不同能量水平精补料对生长期舍饲牦牛生产性能、血液生化指标及瘤胃微生物群落的影响

Effects of supplemental feeds with different energy contents on the productive performance， blood biochemical indices， and ruminal microbial community of growing yaks

摘要

为探究不同能量水平精补料对生长期舍饲牦牛生产性能、血液生化指标及其瘤胃微生物群落的影响，选初始体重相近的27头1周岁牦牛作为试验动物，随机分为3组，每组9头，分别饲喂低（LG）、中（MG）、高（HG）3个能量水平的精补料，其中试验预饲期7 d，正饲期110 d。结果表明：1）试验末期，LG、MG和HG组牦牛终末体重、平均日增重和平均日采食量均无显著差异（P>0.05），但与初始体重相比，终末体重分别提高了79.91%、82.27%和86.16%。2）随着精补料能量水平的升高，HG组牦牛血清中生长激素、胰岛素样生长因子1和胰岛素样生长因子2浓度显著高于LG组（P<0.05），但LG组牦牛血清总抗氧化能力显著高于HG组（P<0.05），其他血清生化指标有升高趋势但无显著差异（P>0.05）。3）各组间牦牛瘤胃微生物群落的Alpha和Beta多样性无显著差异，但奇异菌属、UCG-005菌属、毛螺旋菌科UCG-008菌属、真/优杆菌属等菌属在HG组牦牛瘤胃中显著富集（P<0.05），而梭菌纲UCG-014未定名菌属、普雷沃氏菌科UCG-001菌属的微生物群落在LG组牦牛瘤胃中显著富集（P<0.05）。4）Mantel检验进一步发现瘤胃解琥珀酸菌属与宿主血液中的总胆固醇（TC）和高密度脂蛋白胆固醇（HDL）浓度呈显著负相关（P<0.05），Xylanibacter与宿主血液中的游离脂肪酸（NEFA）浓度呈显著负相关（P<0.05）。综上，对生长期舍饲牦牛饲喂高能量水平的精补料可提高牦牛血液中与生长相关的激素水平，增加瘤胃微生物群落多样性，进而提升牦牛生产性能。

Abstract

This study aimed to investigate the effects of supplemental feeds with different energy levels on the growth rate of yaks. A total of 27 one-year-old yaks with similar initial body weights were randomly divided into three groups， with nine yaks per group. The three groups were fed concentrate feeds with low （LG）， medium （MG）， and high （HG） energy levels. The pre-feeding period lasted for 7 days， followed by a formal feeding period of 110 days. The production performance， blood biochemical indices， and rumen microbial communities of growing yaks were measured during the growth period. The results show that： 1） At the end of the trial， there were no significant differences in final body weight， average daily gain， and average daily feed intake among the LG， MG， and HG groups （P>0.05）. However， compared with the initial body weight， the final body weight of yaks in the LG， MG， and HG groups was increased by 79.91%， 82.27%， and 86.16%， respectively. 2） The concentrations of growth hormone， insulin-like growth factor 1， and insulin-like growth factor 2 in serum were significantly higher in the HG group than in the LG group （P<0.05）， whereas the total antioxidant capacity in serum was significantly lower in the HG group than in the LG group （P<0.05）. Other serum biochemical indicators tended to increase with increasing energy levels in the diet but the differences among the three groups were not significant （P>0.05）. 3） There was no significant difference in the alpha and beta diversity of rumen microbial communities among the three groups. However， taxa such as Atopobium， UCG-005， Lachnospiraceae_UCG-008， and Eubacterium were significantly enriched in the rumen of the HG group （P<0.05）， and microbial communities dominated by norank_o_Clostridia_UCG-014 and Prevotellaceae_UCG-001 were significantly enriched in the rumen of the LG group （P<0.05）. 4） Mantel tests revealed that the abundance of Succiniclasticum in the rumen was significantly negatively correlated with the total cholesterol and high-density lipoprotein cholesterol levels in the blood （P<0.05）， and the abundance of Xylanibacter was significantly negatively correlated with the non-esterified fatty acid concentration in the blood （P<0.05）. The results of this study indicate that increasing the energy level of concentrated feed can increase the levels of hormones such as growth hormone and enhance the diversity of rumen microbial communities， thereby improving the growth rate of yaks.

Graphical abstract

关键词

生长期 / 舍饲牦牛 / 精补料 / 生产性能 / 瘤胃微生物

Key words

growth period / confined yaks / supplemental feed / productive performance / rumen microbiota

牦牛（Bos grunniens）作为青藏高原特有的反刍动物，经过长期自然选择和人工驯化已形成独特的高寒适应性，其不仅是高原生态系统的重要组成部分，更是维系当地牧民经济生活的关键畜种^［1-2］。然而，受限于高寒草地生产系统季节性波动，冷季牧草供给在数量和质量上的急剧下降，导致传统放牧模式下牦牛长期陷入“夏壮-秋肥-冬瘦-春乏”的生长恶性循环^［1，3］。这种周期性营养不良不仅造成个体增重效率低下，更使牧民面临严重的经济损失，故探索发展牦牛舍饲育肥技术对保障牧民财产安全至关重要。

反刍动物营养学研究揭示，瘤胃微生物群落可通过发酵植物纤维生成挥发性脂肪酸、维生素、微生物蛋白等微生物代谢产物，其中挥发性脂肪酸可为宿主提供约70%以上的日常代谢能量^［4-5］。牦牛在冷季自然放牧条件下体重呈负增长^［6］，而在完全舍饲条件下适当增加精补料的供给可显著提高牦牛生产性能^［7］。研究发现，牦牛瘤胃菌群结构与饲粮能量水平呈显著相关，当饲粮综合净能从3.72提升至5.32 MJ·kg⁻¹时，舍饲牦牛平均日增重呈2.7倍增长，且伴随瘤胃上皮挥发性脂肪酸转运载体基因的显著上调^［8］，这提示通过精准调控饲粮能量水平改善微生物代谢活性，可能会成为突破牦牛冷季舍饲生产瓶颈的有效途径。同时，有研究表明通过饲喂高精料饲粮可提高牦牛瘤胃优势菌群的丰度，增强碳水化合物代谢途径，进而提高牦牛生产性能^［9］。

基于此，本研究以27头1周岁龄健康牦牛为对象，设置低、中、高3个能量梯度的精补料组，系统探究不同能量水平精补料对生长期舍饲牦牛生长性能、血液生化指标和瘤胃微生物群落结构等的影响，为后期研究建立不同时期舍饲牦牛的能量-微生物-生长性能调控模型以及优化高寒地区牦牛育肥方案提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 试验设计

饲养试验于2024年4-8月在青海省果洛州玛沁县青海众磊生物科技有限公司内进行。选择健康、年龄相近的1周岁左右牦牛27头，平均体重为（93.74±2.35） kg，将其随机分为3组，每组3栏，每栏3头牛。依据精补料能量水平不同，分为低能量组（low energy group， LG）、中能量组（medium energy group， MG）和高能量组（high energy group， HG）。粗饲料为燕麦（Avena sativa）青干草，精料补充料按照精粗比50∶50的比例添加。试验牛每天饲喂两次（早上7：00，下午16：00），圈舍饲喂，自由采食与饮水，定期打扫卫生，保持圈舍通风。预饲期7 d，正饲期110 d。

1.2 试验饲粮设计

精料补充料的配置参照中国肉牛饲养标准（NY/T 815-2004）^［10］中推荐的肉牛营养推荐值设计，以玉米（Zea mays）、玉米胚芽粕、小麦（Triticum aestivum）次粉、玉米全干酒糟（distillers dried grains with solubles， DDGS）、大豆（Glycine max）粕、棉籽粕、菜籽粕、硫酸钙、添加剂预混料等组成。原料成分和能量水平见表1。

1.3 生长性能测定

正式试验开始前，根据试验设计选取27头体重相近的1岁牦牛空腹测定初始体重（initial body weight，IBW）；正饲期110 d后测定终末体重（final body weight，FBW），计算每头牛平均日增重（average daily weight gain，ADG）。计算公式为：ADG=（FBW-IBW）/试验天数。

试验期间，每月记录1次各分组牦牛总的青干草饲喂量和精补料饲喂量，记录每组牦牛每月精补料和粗饲料的总采食量，用以计算日平均干物质采食量（average dry matter intake，ADMI）。计算公式为：ADMI=试验期内总干物质采食量/试验天数；料重比（feed/gain， F/G）=ADMI/ADG。

1.4 样品采集

试验期结束后，在晨饲前对各试验组牦牛进行颈静脉采血10 mL，室温静置凝固后，4 ℃、3500 r·min^-1离心15 min，将上清液转移至离心管中，放至-20 ℃冰箱保存，用于后续血清生化指标及激素含量的分析。同时，在晨饲前对各试验组牦牛使用瘤胃液采集管经口腔插入瘤胃采集瘤胃液，将最初采集的丢弃，收集最后采集的瘤胃液置于5 mL冻存管，经液氮冻存后置于-80 ℃超低温保存，用于测定瘤胃微生物群落组成。

1.5 血液生化指标检测

宿主血液代谢物主要检测血清中的血糖（glucose，GLU）、甘油三酯（triacylglycerols，TG）、总胆固醇（total cholesterol，TC）、低密度脂蛋白胆固醇（low density lipoprotein cholesterol，LDL）、高密度脂蛋白胆固醇（high density lipoprotein cholesterol，HDL）浓度，使用迈瑞BS-240VET全自动血液生化仪（迈瑞公司，中国深圳）进行检测。血清中游离脂肪酸（non-esterified fatty acid，NEFA）和丙二醛（malondialdehyde，MDA）浓度，总抗氧化能力（total antioxidant capacity，T-AOC）和谷胱甘肽过氧化酶（glutathione peroxidase，GSH-Px）活性按照试剂盒（南京建成，中国江苏）的检测说明进行测定。血清中的生长激素（growth hormone，GH）、胰岛素（insulin，INS）、胰岛素样生长因子1（insulin-like growth factor 1，IGF-1）、胰岛素样生长因子2（insulin-like growth factor 2，IGF-2）使用酶联免疫吸附试验（enzyme-linked immunosorbent assay， ELISA）试剂盒（上海茁彩，中国上海）测定。

1.6 瘤胃微生物群落多样性检测

采用十六烷基三甲基溴化铵（cetyltrimethylammonium bromide， CTAB）法提取瘤胃液微生物基因组DNA。采用NANODROP LITE分光光度计（Thermo Scientific，美国）评估DNA含量和质量。使用通用引物对（341F和806R）扩增16S rRNA基因V3-V4区域。PCR反应条件如下：98 °C预变性1 min，随后进行30个循环：98 °C变性10 s，50 °C退火30 s，72 °C延伸30 s，最后72 °C延伸5 min。PCR产物使用Qiagen凝胶提取试剂盒（Qiagen，德国）进行富集和纯化。使用Illumina TruSeq® DNA PCR-Free样本制备试剂盒（Illumina，美国）根据制造商推荐的协议制备测序文库。在检测库质量后，使用Illumina NovaSeq平台进行测序，采用250 bp配对末端测序模式，将原始双端序列导入QIIME2（版本2022.2），使用默认流程进行质控、拼接、产生扩增子序列变异体（amplicon sequence variants， ASVs），使用Silva数据库（https：//www.arb-silva.de）对细菌进行分类注释。利用QIIME估算物种丰富度Chao 1和Shannon等Alpha多样性指数。采用非参数Kruskal-Wallis检验分析不同能量水平精补料对舍饲生长期牦牛瘤胃微生物群落的Alpha多样性的影响^［11］。利用Bray-Curtis距离矩阵进行非度量多维尺度分析（non-metric multidimensional scaling， NMDS），分析瘤胃微生物群落的Beta多样性，并利用相似性分析（analysis of similarities， ANOSIM）检验各组差异。利用Circos软件对各组间牦牛瘤胃微生物群落组成进行可视化分析^［12］。采用Kruskal-Wallis秩和检验来确定不同组间瘤胃微生物群落结构是否随精补料能量水平变化。基于Mantel检验对不同组间牦牛瘤胃微生物群落与其血液生化指标间的相关性进行分析。

1.7 统计分析

采用Excel 2016整理试验数据，利用R（version 4.3.1）软件的aov函数对试验数据进行单因素方差分析，结合LSD.test函数进行各组间的多重比较检验，结果用平均值±标准误（standard error of mean，SEM）表示。*或P<0.05为差异显著，**或P<0.01为差异极显著，P>0.05为差异不显著。

2 结果与分析

2.1 不同能量水平精补料对生长期牦牛生产性能及血液代谢物的影响

随着精补料能量水平的升高，生长期舍饲牦牛FBW、ADG均呈升高趋势，但各组间无显著差异（表2，P>0.05）。低能量组、中能量组和高能量组的FBW较IBW分别提高了79.91%、82.27%和86.16%。随着精补料能量水平的升高，各组牦牛ADMI逐渐降低，且料重比差异不显著（P>0.05）。同时，高能量组的生长期舍饲牦牛血清中GH、IGF-1和IGF-2浓度显著高于低能量组（P<0.05），但与中能量组无显著差异（P>0.05）。与低能量组相比，高能量组牦牛血清中T-AOC显著降低（P<0.05），中能量组牦牛血清中INS浓度显著升高（P<0.05），而其他血清生化指标有升高趋势但各组间无显著差异（P>0.05）。

2.2 不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落多样性的影响

与LG组相比，HG和MG组的生长期牦牛瘤胃微生物群落的物种丰富度Chao 1指数和物种多样性Shannon指数呈增加趋势，但各组间无显著差异（图1A， B，P>0.05）。为进一步评估饲喂不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落结构的影响，基于Bray-Curtis距离的NMDS比较了LG、MG和HG组的牦牛瘤胃微生物群落结构，发现饲喂不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落结构的影响差异显著（图1C，P=0.025），且HG组牦牛瘤胃样本相对于其他两组样本比较集中。基于零和模型发现LG组牦牛微生物群落的组成主要受随机性过程的扩散限制、漂变和其他生态过程的影响；MG组牦牛微生物群落的组成不仅受随机性过程的扩散限制、漂变和其他生态过程的影响，还受确定性过程的同质化选择过程的影响；HG组牦牛微生物群落的组成不仅受随机性过程的扩散限制、漂变和其他生态过程的影响，还受确定性过程的异质化选择过程的影响（图1D）。

2.3 不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落组成的影响

基于Upset聚类分析，发现LG、MG和HG组生长期牦牛瘤胃分别注释到6998、6942和6931个ASVs，其中LG、MG和HG组共有的ASVs有1380个，而LG组特有的ASVs有4615个，MG组特有的ASVs有4529个，HG组特有的ASVs有4615个（图2A）。在门水平，不同组间生长期牦牛瘤胃微生物群落组成主要为芽孢杆菌门（Bacillota）、拟杆菌门（Bacteroidota）、放线菌门（Actinomycetota）和髌骨细菌门（Patescibacteria），约占95%以上（图2B）。如图2C所示，不同组间牦牛瘤胃微生物群落组成在科水平上的优势菌群主要为普雷沃氏菌科（Prevotellaceae）、毛螺菌科（Lachnospiraceae）、理研菌科（Rikenellaceae）、颤螺旋菌科（Oscillospiraceae）、瘤胃菌科（Ruminococcaceae）和克里斯滕森菌科（Christensenellaceae）；而Xylanibacter、理研菌科RC9肠菌属（Rikenellaceae_RC9_gut_group）、克里斯滕森菌科R-7菌属（Christensenellaceae_R-7_group）、瘤胃球菌属（Ruminococcus）等为不同组间牦牛瘤胃微生物群落组成在属水平上的优势菌群（图2D）。

2.4 不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落影响差异分析

为进一步确定不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落的影响，采用线性判别分析效应大小（linear discriminant analysis effect size，LEfSe）分析来确定不同组间瘤胃微生物群落结构是否随精补料能量水平变化（图3）。在科水平，放线菌科（Anaerovoracaceae）、PeH15在HG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05），而拟杆菌目BS11肠菌科（Bacteroidales_BS11_gut_group）、立克次氏体目未定名菌科（norank_o__Rickettsiales）等在MG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05），梭菌纲UCG-014未定名菌科（norank_o__Clostridia_UCG-014）在LG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05）。在属水平，奇异菌属（Atopobium）、UCG-005、毛螺旋菌科UCG-008菌属（Lachnospiraceae_UCG-008）、真/优杆菌属（Eubacterium）等在HG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05），而奎因氏菌属（Quinella）、拟杆菌目BS11肠菌科未定名菌属（norank_f__Bacteroidales_BS11_gut_group）等在MG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05），梭菌纲UCG-014未定名菌属（norank_o__Clostridia_UCG-014）、普雷沃菌科UCG-001菌属（Prevotellaceae_UCG-001）等在LG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集（P<0.05）。

2.5 影响生长期牦牛瘤胃微生物群落结构变化的因素分析

基于Mantel检验进一步确定不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落在属水平的物种组成与宿主血液代谢物间的关系，发现宿主血液GLU、TG、TC与HDL、LDL浓度呈显著正相关（P<0.05），且GH与INS、IGF-1和IGF-2浓度呈显著正相关（P<0.05），而INS与TG、TC和HDL浓度呈显著负相关（P<0.05）；同时，LG组牦牛瘤胃微生物群落在属水平的物种组成与其宿主血液中的T-AOC和IGF-2呈显著正相关（图4A，P<0.05）。同时，解琥珀酸菌属（Succiniclasticum）与宿主血液中的TC和HDL呈显著负相关（P<0.05），Xylanibacter与宿主血液中的NEFA浓度呈显著负相关（P<0.05）。此外，研究发现宿主血液NEFA浓度与瘤胃norank_f__F082和norank_f__［Eubacterium］_coprostanoligenes_group呈显著正相关（P<0.05），且GSH-Px与norank_f__Muribaculaceae和理研菌科RC9肠菌属呈显著正相关（P<0.05），而IGF-1与聚乙酸菌属（Acetitomaculum）呈显著正相关（图4B，P<0.05）。

3 讨论

牦牛作为青藏高原特有的反刍动物，其独特的生理适应性与季节性营养匮乏的矛盾，一直是高原畜牧业研究的核心问题，故探索发展牦牛舍饲育肥技术对保障牧民财产安全至关重要。以往研究多聚焦于牦牛基础日粮的粗纤维供给或冷季放牧补饲策略等方面，但对于生长期舍饲牦牛的不同能量水平精补料如何调控瘤胃微生物群落进而影响其生产性能的研究鲜有系统探讨。本研究将生产性能、血液代谢指标与瘤胃微生物组学整合分析，揭示了不同能量水平精补料对牦牛暖季舍饲生长阶段生产性能提升的响应机理。

3.1 不同能量水平精补料对舍饲生长期牦牛生产性能及血液代谢的影响

为了改善现有的传统饲养管理模式，提高牦牛的生产性能和出栏率，本研究探讨了不同能量水平的精补料对牦牛暖季时舍饲育肥中生产效益的提升情况。在传统放牧模式下，因冷季牧草短缺、营养供应不足等条件导致牦牛在整个漫长的冬天都处于营养不良状态，故冷季结束时其体重会出现大幅下降^［1］。本研究发现，试验末期LG、MG和HG组的牦牛终末体重与试验初期相比均分别提高了79.91%、82.27%和86.16%，且低、中、高能量组牦牛的ADG分别达到0.62、0.64和0.67 kg·d⁻¹，而与低、中能量组牦牛相比，高能量组牦牛的ADG增加更快，表明在暖季时期提高精补料能量水平对提升生长期舍饲牦牛的生产需要，改善生产性能具有促进作用。研究表明，在完全舍饲条件下适当增加精补料的供给可显著提高牦牛的日增重^［13］，本研究结果与之相似。此外，在冷季条件下，通过对牦牛进行舍饲可显著提升其生长性能、营养代谢，优化血清生化指标，增加了牦牛的养殖效益^［14-15］。上述结果表明，在舍饲过程中提高精补料的能量水平可提升牦牛生产性能。

血清生化指标是衡量动物生理机能和健康状况的重要指标^［16］。GH对机体的新陈代谢过程具有重要的调控作用，如增加肝脏中糖异生作用，减少脂肪组织中脂肪生成并促进脂肪水解，加速蛋白质的生物合成过程，而IGF-1和IGF-2的释放则会协助GH发挥作用^［17-18］。本研究发现，随着精补料能量水平的升高提高了牦牛血清生化指标的浓度，其中高能量组生长期舍饲牦牛血清中GH、IGF-1和IGF-2浓度显著高于低能量组（P<0.05），而其他血清生化指标有升高趋势但各组间无显著差异，这也进一步表明了在暖季牦牛舍饲生长阶段高营养精补料可提高牦牛生产性能，带来更高的经济效益。有研究也发现，随着饲粮能量水平增加可使牦牛血清中INS、IGF-1浓度上升^［19］，本试验结果与此一致。同样，有研究发现暖季补饲牦牛血清INS浓度随着摄入能量的增加而显著上升^［20］。Zhang等^［21］在黄牛中也发现随饲粮能量水平的升高其血液中GLU、TG、GH（生长激素）、HDL和LDL浓度也呈升高趋势，本试验结果与此一致。然而，随着日粮能量水平的升高，冷季舍饲状态的牦牛血清能量代谢指标和脂肪代谢指标均显著升高，且其生产性能也随之提高^［22］。本研究发现，与LG组相比，HG组牦牛血清中T-AOC显著降低（P<0.05），这也间接表明在暖季牦牛舍饲生长阶段提高精补料能量水平可提高牦牛抗氧化能力进而改善其生产性能。

3.2 不同能量水平精补料对舍饲生长期牦牛瘤胃微生物群落的影响

反刍动物瘤胃微生物群落通过发酵植物纤维生成挥发性脂肪酸、维生素、微生物蛋白等微生物代谢产物，其中挥发性脂肪酸可为宿主提供约70%以上的日常代谢能量^{［4-5，23-25］}。厚壁菌门能将胃肠道内的纤维类物质分解为短链脂肪酸供宿主利用，而拟杆菌门主要降解碳水化合物并促进胃肠道免疫系统的发育^［26-28］。本研究发现生长期牦牛瘤胃微生物群落在门水平上以芽孢杆菌门（原名厚壁菌门）、拟杆菌门为主，这与反刍动物瘤胃菌群的典型特征一致^［29-31］。随着精补料能量水平的升高，LG、MG和HG组的舍饲生长期牦牛瘤胃微生物群落Alpha多样性呈增加的趋势但各组间无显著差异（P>0.05），而各组间牦牛瘤胃微生物群落Beta多样性有显著差异（P<0.05），且LG组牦牛瘤胃微生物群落组成主要受随机性过程影响，而MG和HG组牦牛瘤胃微生物群落组成主要受随机性过程和确定性过程的影响。研究表明，瘤胃球菌科和毛螺菌科是厚壁菌门的重要组成部分，是产生丁酸的细菌，通过将植物细胞壁中的膳食纤维消化为短链脂肪酸为宿主提供能量^［32-33］。本研究发现，奇异菌属、UCG-005、毛螺旋菌科UCG-008菌属、真/优杆菌属等在HG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集，奎因氏菌属、拟杆菌目BS11肠菌科未定名菌属等在MG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集，普雷沃菌科UCG-001菌属在LG组生长期牦牛瘤胃微生物群落中显著富集。研究表明，理研菌科可能与初级和次级碳水化合物的降解有关^［34］，而拟杆菌科（Bacteroidaceae）可以降解不同的植物多糖，但对人体的研究表明，它们对纤维补充物无有效反应^［35］。日粮中低发酵纤维和高能高蛋白饲料有利于拟杆菌科细菌的生长^［36］。最近的一项研究表明瘤胃球菌科、理研菌科、拟杆菌科和毛螺菌科与肠道健康相关^［37］。这些发现提示，高能量水平的精补料可能通过选择性富集功能菌群，重塑宿主能量代谢与氧化还原平衡的调控网络。同时，Mantel检验也进一步确定了不同能量水平精补料对生长期牦牛瘤胃微生物群落在属水平的物种组成与宿主血液代谢物间的关系，发现LG、MG和HG组舍饲生长期牦牛瘤胃微生物群落在属水平的物种组成分别与其宿主血液中的GLU、TG、TC与HDL、LDL浓度呈显著正相关，且GH与INS、IGF1和IGF2浓度呈显著正相关，而INS与TG、TC和HDL浓度呈显著负相关。同时，发现解琥珀酸菌属与宿主血液中的TC和HDL呈显著负相关，Xylanibacter与宿主血液中的NEFA浓度呈显著负相关。研究发现，解琥珀酸菌属的主要代谢产物主要为琥珀酸和乙酸^［38-39］，可将琥珀酸专性代谢为丙酸^［40］，而丙酸不仅是重要的能量底物，还能通过激活肝脏过氧化物酶体增殖物激活受体增强抗氧化酶表达^［23］。值得注意的是，Xylanibacter可以水解纤维素和木聚糖，增加肠道内的短链脂肪酸的浓度^［25］。尽管本研究受样本量较少、未监测瘤胃挥发性脂肪酸浓度和瘤胃微生物代谢组数据影响，但本研究结果仍提示暖季高寒地区舍饲牦牛生长阶段提高精补料能量水平可显著提高牦牛生产性能。

4 结论

本研究探究了不同能量水平精补料对暖季舍饲生长期牦牛生产性能、抗氧化能力及瘤胃微生物群落的复杂影响，发现随着精补料能量水平的升高，可提高暖季舍饲生长阶段牦牛的终末体重和平均日增重，可显著提高牦牛血清中GH、IGF-1和IGF-2浓度，增加牦牛瘤胃微生物群落多样性和物种丰度，进而提高暖季舍饲生长阶段牦牛的生产性能。

参考文献

[1] Long R J， Ding L M， Shang Z H， et al. The yak grazing system on the Qinghai-Tibetan Plateau and its status. The Rangeland Journal， 2008， 30（2）： 241-246.

[2] Gu Z L， Zhao X B， Li N， et al. Complete sequence of the yak （Bos grunniens） mitochondrial genome and its evolutionary relationship with other ruminants. Molecular Phylogenetics and Evolution， 2007， 42（1）： 248-255.

[3] Guo W， Zhou M， Ma T， et al. Survey of rumen microbiota of domestic grazing yak during different growth stages revealed novel maturation patterns of four key microbial groups and their dynamic interactions. Animal Microbiome， 2020， 2（1）： 23.

[4] Eisler M C， Lee M R， Tarlton J F， et al. Agriculture： Steps to sustainable livestock. Nature， 2014， 507（7490）： 32-34.

[5] Yeoman C J， White B A. Gastrointestinal tract microbiota and probiotics in production animals. Annual Review of Animal Biosciences， 2014， 2： 469-486.

[6] Ding X Z， Long R J， Kreuzer M， et al. Methane emissions from yak （Bos grunniens） steers grazing or kept indoors and fed diets with varying forage：Concentrate ratio during the cold season on the Qinghai-Tibetan Plateau. Animal Feed Science & Technology， 2010， 162（3/4）： 91-98.

[7] Ma X M， Guo X， La Y F， et al. Integrative analysis of proteomics and transcriptomics of longissimus dorsi with different feeding systems in yaks. Foods， 2023， 12（2）： 257.

[8] Ahmad A A， Yang C， Zhang J B， et al. Effects of dietary energy levels on rumen fermentation， microbial diversity， and feed efficiency of yaks （Bos grunniens）. Frontiers in Microbiology， 2020， 11： 625.

[9] Shen D， Zeng Z M， Pang K Y， et al. Effects of low-concentrate and high-concentrate diets on yak growth performance and rumen microbiota structure. Acta Prataculturae Sinica， 2024， 33（5）： 155-165.

[10] 申迪， 曾子铭， 庞凯悦， 低精料日粮和高精料日粮对牦牛生长性能和瘤胃菌群结构的影响. 草业学报， 2024， 33（5）： 155-165.

[11] Ministry of Agriculture of the People’s Republic of China. Feeding standard of beef cattle： NY/T 815-2004. Beijing： China Agricultural Press， 2004.

[12] 中华人民共和国农业部. 肉牛饲养标准： NY/T 815-2004. 北京： 中国农业出版社， 2004.

[13] Dexter F. Wilcoxon-Mann-Whitney test used for data that are not normally distributed. Anesthesia and Analgesia， 2013， 117（3）： 537-538.

[14] Krzywinski M， Schein J， Birol I， et al. Circos： An information aesthetic for comparative genomics. Genome Research， 2009， 19（9）： 1639-1645.

[15] Gao Y D， Zhuang W L， Wang X， et al. Meta-analysis of effects of concentrate supplementation in warm and cold seasons on growth performance and rumen fermentation of grazing yaks. Pratacultural Science， 2025， 42（4）： 1067-1081.

[16] 高一丹， 庄万兰， 王旭， 冷暖季精料补饲对放牧牦牛生长性能和瘤胃发酵影响的Meta分析. 草业科学， 2025， 42（4）： 1067-1081.

[17] Deng Y F， Wang J， Hou W F， et al. Comparison of growth performance and economic benefits between winter-spring stall feeding and grazing of Tibetan yaks. Chinese Journal of Animal Science， 2013， 49（17）： 77-81.

[18] 邓由飞， 王建， 侯文峰， 等. 斯布牦牛冬春季舍饲肥育与放牧饲养的生长性能和经济效益比较. 中国畜牧杂志， 2013， 49（17）： 77-81.

[19] Jin S W， Han Y C， Sun Y G， et al. Effects of different feeding methods on growth performance and blood physiological and biochemical indexes of yaks. Acta Prataculturae Sinica， 2025， 34（1）：215-225.

[20] 靳生伟， 韩银仓， 孙永刚， et al. 冷季不同饲养方式对牦牛生长性能及血液生理生化指标的影响. 草业学报， 2025， 34（1）： 215-225.

[21] Nemmar A. Passage of inhaled particles into the blood circulation in humans. Circulation， 2002， 105（4）： 411-414.

[22] Ayuk J， Sheppard M C. Growth hormone and its disorders. Postgraduate Medical Journal， 2006， 82（963）： 24-30.

[23] Renaville R， Hammadi M， Portetelle D. Role of the somatotropic axis in the mammalian metabolism. Domestic Animal Endocrinology， 2002， 23（1/2）： 351-360.

[24] Wang H Z. Effects of dietary energy concentration on performance， rumen fermentation and intramuscular fat metabolism in yaks fed indoors. Chengdu： Sichuan Agricultural University， 2015.

[25] 王鸿泽. 日粮能量水平对舍饲育肥牦牛生产性能、瘤胃发酵及肌内脂肪代谢的影响. 成都： 四川农业大学， 2015.

[26] Zhang J X. Mechanism of the effects of seasonal supplementation on yak performance. Chengdu： Sichuan Agricultural University， 2013.

[27] 张建勋. 不同季节牦牛补饲效果及其机理研究. 成都： 四川农业大学， 2013.

[28] Zhang H B， Zhang X F， Wang Z S， et al. Effects of dietary energy level on lipid metabolism-related gene expression in subcutaneous adipose tissue of Yellow breed×Simmental cattle. Animal Science Journal， 2015， 86（4）： 392-400.

[29] Yang C. The response of molecular mechanism of adipose metabolism in yak to different dietary energy levels. Lanzhou： Lanzhou University， 2018.

[30] 杨超. 牦牛脂肪代谢对饲粮能量水平响应的分子机制研究. 兰州： 兰州大学， 2018.

[31] Dalile B， Van Oudenhove L， Vervliet B， et al. The role of short-chain fatty acids in microbiota-gut-brain communication. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology， 2019， 16（8）： 461-478.

[32] Dehority B A. Rumen microbiology. United Kingdom： Nottingham University Press， 2003.

[33] Tannock G W. Modulating the gut microbiota of humans by dietary intervention with plant glycans. Applied and Environmental Microbiology， 2021， 26； 87（6）： e02757-20. doi： 10.1128/AEM.02757-20. PMID： 33355114； PMCID： PMC8105012.

[34] Nuriel-Ohayon M， Neuman H， Koren O. Microbial changes during pregnancy， birth， and infancy. Frontiers in Microbiology， 2016， 7： 1031.

[35] Fernando S C， Purvis H T， Najar F Z， et al. Rumen microbial population dynamics during adaptation to a high-grain diet. Applied and Environmental Microbiology， 2010， 76（22）： 7482-7490.

[36] Hu X， Liu G， Shafer A B A， et al. Comparative analysis of the gut microbial communities in forest and alpine musk deer using high-throughput sequencing. Frontiers in Microbiology， 2017， 8： 572.

[37] Oikonomou G， Teixeira A G， Foditsch C， et al. Fecal microbial diversity in pre-weaned dairy calves as described by pyrosequencing of metagenomic 16S rDNA. Associations of Faecalibacterium species with health and growth. PLoS One， 2013， 8（4）： e63157.

[38] Malmuthuge N， Griebel P J， Guan L L. Taxonomic identification of commensal bacteria associated with the mucosa and digesta throughout the gastrointestinal tracts of preweaned calves. Applied and Environmental Microbiology， 2014， 80（6）： 2021-2028.

[39] Yeoman C J， Ishaq S L， Bichi E， et al. Biogeographical differences in the influence of maternal microbial sources on the early successional development of the bovine neonatal gastrointestinal tract. Scientific Reports， 2018， 8（1）： 3197.

[40] Palevich N， Kelly W J， Ganesh S， et al. Butyrivibrio hungatei MB2003 competes effectively for soluble sugars released by Butyrivibrio proteoclasticus B316（T） during growth on xylan or pectin. Applied and Environmental Microbiology， 2019， 23； 85（3）： e02056-18. doi： 10.1128/AEM.02056-18. PMID： 30478228； PMCID： PMC6344614.

[41] Ogata T， Makino H， Ishizuka N， et al. Long-term high-grain diet altered the ruminal pH， fermentation， and composition and functions of the rumen bacterial community， leading to enhanced lactic acid production in Japanese black beef cattle during fattening. PLoS One， 2019， 14（11）： e0225448.

[42] Pitta D W， Pinchak E， Dowd S E， et al. Rumen bacterial diversity dynamics associated with changing from bermudagrass hay to grazed winter wheat diets. Microbial Ecology， 2010， 59（3）： 511-522.

[43] El Kaoutari A， Armougom F， Gordon J I， et al. The abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut microbiota. Nature Reviews： Microbiology， 2013， 11（7）： 497-504.

[44] Korpela K. Diet， microbiota， and metabolic health： Trade-off between saccharolytic and proteolytic fermentation. Annual Review of Food Science and Technology， 2018， 9： 65-84.

[45] Hildebrand F， Nguyen T L， Brinkman B， et al. Inflammation-associated enterotypes， host genotype， cage and inter-individual effects drive gut microbiota variation in common laboratory mice. Genome Biology， 2013， 14（1）： R4. doi： 10.1186/gb-2013-14-1-r4. PMID： 23347395； PMCID： PMC4053703.

[46] An D， Dong X， Dong Z. Prokaryote diversity in the rumen of yak （Bos grunniens） and Jinnan cattle （Bos taurus） estimated by 16S rDNA homology analyses. Anaerobe， 2005， 11（4）： 207-215.

[47] Zhao Y P， Xu H J， Wang M M， et al. Effects of rumen-protected amylase on performance， rumen fermentation parameters and flora composition of mid-lactating dairy cows. Chinese Joumal of Animal Nutrition， 2024， 36（10）： 6409-6421.

[48] 赵玉萍， 徐宏建， 王美美， et al. 过瘤胃淀粉酶对泌乳中期奶牛生产性能、瘤胃发酵参数和菌群组成的影响. 动物营养学报， 2024， 36（10）： 6409-6421.

[49] Gylswyk N O V. Succiniclasticum ruminis gen. nov.， sp. nov.， a ruminal bacterium converting succinate to propionate as the sole energy-yielding mechanism. International Journal of Systematic Bacteriology， 1995， 45（2）： 297-300.

基金资助

青藏高原大型珍稀野生食草动物胃肠道益生菌资源的挖掘与利用项目(2025-NK-130)

青海省果洛州玛沁县特色养殖业提质增效关键技术集成与示范项目(2022YFD1602312)