞内活性氧（reactive oxygen species， ROS）荧光表达强度；依托生化试剂盒检测细胞内丙二醛（malondialdehyde， MDA）、过氧化氢酶（catalase， CAT）、超氧化物歧化酶（superoxide dismutase， SOD）含量；细胞计数试剂盒-8（cell counting kit-8， CCK-8）法、5-乙炔基-2’-脱氧尿嘧啶核苷（5-ethynyl-2’-deoxyuridine， EdU）染色法评估细胞增殖能力；利用流式细胞术定量检测细胞凋亡率；采用腺嘌呤核苷三磷酸（adenosine triphosphate， ATP）试剂盒检测细胞ATP水平；以Western blotting检测H9c2细胞中p-AMPK、ACSS2、PPARα相关蛋白表达量。 结果 与对照组比较，H₂O₂组H9c2细胞ROS荧光强度、MDA含量、细胞凋亡率均显著升高，CAT、SOD含量、450 nm处光密度（optical density at 450 nm， OD₄₅₀）值、EdU阳性率、ATP含量及p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著降低（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组、MK8722组H9c2细胞中ROS荧光强度、MDA含量、细胞凋亡率均显著降低，CAT、SOD含量、OD₄₅₀值、EdU阳性率、ATP含量及p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著升高，Compound C组各检测指标变化趋势与MK8722组相反（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组H9c2细胞ROS荧光强度、MDA含量、细胞凋亡率均显著升高，CAT、SOD含量、OD₄₅₀值、EdU阳性率、ATP含量及p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著降低（P<0.05）。 结论 红景天苷可通过激活AMPK/ACSS2/PPARα信号通路，缓解H₂O₂所致心肌细胞氧化应激反应，抑制细胞凋亡，进而减轻细胞损伤。

Abstract

Objective To investigate the effect of salidroside on hydrogen peroxide （H₂O₂）-induced oxidative stress injury in cardiomyocytes based on the adenosine monophosphate-activated protein kinase （AMPK）/acyl-CoA synthetase short-chain family member 2 （ACSS2）/peroxisome proliferator-activated receptor α （PPARα） signaling pathway. Methods Rat H9c2 cardiomyocytes were divided into 6 groups： control group （routine culture without intervention）， H₂O₂ group （treated with 200 μmol·L^-1 H₂O₂ for 24 hours）， salidroside group （pretreated with 50 μmol·L^-1 salidroside for 24 hours followed by 200 μmol·L^-1 H₂O₂ for 24 hours）， MK8722 group （pretreated with 50 μmol·L^-1 MK8722 for 24 hours followed by 200 μmol·L^-1 H₂O₂ for 24 hours）， Compound C group （pretreated with 5 μmol·L^-1 Compound C， an AMPK inhibitor， for 24 hours followed by 200 μmol·L^-1 H₂O₂ for 24 hours）， and salidroside+Compound C group （pretreated with 50 μmol·L^-1 salidroside and 5 μmol·L^-1 Compound C for 24 hours followed by 200 μmol·L^-1 H₂O₂ for 24 hours）. Intracellular reactive oxygen species （ROS） fluorescence intensity was detected using 2’，7’-dichlorofluorescin diacetate （DCFH-DA）. The levels of malondialdehyde （MDA）， catalase （CAT）， and superoxide dismutase （SOD） were determined using commercial biochemical assay kits. Cell proliferative capacity was evaluated by cell counting kit-8 （CCK-8） assay and 5-ethynyl-2’-deoxyuridine （EdU） staining. Apoptosis was quantified by flow cytometry. Intracellular adenosine triphosphate （ATP） levels were measured using an ATP assay kit. The protein expression levels of phosphorylated AMPK （p-AMPK）， ACSS2， and PPARα in H9c2 cells were detected by Western blotting. Results Compared with the control group， H9c2 cells in the H₂O₂ group showed significantly increased ROS fluorescence intensity， MDA content， and apoptosis rate， while CAT and SOD activities， OD₄₅₀ value， EdU-positive rate， ATP content， and the protein expression levels of p-AMPK， ACSS2， and PPARα were significantly decreased （all P<0.05）. Compared with the H₂O₂ group， the salidroside group and the MK8722 group exhibited significantly reduced ROS fluorescence intensity， MDA content， and apoptosis rate， whereas CAT and SOD activities， OD₄₅₀ value， EdU-positive rate， ATP content， and the protein expression levels of p-AMPK， ACSS2， and PPARα were significantly increased （all P<0.05）. In contrast， the Compound C group showed opposite trends to those observed in the MK8722 group （all P<0.05）. Compared with the salidroside group， the salidroside+Compound C group showed significantly increased ROS fluorescence intensity， MDA content， and apoptosis rate， while CAT and SOD activities， OD₄₅₀ value， EdU-positive rate， ATP content， and the protein expression levels of p-AMPK， ACSS2， and PPARα were significantly decreased （all P<0.05）. Conclusion Salidroside can alleviate H₂O₂-induced oxidative stress in cardiomyocytes， inhibit apoptosis， and attenuate cellular injury by activating the AMPK/ACSS2/PPARα signaling pathway.

Graphical abstract

关键词

红景天苷 / 腺苷酸活化蛋白激酶/乙酰辅酶A合成酶短链家族成员2/过氧化物酶体增殖物激活受体α信号通路 / 过氧化氢 / 心肌细胞 / 氧化应激 / 心血管疾病

Key words

salidroside / adenosine monophosphate-activated protein kinase （AMPK）/acyl-CoA synthetase short-chain family member 2 （ACSS2）/peroxisome proliferator-activated receptor α （PPARα） signaling pathway / hydrogen peroxide / cardiomyocytes / oxidative stress / cardiovascular diseases

心血管疾病已成为全球范围内威胁人类生命健康的重大疾病^［1］。心肌缺血再灌注损伤、心肌梗死、心律失常和心力衰竭是临床常见的心血管疾病^［2-3］。心肌细胞损伤是上述疾病发生、发展的核心病理基础，由氧化应激介导的心肌细胞损伤更是心血管疾病的重要发病机制^［4］。因此，有效干预氧化应激、减少心肌细胞损伤，对心血管疾病的防治至关重要。红景天苷是红景天属植物中提取的天然活性成分，兼具抗炎、抗氧化等多种药理活性^［5］。现有研究证实，红景天苷可减轻由过氧化氢（hydrogen peroxide， H₂O₂）诱导的H9c2心肌细胞氧化损伤^［6］，但其具体作用分子机制尚未完全阐明。

研究表明，通过激活腺苷酸活化蛋白激酶（adenosine monophosphate activated protein kinase， AMPK）/乙酰辅酶A合成酶短链家族成员2（acyl-CoA synthetase short chain family member 2， ACSS2）/过氧化物酶体增殖物激活受体α（peroxisome proliferator activated receptor α， PPARα）信号通路可改善血管紧张素Ⅱ诱导的心肌细胞活力下降^［7］；已有研究证实，红景天苷可通过调控AMPK信号通路，改善高脂环境诱导的H9c2心肌细胞损伤^［8］。但红景天苷能否通过介导AMPK/ACSS2/PPARα通路，调控H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激损伤，目前尚无明确报道。基于此，本研究以H9c2心肌细胞为研究对象，探究红景天苷对H₂O₂诱导心肌细胞氧化应激损伤的保护作用及潜在的分子机制。

1 仪器与材料

1.1 仪器

Accuri^®C6型流式细胞仪（美国BD公司）；SpectraMax iD3型酶标仪（美谷分子仪器有限公司）；BX63型荧光显微镜（日本奥林巴斯公司）；DYCP-36型蛋白电泳仪（北京六一生物科技有限公司）。

1.2 试药

红景天苷（批号YT61225，质量分数≥98%，上海纯优生物科技有限公司）；H₂O₂（批号G102253，广东恒健制药有限公司）；AMPK特异性抑制剂Compound C（批号M122544，质量分数为99.59%，美国MCE公司）；AMPK激动剂MK8722（批号M022544，质量分数≥98%，上海芮晖化工科技有限公司）；2’， 7’-二氯荧光素二乙酸酯（2’， 7’-dichlorofluorescin diacetate，DCFH-DA）（批号B122155，质量分数≥97%，上海齐源生物科技有限公司）；丙二醛（malondialdehyde， MDA）、过氧化氢酶（catalase， CAT）、超氧化物歧化酶（superoxide dismutase， SOD）试剂盒，批号分别为K554422、K552914、K530211，均购自上海语纯生物科技有限公司；细胞计数试剂盒-8（cell counting kit-8， CCK-8，批号H122502，广州研创生物技术发展有限公司）；5-乙炔基-2’-脱氧尿嘧啶核苷（5-ethynyl-2’-deoxyuridine， EdU）染色试剂盒（批号G102321，上海碧云天生物技术有限公司）；Annexin V-FITC细胞凋亡检测试剂盒（批号A1002201，上海泽叶生物科技有限公司）；腺嘌呤核苷三磷酸（adenosine triphosphate， ATP）试剂盒（批号H023321，武汉艾美捷科技有限公司）；2，2-联喹啉-4，4-二甲酸二钠（butyleyanoacrylate， BCA）蛋白定量试剂盒（批号T5221103，上海炎熙生物科技有限公司）；兔源一抗p-AMPK、ACSS2、PPARα、甘油醛-3-磷酸脱氢酶（glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase， GAPDH）、AMPK及对应二抗，批号分别为H102251、H102823、H102369、H100245、H106036、H113087，均购自英国Abcam公司。

1.3 细胞

大鼠H9c2心肌细胞株，购自通派（上海）生物科技有限公司。

2 方法

2.1 细胞分组与干预处理

将H9c2细胞随机分为6组：对照组、H₂O₂组、红景天苷组、MK8722组、Compound C组、红景天苷+

Compound C组。对照组常规培养，不给予任何药物干预；H₂O₂组采用200 μmol·L^-1 H₂O₂持续干预24 h^［9］；红景天苷组用50 μmol·L^-1红景天苷预处理24 h，再联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h^［10］；MK8722组用50 μmol·L^-1 MK8722预处理24 h，再联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h^［11］；Compound C组用5 μmol·L^-1 Compound C预处理24 h，再联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h^［12］；红景天苷+Compound C组用50 μmol·L^-1红景天苷和5 μmol·L^-1 Compound C共同预处理24 h，再联合200 μmol·L^-1 H₂O₂干预24 h。各组细胞处理结束后，统一收集样本进行后续指标的检测。

2.2 细胞内ROS荧光强度的检测

采用无血清基础培养基洗涤各组细胞，加入含终浓度10 μmol·L^-1 DCFH-DA的无血清培养基，避光孵育20 min。弃去染色工作液，新鲜培养基洗涤细胞3次，去除未结合探针。采用流式细胞仪，设置激发波长为488 nm，发射波长为525 nm，定量检测细胞内ROS荧光强度。

2.3 细胞内MDA、CAT、SOD水平的检测

收集各组细胞样本，严格按照对应试剂盒说明书进行操作，分别检测细胞内MDA、CAT、SOD含量。

2.4 CCK-8检测细胞增殖能力

将H9c2细胞以4×10³个·孔^-1的密度接种于96孔培养板中，按2.1项下分组方案完成干预处理后，每孔加入10 μL CCK-8工作液，恒温孵育1 h。采用酶标仪测定450 nm波长处的吸光度（optical density at 450 nm，OD₄₅₀）值，评价细胞增殖能力。

2.5 EdU染色检测细胞增殖能力

将各组细胞以5×10⁵个·孔^-1的密度接种于12孔板中，加入EdU工作液孵育2 h。细胞经固定、透膜及4，6-联脒-2-苯基吲哚染色处理后，于荧光显微镜下观察并统计EdU阳性细胞比例。

2.6 流式细胞术检测细胞凋亡

各组H9c2细胞经胰酶消化，制备单细胞悬液；依次加入5 μL Annexin V-FITC避光孵育10 min，再加入5 μL碘化丙啶染色5 min，通过流式细胞仪检测细胞凋亡率。

2.7 细胞ATP含量的测定

将各组H9c2细胞接种于6孔板中并完成分组干预，每孔加入200 μL细胞裂解液充分裂解，于4 ℃、以12 000 r·min^-1离心10 min，收集上清液，参照ATP试剂盒操作说明，制作ATP标准品和反应工作液，检测各组细胞内ATP的含量。

2.8 Western blotting检测通路相关蛋白的表达水平

各组H9c2细胞用磷酸盐缓冲液洗涤2次，加入放射免疫沉淀缓冲液消化后提取总蛋白，于4 ℃条件下，以11 000 r·min^-¹离心10 min。采用BCA法测定上清液中蛋白浓度并统一上样量；取60 µg蛋白质经质量分数10%十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，转移至聚偏氟乙烯膜；用体积分数5%脱脂牛奶室温封闭1 h，4 ℃条件下加入一抗p-AMPK（1∶3 000）、ACSS2（1∶4 000）、PPARα（1∶5 000）、GAPDH（1∶2 000）、AMPK（1∶4 000）孵育过夜；随后用TBST洗膜3次后，每次10 min，加入对应二抗（1∶2 000）室温孵育1 h；在摇床上清洗3次，采用增强型化学发光试剂显影成像。通过Image Lab软件对蛋白条带进行灰度定量分析。

2.9 统计学方法

采用Prism 8.0统计软件对数据进行处理。计量资料用（\overline{x}\pm s）表示。多组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用SNK-q检验。P<0.05为差异有统计学意义。

3 结果

3.1 红景天苷对H9c2细胞ROS水平及氧化应激指标的影响

与对照组比较，H₂O₂组的ROS荧光强度、MDA含量均显著升高，CAT、SOD水平均显著降低（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组与MK8722组的ROS荧光强度、MDA含量均显著降低，CAT、SOD水平均显著升高，Compound C组的ROS荧光强度、MDA含量均显著升高，CAT、SOD水平均显著降低（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组的ROS荧光强度、MDA水平均显著升高，CAT、SOD水平均显著降低（P<0.05）。见图1、表1。

3.2 红景天苷对H9c2细胞增殖能力的影响

与对照组比较，H₂O₂组的OD₄₅₀值、EdU阳性率均显著降低（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组、MK8722组的OD₄₅₀值、EdU阳性率均显著升高，Compound C组的OD₄₅₀值、EdU阳性率均显著降低（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组的OD₄₅₀值、EdU阳性率均显著降低（P<0.05）。见图2、表2。

3.3 红景天苷对H9c2细胞凋亡的影响

与对照组比较，H₂O₂组的凋亡率均显著升高（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组、MK8722组的凋亡率均显著降低，Compound C组的凋亡率显著升高（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组的凋亡率显著升高（P<0.05）。见图3、表3。

3.4 红景天苷对H9c2细胞中ATP能量代谢的影响

与对照组比较，H₂O₂组的ATP含量显著降低（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组、MK8722组的ATP含量均显著升高，Compound C组的ATP含量显著降低（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组的ATP含量显著降低（P<0.05）。见表4。

3.5 红景天苷对AMPK/ACSS2/PPARα通路蛋白表达的影响

与对照组比较，H₂O₂组的p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著降低（P<0.05）；与H₂O₂组比较，红景天苷组、MK8722组的p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著升高，Compound C组的p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均降低（P<0.05）；与红景天苷组比较，红景天苷+Compound C组的p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达水平均显著降低（P<0.05）。见图4、表5。

4 讨论

随着人口老龄化加剧及肥胖、糖尿病等代谢疾病的发病率逐年升高，心血管疾病的全球疾病负担和医疗消耗持续上升。现阶段虽已对心血管疾病的病理生理机制开展了大量研究，但核心调控靶点与具体分子机制仍有待深入阐明。大量研究证实，细胞氧化应激失衡是导致心血管疾病发生、发展的主要原因^［13］。氧化应激损伤主要源于ROS产生和清除系统失衡，过量ROS蓄积可破坏心肌细胞氧化抗氧化系统稳态，诱发脂质过氧化损伤，最终触发细胞凋亡程序^［14］。

MDA是自由基氧化反应的最终产物，具有较高的细胞毒性，易导致细胞内蛋白质等大分子结构破坏和功能障碍，从而引起机体氧化损伤^［15］。CAT、SOD是生物体内重要的抗氧化金属酶，可催化超氧阴离子自由基发生歧化反应，在维持机体氧化和抗氧化平衡中发挥关键作用^［16-17］。本研究采用H₂O₂构建H9c2心肌细胞氧化应激损伤模型，结果证实，H₂O₂可显著上调ROS荧光强度和MDA水平，降低CAT、SOD水平、OD₄₅₀值及EdU阳性率，表明H₂O₂可诱导H9c2细胞氧化应激损伤。另有研究发现，过量产生的ROS被认为在各种刺激诱导的细胞凋亡过程中发挥关键作用^［18］。在本研究中，H₂O₂组的细胞凋亡率显著高于对照组，这一结果表明H₂O₂诱导的氧化应激进一步促进了细胞凋亡。此外，心肌能量代谢异常与心肌细胞损伤密切相关^［19］。本研究结果显示，H₂O₂组的ATP含量低于对照组，表明H₂O₂可诱导细胞能量代谢障碍并诱导细胞损伤。总之，抑制氧化应激及细胞凋亡可能是减轻H₂O₂所致H9c2细胞损伤的有效途径之一。

红景天苷是一种酚类糖苷化合物，具有抗氧化应激、抗炎、心肌保护等多种药理学活性^［20］。已有体内外研究证实，红景天苷可改善心肌缺血再灌注损伤，减轻心肌组织氧化应激反应^［21-23］。本研究结果进一步证实，红景天苷可有效改善由H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激、细胞凋亡及增殖抑制，发挥明确的心肌细胞保护作用，补充了红景天苷在氧化损伤心肌保护中的实验依据。

AMPK作为细胞能量传感器，可通过激活下游ACSS2/PPARα通路发挥细胞保护作用^［7］。目前，关于AMPK/ACSS2/PPARα通路的研究相对有限。本研究结果显示，在H₂O₂诱导的H9c2细胞中，用AMPK激活剂MK8722处理后，p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白表达显著上调，同时细胞氧化应激及凋亡受到抑制，表明激活AMPK/ACSS2/PPARα通路能够减轻由H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激及凋亡，从而减轻细胞损伤。相反，经AMPK抑制剂Compound C处理由H₂O₂诱导的H9c2细胞后，上述指标呈现相反的变化趋势，表明抑制AMPK/ACSS2/PPARα通路可加剧由H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激与凋亡，加重细胞损伤。

此外，本研究发现，红景天苷能够上调由H₂O₂诱导的H9c2细胞中p-AMPK、ACSS2、PPARα蛋白的表达，因此推测红景天苷可能通过激活AMPK/ACSS2/PPARα通路，抑制H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激及凋亡，从而减轻细胞损伤^［24］。为验证该推测，本研究利用Compound C进行了回复实验。结果显示，Compound C逆转了红景天苷对由H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激及凋亡的抑制作用，证实了上述推测的合理性。

综上所述，红景天苷可能通过激活AMPK/ACSS2/PPARα通路，抑制由H₂O₂诱导的心肌细胞氧化应激及凋亡，减轻细胞损伤。该研究为心血管疾病的治疗提供了新的参考依据。

参考文献

[1] Li S， Huang C， Li X，et al. Bellidifolin from Gentianella acuta （Michx.） Hulten protects H9c2 cells from hydrogen peroxide-induced injury via the PI3K-Akt signal pathway［J］. Toxicol Rep，2022，9：1655-1665．

[2] Mei M， Sun H， Xu J，et al. Vanillic acid attenuates H₂O₂-induced injury in H9c2 cells by regulating mitophagy via the PINK1/Parkin/Mfn2 signaling pathway［J］. Front Pharmacol，2022，13：976156．

[3] Wang X， Ren L， Chen S，et al. Long non-coding RNA MIR4435-2HG/microRNA-125a-5p axis is involved in myocardial ischemic injuries［J］. Bioengineered，2022，13（4）：10707-10720．

[4] 董磊，江新泉. 急性心肌梗死的发病机制及诊疗研究进展［J］. 山东第一医科大学（山东省医学科学院）学报，2021，42（6）：476-480．

[5] Dong Lei， Jiang Xinquan. Research progress on pathogenesis，diagnosis and treatment of acute myocardial infarction［J］. Journal of Shandong First Medical University & Shandong Academy of Medical Sciences，2021，42（6）：476-480．

[6] Hai Z， Wu Y， Ning Z. Salidroside attenuates atrial fibrosis and atrial fibrillation vulnerability induced by angiotensin-Ⅱ through inhibition of LOXL2-TGF-β₁-Smad2/3 pathway［J］. Heliyon，2023，9（11）：e21220．

[7] Gao H， Liu X， Tian K，et al. Insight into the protective effect of salidroside against H₂O₂-induced injury in H9C2 cells［J］. Oxid Med Cell Longev，2021，2021：1060271．

[8] 郭依宁，方崇锴，王俊岩，等. 黄芪甲苷通过AMPK/ACSS2/PPARα信号通路改善心肌细胞能量代谢的机制研究［J］. 中华中医药杂志，2022，37（8）：4389-4393．

[9] Guo Yining， Fang Chongkai， Wang Junyan，et al. Mechanism study of Astragaloside Ⅳ improving energy metabolism of myocardial cells through AMPK/ACSS2/PPARα signaling pathway［J］. China Journal of Traditional Chinese Medicine and Pharmacy，2022，37（8）：4389-4393．

[10] 邬玫竹，项云，鲍翠玉，等. 基于AMPK/mTOR/p70S6K通路探讨红景天苷对高脂所致H9c2心肌细胞凋亡的保护作用［J］. 中国中药杂志，2022，47（14）：3837-3843．

[11] Wu Meizhu， Xiang Yun， Bao Cuiyu，et al. Protective effect of salidroside on high fat-induced apoptosis in H9c2 cardiomyocytes through AMPK/mTOR/p70S6K pathway［J］. China Journal of Chinese Materia Medica，2022，47（14）：3837-3843．

[12] 王绮雯，陈志健，张旺发，等. 熊果酸通过促进自噬保护H₂O₂诱导的H9C2大鼠心肌细胞氧化应激损伤［J］. 中药新药与临床药理，2021，32（11）：1615-1621．

[13] Wang Qiwen， Chen Zhijian， Zhang Wangfa，et al. Ursolic acid protects H₂O₂-induced myocardial oxidative stress by promoting autophagy［J］. Traditional Chinese Drug Research and Clinical Pharmacology，2021，32（11）：1615-1621．

[14] 尹敬，田炜，魏建强，等. 红景天苷对H9c2心肌细胞损伤的保护作用及机制研究［J］. 时珍国医国药，2014，25（9）：2107-2110．

[15] Yin Jing， Tian Wei， Wei Jianqiang，et al. The protective mechanism of salidroside in H9c2 myocardial cells injury［J］. Journal of Li-Shizhen Traditional Chinese Medicine，2014，25（9）：2107-2110．

[16] Wang C， Huang B， Sun L，et al. MK8722，an AMPK activator，inhibiting carcinoma proliferation，invasion and migration in human pancreatic cancer cells［J］. Biomedecine Pharmacother，2021，144：112325．

[17] 李钰佳，李定祥，彭殉，等. 基于AMPK/mTOR/ULK1自噬相关通路探讨左归降糖通脉方对AGEs合并缺糖缺氧星形胶质细胞炎性损伤的影响［J］. 中国实验方剂学杂志，2022，28（16）：90-99．

[18] Li Yujia， Li Dingxiang， Peng Xun，et al. Effect of Zuogui Jiangtang Tongmai Prescription on astrocyte injury by AGEs combined with oxygen-glucose deprivation based on AMPK/mTOR/ULK1 pathway related to autophagy［J］. Chinese Journal of Experimental Traditional Medical Formulae，2022，28（16）：90-99．

[19] Liu Z， Shu S， Li S，et al. Anthocyanin of black highland barley alleviates H₂O₂-induced cardiomyocyte injury and myocardial infarction via activating the phosphatase and tensin homolog/phosphatidylinositol 3-kinase/protein kinase B pathway［J］. Foods，2024，13（9）：1417．

[20] Wang N， Liu X， Liu K，et al. Homo-oxidized HSPB1 protects H9c2 cells against oxidative stress via activation of KEAP1/NRF2 signaling pathway［J］. iScience，2023，26（8）：107443．

[21] Mi X， Zhang Z， Cheng J，et al. Cardioprotective effects of Schisantherin A against isoproterenol-induced acute myocardial infarction through amelioration of oxidative stress and inflammation via modulation of PI3K-AKT/Nrf2/ARE and TLR4/MAPK/NF-κB pathways in rats［J］. BMC Complement Med Ther，2023，23（1）：277．

[22] Zhong H， Li Z， Li M，et al. Donepezil reduces H₂O₂-inflicted oxidative stress and necroptosis in cardiomyocytes［J］. Ann Clin Lab Sci，2023，53（2）：259-270．

[23] Bejaoui B， Sdiri C， Ben Souf I，et al. Physicochemical properties，antioxidant markers，and meat quality as affected by heat stress：A review［J］. Molecules，2023，28（8）：3332．

[24] Cheng X， Zhang Y， Guo H，et al. Cichoric acid improves isoproterenol-induced myocardial fibrosis via inhibition of HK1/NLRP3 inflammasome-mediated signaling pathways by reducing oxidative stress，inflammation，and apoptosis［J］. Food Sci Nutr，2024，12（1）：180-191．

[25] Gallo G， Rubattu S， Volpe M. Mitochondrial dysfunction in heart failure： From pathophysiological mechanisms to therapeutic opportunities［J］. Int J Mol Sci，2024，25（5）：2667．

[26] Gao H， Tian K， Meng Y，et al. Salidroside ameliorates cardiomyocyte hypertrophy by upregulating peroxisome proliferator-activated receptor-α ［J］. Front Pharmacol，2022，13：865434．

[27] Yang Y， Liang F， Gao J，et al. Salidroside ameliorates ischemia/reperfusion-induced human cardiomyocyte injury by inhibiting the Circ_0097682/miR-671-5p/USP46 pathway［J］. Cardiovasc Toxicol，2023，23（11/12）：406-418．

[28] Liu B， Wei H， Lan M，et al. MicroRNA-21 mediates the protective effects of salidroside against hypoxia/reoxygenation-induced myocardial oxidative stress and inflammatory response［J］. Exp Ther Med，2020，19（3）：1655-1664．

[29] 林少兵，阮君山，庄将协. 线粒体通透性转换孔对红景天苷减轻心肌缺血再灌注损伤的作用［J］. 西北药学杂志，2019，34（4）：518-522．

[30] Lin Shaobing， Ruan Junshan， Zhuang Jiangxie. Effect of mitochondrial permeablity transition pore on cardio-protection of salidroside against ischemia reperfusion injury［J］. Northwest Pharmaceutical Journal，2019，34（4）：518-522．

[31] 嵇成锋，王琛，张和香，等. 二氢丹参酮对心肌细胞缺血再灌注损伤的保护作用［J］. 西北药学杂志，2023，38（6）：77-82．

[32] Ji Chengfeng， Wang Chen， Zhang Hexiang，et al ．Protective effect of dihydrotanshinone on myocardial ischemia-reperfusion injury［J］. Northwest Pharmaceutical Journal，2023，38（6）：77-82．

基金资助

河北省保定市科技计划项目(1951ZF058)