微生物跨时空驱动油气演化与低碳开发

Microbial control on petroleum evolution and low-carbon development across time and space

摘要

微生物作为地球上最古老、最持久且最广布的生命形态,贯穿油气“沉积-成烃-成藏-开发”全周期。本文以“碳流-电子流-能量流-矿物流”四重耦合为主线,构建微生物跨时空驱动油气“生-储-运”的统一框架:在时间上覆盖沉积、成岩、成熟和改造四阶段,在空间上贯穿微/纳米孔隙、岩心/储层至盆地多级地质单元。系统归纳油气藏微生物多样性及协同演化,阐明微生物生长与发酵/呼吸/产酸/产生物气/矿化等代谢对储层结构、油气组成与渗流性的调控机理,并评述其开发实践与效果。综合分析表明,微生物提高采收率、地下生物甲烷化与CO₂矿化封存等低碳路径潜力显著,还会产生生物聚合物/生物表面活性剂,来对油-水-岩界面产生影响。然而,面对深层/超深层非常规储层极端的高温、高压、高盐环境,以及未来低碳开发目标的更高要求,传统的“寻菌-驯化”范式在实现高效、定向、可预测的功能调控方面仍面临严峻挑战。这迫切需求科学研究向理论指导下的定向设计、合成微生物群落构建及智能适应性调控等前沿方向迈进。为此,本文提出研究与应用两端协同的策略:其一,从地球系统视角构建“光合碳输入-深部化能转化-还原性物质上输”的跨圈层能量-物质闭环,定量评估深层/超深层持续生烃、深部矿化固碳效率与非常规生物气藏成因;其二,以合成生物学与人工智能为核心,实现微生物“驱油-降黏-产生物气-矿化封存”等代谢功能的可编程调控与过程优化。在工程层面,本文前瞻性提出将废弃/深层油气井打造为“天然试验场+超大规模生物反应器”,建设“地下原位生物炼厂”,以场景化、闭环化方式贯通从机理认知到规模化应用的关键环节。本文旨在为油气地质、地质微生物学、能源工程与“双碳”实践提供方法论与系统框架,推动微生物作为“生态引擎”在能源低碳转型中的可持续、规模化应用。

Abstract

Microorganisms, the earliest, most persistent, and most widespread life on Earth, are active across the entire hydrocarbon life cycle from generation and alteration to storage and field development. We proposed a unified framework integrating carbon, electron, energy, and mineral fluxes to elucidate microbial roles in hydrocarbon generation, storage, transport across spatial and temporal scales. Temporally, this spans from deposition through diagenesis and maturation to post-formation alteration. Spatially, it ranges from micro/nanopores to core/reservoir and basin scales. The framework synthesizes subsurface microbial diversity and co-evolution, mechanistically linking microbial growth and metabolic processes (e.g., fermentation, respiration, acidogenesis, H₂/CH₄ production, biomineralization) to reservoir architecture, fluid composition, and flow properties. Field evidence underscores the potential for Microbial Enhanced Oil Recovery (MEOR), subsurface biomethanogenesis, and CO₂ mineralization storage. However, the conventional “find-and-domesticate” paradigm is inadequate for deep/ultra-deep unconventional reservoirs, which face extreme temperature, pressure, salinity, and stringent carbon reduction goals. To address this, we propose a dual strategy: (1) an Earth-system perspective that conceptualizes a “photosynthetic input → deep chemotrophic transformation → upward flux of reduced species” loop, enabling the quantification of sustained hydrocarbon generation, carbon mineralization efficiency, and unconventional biogenic gas; and (2) a biotechnology-driven approach utilizing synthetic biology and artificial intelligence (AI) to achieve the programmable regulation and optimization of key microbial functions. Engineering-wise, we envision repurposing abandoned or deep wells as natural testbeds and large-scale bioreactors to establish an Underground In-situ Bio-Refinery (UIBR), creating a closed, scenario-driven loop from mechanistic understanding to field deployment. This work provides a theoretical and applied framework bridging petroleum geology, geomicrobiology, energy engineering, and carbon-neutrality practice. It aims to enable the sustainable, scalable use of microbial communities as an ecological engine for the low-carbon energy transition.

Graphical abstract

关键词

微生物地质过程 / 全油气系统 / 四流耦合 / 合成生物学 / 人工智能 / 低碳开发 / CO₂矿化封存 / 地下原位生物炼厂

Key words

geomicrobial processes / whole petroleum system / carbon-electron-energy-mineral coupling (four-flow coupling) / synthetic biology / artificial intelligence / low-carbon development / CO₂ mineralization and sequestration / underground in-situ bio-refinery (UIBR)

0 引言

在“碳达峰/碳中和”(“双碳”)目标与非常规油气革命并驱的背景下,如何在保障能源安全的同时实现温室气体减排,已成为地球科学与工程的共同命题^[1]。目前,全球能源格局正经历深刻变革:一方面常规油气产能趋近峰值;另一方面以页岩油、致密气、煤层气、可燃冰等为代表的非常规油气资源加速发展,已成为维持能源供应稳定的重要现实路径^[2]。然而,非常规油气资源的大规模开发往往伴随高碳排放、高耗水及潜在的地下CO₂累积等环境问题,与《巴黎协定》及各国“双碳”目标所要求的深度减排路径之间存在显著矛盾^[3-5]。在此背景下,能够实现低碳乃至近零碳排放的微生物驱动油气开发技术展现出独特潜力。尽管基于合成生物学、代谢工程及微生物电化学的生物能源途径(如生物甲烷、生物合成气、生物氢气、微藻柴油等)具备零碳或负碳前景,但仍普遍受制于原料来源、能量转换效率及经济可行性等因素^[6]。基于此,通过协同调控地下微生物生态系统,发展“提高采收率-碳减排-CO₂地质封存-原位生物能源生产”一体化的技术体系,正成为连接地球科学、微生物学与能源工程的前沿研究方向^[7-9]。

传统油气地质学以热演化与物理过程为主线。近二十年跨学科研究显示,微生物贯穿“沉积-成烃-成藏-开发”全周期,驱动关键生物地球化学过程^[10]。理解这一关键角色需引入跨时空视角:(1)在时间维度上,微生物既记录沉积后百万年的渐进演替,也能在月-年尺度对注采扰动快速响应^[11]。例如,早期成岩阶段产甲烷古菌与厌氧烷烃氧化菌协同,既提升有机质向烃类转化效率,又留下甲烷碳同位素富集¹²C与甲烷团簇同位素异常等“生物指纹”,有助于区分热成因/生物成因天然气^[12]。(2)在空间维度上,其作用从微/纳米孔隙原位代谢,扩展至米级储层群落异质性,并上升到盆地级的流体-应力耦合系统^[13]。再如,硫酸盐还原菌和铁还原菌可通过长距离电子传递跨越氧化-还原界面,耦合Fe-S-C循环,从而改变储层矿物组成、孔隙结构与流体压力状态^[14]。然而,现有研究多聚焦单一尺度或单一阶段,缺乏系统贯通的整合框架,限制了对微生物在全油气产业链贡献的定量评估与低碳技术的规模化落地。为此,本文提出“四流耦合”(碳-能量-电子-矿物)概念模型,以统一术语与变量,阐释微生物如何在多尺度反馈中跨圈层驱动油气“生-储-运”全过程,并据此推动微生物由“幕后参与者”迈向“生态引擎”,服务油气系统的低碳开发。

首先,在形成阶段,光合微生物固碳奠定有机质基座;陆源生物大分子经微生物改造形成富氧干酪根,成为热成因气的重要物质来源^[15]。在温和热演化窗(约50~80 ℃),嗜热微生物可催化烃向CH₄/CO₂转化,其活化能低于纯热解^[16]。基因(如mcrA/mcrB)分析与同位素记录表明,该生物成烃机制可能影响过多个时期的大气甲烷浓度升高事件^[17]。由产乙酸菌、金属还原菌与甲烷氧化菌构建的电子共享网络加速烃降解,可解释低成熟度油中轻质烃异常富集^[18]。随进一步深埋进入高温生气窗,前期生物改造可降低甲烷生成活化能,使生气峰值提前并增强,已在多套优质烃源岩与大型气藏中得到验证^[19]。

其次,在油气成藏与富集阶段,微生物“二次改造”尤为突出。硫酸盐还原菌产H₂S并促成黄铁矿胶结,改变储层孔隙度、渗透率与酸度^[20];铁还原菌生成菱铁矿等次生矿物,可能导致孔隙堵塞^[21]。微生物诱导碳酸盐沉淀(microbially induced carbonate precipitation,MICP)与微生物分泌有机酸引发的矿物溶蚀并行作用,共同实现对孔隙结构与地层应力状态的双向调控。室内与野外证据显示,这些过程具有显著的时空非均一性,可在盆地尺度重分配油-气-水三相流体,为解释残余油与非常规天然气富集提供新视角^[22]。此外,微生物形成的生物膜与分泌的生物表面活性剂可调控储层孔隙的毛细管压力,代谢产生的CO₂/CH₄降低原油黏度、改善流动性,直接影响油气运移效率与聚集模式^[23-24]。

最后,在油气勘探开发与低碳利用阶段,微生物技术展现系统性变革潜力。微生物地球化学勘探利用近地表轻烃氧化菌异常指示深部油气藏的微渗漏位置,降低物探成本^[25-26]。开采环节中,微生物群落示踪无需额外投放示踪剂即可刻画井间连通结构^[27-28];微生物提高采收率(microbial enhanced oil recovery, MEOR)在多口油井中实现约5%~15%的额外采收^[24];脲酶菌诱导选择性碳酸钙沉淀可智能封堵高渗通道、优化水驱^[29-30];CO₂回注与地下生物甲烷化耦合实现“增采+封存”的双重效益^[31];“微生物-电化学耦合”通过导电矿物骨架与外施电场强化长距离电子传递,构建原位生物电解体系,探索负碳开采新路径^[32]。当前瓶颈在于:深部极端环境微生物关键代谢参数约束不足、原位监测与调控手段不成熟,以及经济性与政策配套评估不完备。

低碳开发,理论先行。地球系统科学与多圈层相互作用理论为系统解析与有效利用上述过程提供框架^[33-34]。自20世纪40年代在油藏首次发现活体微生物以来,油气微生物学经历了“基础机制探索-工程技术转化-多学科深度融合”3个阶段。在地球系统视角下,微生物作为连接岩石圈、水圈与生物圈的活性纽带,驱动跨圈层Fe-C-S-O循环^[35-36]。深部上升流将H₂、CH₄、还原性硫化物等电子供体输送至沉积盆地,供化能自养微生物利用;微生物代谢产物(如生物甲烷、有机酸)又随孔隙水或气相迁移移至浅层,重返近地表碳循环^[34]。据此可构建“深部无机还原物流入-微生物有机转化-烃类生成与消耗”的闭环反馈系统,揭示微生物在衔接深部生烃与表层生物地球化学循环中的枢纽作用。

另一方面,技术革新正推动认识跃迁。国际大陆科学钻探(International Continental Scientific Drilling Program,ICDP)与大洋钻探计划(International Ocean Discovery Program,IODP)深部取岩心刻画了随埋深/地温梯度变化的微生物演替与代谢边界^[37];原位保真采样、单细胞组学与稳定同位素探针等先进技术,提升了深部油藏微生物功能解析的分辨率^[38]。多尺度显微/谱学联用可在亚毫米至原子尺度解析细胞-矿物界面微环境,为揭示深部微生物矿化与储层改造机制提供新路径^[39-40];高温高压模拟装置可复现生烃窗条件,追踪催化行为与转化路径^[41];人工智能驱动的数字岩心、机器学习与多源数据融合,正构建“微生物-化学-力学”耦合数值平台。随着这些技术集成,微生物跨时空调控机制的定量研究正迎来突破窗口。

尽管如此,在当前认知与技术条件下仍存在关键挑战。第一,极端深度(>5 km)及高温-高压-高盐环境中微生物群落结构、代谢规律及其随时间-埋深的演替模式不清;第二,深部储层中微生物长距离电子传递的有效距离、主要电子载体与动力学参数缺乏系统约束;第三,微生物提高采收率与“增产-封存”耦合技术在大规模现场面临菌群随机扩散、活性抑制与非目标效应(如H₂S过量)等风险,需系统评估与管控;第四,标准化数据库与跨学科复合人才短缺,制约工程转化效率。基于此,本文旨在:(1)构建油气微生物“四流耦合(碳-电子-能量-矿物)”的跨时空概念框架;(2)整合分子生物学、地球化学与地球物理等多学科证据,系统归纳微生物在油气形成、富集与开发全过程的核心机理与贡献;(3)评估微生物油气勘探与示踪、提高采收率、封堵与控水、地下生物甲烷化与CO₂封存等低碳技术的瓶颈与潜力;(4)提出未来重点研究方向与政策-经济协同路径,支撑科学-技术-工程三位一体协同发展,推动“地下原位生物炼厂”与微生物低碳开发的规模化应用。

1 微生物驱动油气演化机制:概念与理论基础

石油与天然气并非单一热解产物,而是以初级固碳为源头,经厌氧降解与多电子受体接力,最终释放甲烷与轻烃的跨时空耦合系统(图1)。该系统时间上覆盖“沉积-早成岩-成熟-改造(注采)”,在空间上贯穿“微/纳米孔隙-岩心/储层-盆地”的多级地质单元,形成微生物-地球化学的高度协同网络^[42]。

1.1 跨时空作用窗口与耦合方式

油气系统中微生物生命活动可划分为四个主要时间窗口:(1)沉积-早成岩阶段(10⁶~10⁸年),以生物固碳、有机质沉降及其早期降解为主;(2)成熟-成藏阶段(10⁵~10⁶年),有机质热解与生物甲烷化并行,伴随矿物-孔隙协同演化;(3)后成藏-改造阶段(10³~10⁵年),以“二次改造”和轻烃再分配为典型特征;(4)开发-生产阶段(<10²年),注采脉冲触发的快速代谢响应,涉及微生物提高采收率和CO₂封存等工程介入。这些时间窗口并非彼此孤立,而是通过“微生物-矿物记忆效应”跨期耦合:早期生成的碳酸盐/Fe-S胶结和表面活性位点重塑后期反应阈值与界面^[43];注采导致的压力/化学脉冲可在数十天内激活深部休眠菌群并切换代谢通路^[44]。

在空间尺度上,微生物作用呈现自下而上的分级结构。(1)纳米-微米尺度:孔隙流体膜厚度仅为数纳米,微生物通过胞外聚合物(extracellular polymeric substances,EPS)在矿物表面构建局地微环境,pH与氧化还原电位(Eh)可呈高梯度^[45];(2)岩心-储层尺度(cm-m):渗透率与裂缝开度共同控制电子供体、电子受体与营养物质输移和分布,同一岩心内可同时发育硫酸盐还原区与铁还原区等多个生化微域^[46];(3)盆地尺度(km-10² km):区域地下水流、热对流以及深源流体(H₂,HS^-)上涌供能^[28];(4)圈层耦合:地温梯度、应力场及盐度-氧化还原梯度塑造生态位与微生物群落结构,贯通岩石圈-水圈-生物圈的物质-能量交换^[47]。

微生物通过碳-电子-能量-矿物的四流耦合,在时空二维网络中实现跨尺度驱动与信息传递。(1)碳流:有机碳向CH₄/CO₂转化,并以碳酸盐沉淀或有机酸生成参与源-汇调配,是油气系统碳循环的核心^[48];(2)电子流:依赖长距离电子传递(long-distance electron transfer,LDET)/直接种间电子传递(direct interspecies electron transfer,DIET)等过程,将Fe³⁺、${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$、CO₂等电子受体与烃类/H₂等电子供体耦合,联通Fe-S-C等多元素地球化学循环^[49];(3)能量流:深部H₂、硫化物等化能底物为主,反应自由能(ΔG)受到温度-压力-离子强度协同调控,决定代谢路径的竞争与通量分配^[50];(4)矿物流:通过微生物诱导/影响的碳酸盐、硫化物、磁铁矿等矿物的沉淀-溶蚀-再循环,持续改造储层空隙结构、润湿性与表面反应位点,反向重塑前三类通量^[51]。

上述“四流”在多尺度上构成通量网络:微生物作为中枢节点,凭借代谢通路切换、群落互作与界面过程(胞外聚合物-矿物表面-导电骨架)实现自适应调控。其宏观表现为:微环境梯度形成→电子/质子传递效率变化→反应选择性与动力学门控→储层结构与流体渗流重塑→盆地级物质再分配的层层放大链条,为后续“形成-富集-开发”的定量与工程调控奠定基座。

1.2 初级固碳:油气碳源的生物学前奏

地球油气资源的物质根基可追溯至微生物主导的初级固碳:光能自养与化能自养两条主路径将无机CO₂转化为有机质,奠定烃源物质基础。

(1)光能自养:蓝细菌、真核藻类及光合细菌经卡尔文循环固定CO₂。太古宙(>2.5 Ga)蓝细菌繁盛推动地球早期有机碳埋藏;大氧化事件后真核藻崛起抬升海洋初级生产力,增强优质烃源岩物质供给。这些产物在厌氧沉积环境中保存,并进入“发酵-产甲烷”的级联网络,开启有机质向地质大分子与烃类的演化^[52]。

(2)化能自养:在无光带(冷泉、缺氧带),硫/甲烷/氢/铁氧化菌以H₂S/CH₄/H₂/Fe²⁺为电子供体,经伍德-隆达尔(Wood-Ljungdahl)固定CO₂^[53]。现代估算显示,深海化能自养系统年均固碳量(以C计)约为0.11 Pg·a^-1,与部分透光带系统相当^[54]。其紧邻缺氧沉积界面,可规避了浅水氧化降解与食物网消耗,形成深海富气型烃源岩的“隐性碳库”^[55]。在前寒武纪广泛缺氧海洋与显生宙多次大洋缺氧事件期间,化能自养对烃源岩有机质累积贡献尤为显著^[56]。尽管“大氧化事件”后化能自养在生物量中的占比降低,但其在有机质的埋藏方面发挥重要作用,尤其是与硫酸盐相关的化能自养微生物参与了有机质的埋藏^[57]。

微生物固碳产物通过直接-间接两条通道奠定烃源基础:其一,微生物细胞结构(如藻类细胞壁、细菌肽聚糖)与胞外聚合物直接参与沉积,成为干酪根前体^[58];其二,海洋光合作用产生的有机质与陆地输入的有机质,在经历不同程度的微生物降解和化学转化后,各级生物的代谢残体与碎屑汇入沉积有机质库^[59]。早期成岩中,异养微生物通过发酵与厌氧呼吸对原始有机质进行生物化学重构:一方面生成更耐热的生物聚合物(如藻蜡、细菌类脂),另一方面释放CH₄、CO₂等,提供后续成烃的关键前体物质^[60]。

需要指出,尽管在热液或蛇纹石化环境存在费托型非生物有机质合成,但其产物多为短链烷烃,且在结构复杂度和埋藏通量上均难与微生物和植物固碳体系相比。主流共识认为,无机合成仅能提供局部、微量的烃类补充,而跨越自太古宙光合作用至现代黑暗生物圈的微生物固碳网络,始终是烃源岩有机质累积的必要生物学基础^[61]。

1.3 厌氧发酵:固碳有机质的微生物“前消化”

在早期成岩与有机质转化阶段,微生物通过级联代谢将复杂有机质“前消化”,把碳流与电子流高效输送至甲烷化与无机电子受体呼吸端,为后续烃类生成与再分配奠定反应底物与界面。(1)发酵与产乙酸:发酵细菌(如梭菌属Clostridium、互营杆菌属Syntrophobacter)将大分子有机质分解为CO₂、H₂与短链脂肪酸(如乙酸、丙酸)^[62];产乙酸菌进一步把脂肪酸/醇类转化为乙酸与H₂,提高甲烷化底物可用性^[63]。(2)产甲烷:包括乙酸裂解途径(如鬃毛甲烷菌属Methanosaeta):CH₃COO^-+H⁺→CH₄+CO₂^[64],以及氢营养型途径(如嗜热甲烷杆菌属Methanothermobacter):CO₂+4H₂→CH₄+2H₂O)^[65]。(3)竞争/耦合电子受体呼吸:硫酸盐还原菌等以${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$为电子受体,将有机质进一步氧化为H₂S与CO₂^[66]。(4)高温持续降解:即使在60~90 ℃的高温油藏,嗜热微生物类群(如热袍菌属Thermotoga)仍持续降解烷烃,维持深部碳循环^[67]。总体上,“固碳→发酵/产乙酸→产甲烷/无机电子受体呼吸”的级联网络将复杂有机质转化为CH₄、CO₂等终端产物;其活性与通量受温度、Eh、离子强度、底物/受体供给等环境因子的共同调控^[48]。

从地质演化宏观视角看,微生物自最早出现即持续塑造全球碳循环并参与烃源岩形成^[68]。太古宙-元古宙时期,蓝细菌和真核藻类的大规模光合固碳与释氧触发“大氧化事件”,重塑大气-海洋氧化还原结构,其有机质经埋藏成为早期沉积有机碳库的关键来源^[68]。与此同时,广缺氧水体与沉积物中的硫酸盐还原/金属还原/产甲烷等过程,借由选择性保存与分子重构控制有机质保存效率与分子特征^[69]。以西澳大利亚皮尔巴拉3.5 Ga沉积岩为例,微生物席的显微构造与分子有机地球化学证据记录了显著微生物输入与早期生物信号^[70]。显生宙以来,海相浮游藻类(如绿藻)与底栖微生物持续为北美Williston盆地Bakken组页岩、北海钦莫利页岩等重要烃源岩供给有机质^[71-72];陆源有机质(如高等植物碎屑)的成煤/成烃亦显著受微生物改造控制^[73]。同时,微体/微生物实体化石与分子标志物(细菌藿烷、真核甾烷、古菌类异戊二烯烃如姥鲛烷/植烷)成为古环境重建与油气系统评价的关键工具,用于指示古生产力、古盐度、氧化还原条件、成熟度、运移与生物降解程度^[74]。

1.4 微生物二次改造:油气组分再平衡

微生物不仅通过矿化及次级代谢产物改变储层物性,也通过调控油气化学组成影响储层有效性^[75]。其核心作用体现为一个动态的“再平衡”过程:产酸菌、产甲烷古菌与硫酸盐还原菌等对烃类进行选择性代谢,通常优先消耗原油中的轻质组分(C₁-C₄),选择性消耗与气体干度改变,并生成H₂S与CO₂等酸性或惰性气体^[76],实现从液态向气态的转化。这一“油转气”本质上是地质碳库的微生物活化,将固态有机碳与液态烃转化为可迁移、部分可被再利用的含碳气体(碳再循环)。在部分气藏,微生物可提升甲烷相对含量、改善天然气品质与可采性^[77];原位生成的CO₂、CH₄等溶入原油后可降低黏度、扩大油相体积并削弱分子间作用力,从而改善流变与采收^[78]。生物膜与表面活性剂有助于均匀分配流体,提高储集空间利用效率^[79]。

但是,微生物也存在不利效应与风险。微生物对轻烃组分的去除会改变气体干度,进而影响气藏的长期稳定性与可采储量评估。例如,在捷克Lobodice城镇地下储气库中观测到,微生物活动导致气体总体积减少10%~20%,甲烷含量上升1.5倍,H₂/CO₂/CO显著损失,直接降低可采储量与经济价值^[80]。在俄罗斯西伯利亚Vankor油田,微生物降解导致轻质组分减少、重质组分增加,原油黏度/密度升高,显著增加开采难度与成本^[81]。此外,H₂S生成与矿物溶蚀/沉淀可能削弱盖层的封闭性,增加油气逸散风险^[82]。

从低碳开发视角看,微生物驱动的“油转气”过程是深部地质碳循环的关键环节,可被视为自然碳循环的工程性放大。它揭示了利用微生物活性,将难以开采的重质原油或残余油原位转化为更清洁、易采的甲烷气体的潜在路径,为油田开发末期或非常规资源的低碳转化提供了理论启示。概言之,微生物参与油气形成的代谢网络由多功能菌群协同构成,碳流与能量流紧密耦合,借由“光能/化能固碳-发酵-产甲烷-烷烃氧化”的级联反应,统摄从地质长期到开采实时的“固碳-有机质降解-轻质烃再分配-甲烷释放”等关键过程。

1.5 油气藏系统的多尺度电子流

油气富集与成藏不仅依靠地质的物理封存,还受电子流-矿物流-代谢网络协同构成的动态生物地球化学系统的影响。电子流是微生物代谢与还原力传递的通道,直接门控关键代谢;矿物流经由沉淀-溶蚀双向过程持续重塑储层孔隙-渗透结构与盖层完整性,从而改变油气的运移路径与相态平衡^[83]。

多数油气藏原位环境缺氧、强还原且Eh低,电子受体序列通常表现为${\mathrm{NO}}_{3}^{-}$→Fe(III)→${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$→CO₂(产甲烷)^[84-85]。若有外源氧化剂输入(注水/注气/含硝注入、CO₂/惰性气回注、断裂带微渗漏等),水相溶解氧或其等效氧化当量沿毛细梯度上行;在高温(50~120 ℃)、高盐、高压、低渗条件下,与油相还原性溶质(硫化物、烃类)在毫米-厘米尺度“对冲”,形成斑块化、可迁移的微尺度有氧-厌氧过渡带(oxic-anoxic transition zone,OATZ)^[11]。在这里,典型微生物群落包括嗜热/嗜盐/耐压类群:产甲烷古菌(嗜热甲烷杆菌属Methanothermobacter/甲烷丝菌属Methanothrix)、硫酸盐还原菌(脱硫弧菌属Desulfovibrio/脱硫肠状杆菌属Desulfotomaculum)、硝酸盐还原/反硝化菌(嗜盐单胞菌属Halomonas/假单胞菌属Pseudomonas)与发酵菌(梭菌纲Clostridia/热袍菌纲Thermotogae)。它们常借助导电矿物(黄铁矿/磁铁矿/石墨质碳)与腐殖酸等胞外电子穿梭体参与多尺度的电子传递。电子传递自纳米-微米(生物膜界面)可扩展至厘米-米(裂缝周缘/油井附近)(图2^[86-87]),并随注采节律空间迁移^[88]。

(1)纳米-微米尺度(细胞/界面):多血红素c型细胞色素、铁-硫簇蛋白、[Fe-Fe]氢化酶等构成“分子导线”,实现跨膜与胞外电子转移(extracellular electron transfer,EET)^[89]。产甲烷古菌与硫酸盐还原菌借助这些导电蛋白在数十纳米内完成CO₂还原/${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$还原等能量代谢的电子耦合^[90]。

(2)微米-毫米尺度(导电菌丝和生物膜):以希瓦氏菌属(Shewanella)/地杆菌属(Geobacter)等铁还原菌为例,其分泌富含芳香族氨基酸的PilA蛋白并自组装具有π-π堆叠的导电菌毛(σ≈10^-1~10 S·m^-1)^[91],或在外膜表面排列多血红素链(如OmcZ),可表现出接近金属级的电子迁移率(约1~30 S·cm^-1)^[92]。铁氧化细菌(如嘉利翁氏菌属Gallionella、纤毛菌属Leptothrix、海洋深泉菌属Mariprofundus)在胞外沉积纳米级Fe(III)水合氧化物,并进一步凝聚成微米级螺旋茎或套管:Fe²⁺沿茎体由厌氧侧向上扩散,O₂自茎端由氧化侧向下进入,两者在空间上分离而于界面闭合电子受/供体对,构建出稳定的微好氧“电子栈”,实现跨微环境的连续电子传递与能量耦合^[93]。此外,生物膜中的胞外聚合物可包埋Fe-S纳米颗粒,形成具有电导性的“胶态导电网”,在微裂缝及孔隙表面实现局域电子共享。

(3)厘米-米级尺度(导电骨/穿梭体):黄铁矿、磁铁矿与石墨质有机碳等导电矿物沿裂缝系统与层理面发育,组成连续三维导电矿物骨架^[94-95];核黄素等可溶性电子穿梭体在孔隙水中循环迁移,显著延展电子有效传输距离并赋予方向性^[96]。上述导电体系在地震断裂带及背斜构造轴部尤为发育,成为区域尺度电子传递的“主干通道”^[94]。

(4)盆地尺度(深源供体/热-水耦合):地幔来源的H₂、H₂S等还原性流体经深大断裂带输入沉积层,为深层生物地球化学过程持续提供高还原势电子供体^[87];盆地尺度的热对流与地下水循环共同塑造Eh梯度场,维持宏观电子流势能差^[97]。当其与盆地水文循环耦合时,可在地质时间尺度上驱动Fe-S元素循环,并调控甲烷的生成与释放^[98]。

1.6 微生物矿化作用:沉淀-溶蚀的双向调控

微生物矿化指微生物代谢将溶解态元素转化为固态矿物并触发沉淀、转化或溶蚀的一组过程,直接改写油气储层的孔隙结构、渗透特性与矿物组成^[99]。其具有“双刃剑”效应:适度矿化可加固骨架、优化孔喉、提升封盖性;过度则可能堵塞孔隙、降低渗流能力(图3)^[100-105]。

(1)沉淀端:结构加固与通道整形。主要包括生物诱导碳酸盐沉淀与黄铁矿成核等过程。前者主要依赖脲酶菌分解尿素产生NH₃和CO₂,提升局部pH并提升CaCO₃过饱和度,促发方解石/霰石沉淀。研究发现,细长纤维状方解石倾向于在高渗通道/裂缝优先成核,定向封堵优势通道、增强盖层完整性;但在高有机质负荷或持续高的过饱和度下易过度胶结,造成孔喉堵塞与渗透率显著下降,反而削弱油气的有效渗流能力^[106]。后者主要通过硫酸盐还原菌产H₂S与地层Fe²⁺快速反应,形成FeS/FeS₂等硫化物沉淀^[107]。这些硫化物在孔壁表面镶嵌形成“矿物焊点”:一是固定硫,二是在微裂缝处提供自修复式封盖;同时,黄铁矿具较高电导,可延伸长距离电子传递通道^[108]。然而,沉淀过量将直接堵塞孔喉;其后续释放的酸性流体还可腐蚀储层中原生矿物,增加油气泄漏风险。

(2)溶蚀端:孔隙再造与连通优化。铁/锰还原菌将基质Fe(III)/Mn(IV)还原为Fe²⁺/Mn²⁺,并与有机酸络合,选择性溶蚀碳酸盐胶结^[23]。其优势在于可使局部孔隙度提升,并促进蒙脱石向伊利石转化,从而有效抑制黏土膨胀、维持渗透率,并促成更均匀的油气分布、优化储集空间利用^[109]。但若溶蚀过强,或与CO₂回注引发的高Eh脉冲叠加,将削弱骨架稳定性。在降压采油与CO₂回注早期的偏氧化条件下尤需警惕。此外,深层储层中,烷烃芳构化/微生物脱氢聚合可在裂缝面形成石墨质碳膜,增强电子传导;微生物分泌的表面活性剂可发生插层作用,诱导高岭石/伊利石晶格重排,显著降低黏土膨胀性并增强储层力学稳定性^[110]。但碳膜过厚会抑制流体渗流,影响储层连通性。

概言之,微生物矿化通过“沉淀-溶蚀”双向机制持续重塑储层:沉淀端加固骨架、封堵优势渗流通道、延展电子传递通道;溶蚀端再造孔隙、优化渗流、抑制黏土膨胀。其净效应取决于群落组成、电子受体供给等多因子耦合。

1.7 微生物产生次级代谢产物:降黏-改性-封堵多重调控

在油气储层中,微生物除了通过矿化改造孔隙结构,还分泌多种次级代谢产物(胞外聚合物、生物表面活性剂、低分子有机酸丙酮/丁醇等溶剂,以及CH₄/CO₂/N₂等气体),在微/纳米孔喉-裂缝尺度实现“软性流体调节(降黏、润湿反转)”+“硬性渗流控制(选择性封堵)”的协同调控(图4)^[111-113]。

(1)生物表面活性剂与胞外聚合物:界面润湿反转与降黏联动。生物表面活性剂可显著降低油-水界面张力并将岩石润湿性由亲油转为亲水,促进油相从矿物表面解吸,提高流动性与驱替效率^[114]。例如,枯草芽孢杆菌(Bacillus subtilis)和铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)等合成的鼠李糖脂、脂肽/麦芽糖脂,临界胶束浓度普遍低于100 mg·L^-1;鼠李糖脂可将水相表面张力由72 mN·m^-1降至19~35 mN·m^-1,脂肽在100 ℃下亦可把油-水界面张力从29 mN·m^-1降至17.6~31.2 mN·m^{-1 [115]}。其分子机制在于:表面活性剂的疏水尾基包覆沥青质/胶质,亲水头基吸附矿物面,实现润湿性反转^[116];胞外聚合物可在岩石表面形成纳米级生物膜^[117],协同表面活性剂剥离残余油膜并降低毛细阻力。

(2)有机酸-溶剂协同:黏度削减与孔喉再造。微生物代谢产生的有机酸(乳酸、乙酸等)与储层中的碳酸盐/硅酸盐胶结发生络合-蚀刻,生成次生孔隙并降低原油黏度^[118];微生物合成的丙酮、丁酮等低分子溶剂与表面活性剂共同构建发挥协同效应,通过降低界面张力并改善原油组分的流动性,可显著提升重质组分(如长链烷烃)在流体中的分散与运移能力,适用于中-高黏度油与降压采后黏度回升阶段^[119]。

(3)产气驱替:微气顶与交替压实。在缺氧、低Eh条件下,氢营养型甲烷菌与短链发酵菌快速产生CH₄与CO₂^[120];甲烷产率可达约3 mmol·g^-1残余油,形成“微气顶”推动原油运移并削弱油-岩黏附^[120]。CO₂-CH₄混合气在高压下经历溶解-脱出循环,进一步降黏^[121]。在强水驱井段,反硝化菌/发酵菌产N₂提供气体驱动,生物乳化作用与胞外聚合物吸水膨胀对高渗通道形成有效生物封堵,从而实现“软封堵”+“硬压实”双重控流^[122]。

(4)“自愈”骨架:胞外聚合物凝胶+矿物协同封堵。在养分受限、离子强度升高或pH下降时,胞外聚合物会快速聚集并与Ca²⁺/Mg²⁺等金属阳离子交联,形成高结晶度的三维网络,可能堵塞微孔隙、降低储层渗透率,实现80%以上的封堵率^[123]。同时,微生物诱导的CaCO₃沉淀可选择性封堵高渗裂缝,使导水系数降低3个数量级,实现具自修复能力的结构性封堵^[124]。

概言之,微生物次级代谢产物通过“降黏-润湿反转-产气驱替”的软调节与“胞外聚合物凝胶-微生物诱导碳酸钙”的硬封堵协同,可在提升油气流动性的同时保持或重塑储层完整性。但需要注意的是,这种效应强依赖环境边界与群落结构:在不同储层条件、成藏阶段及微生物群落组合下,即可能实现储层稳定化与聚集促进,也可能因过度胶结/产酸/产硫导致孔喉堵塞、渗透率下降乃至封盖削弱^[125]。

2 油气藏微生物多样性及其种群演化机制

油气藏是封闭-极端-能量受限的深地生态系统,孕育独特且功能高度特化的微生物类群。高通量测序技术(扩增子及宏基因组学)揭示:油气藏微生物群落在多尺度空间上异质分布,并随地层环境、开发阶段与构造单元而改变,体现对极端环境的生态适应与演化上的分化(图5)。

2.1 油气藏微生物多样性:空间格局与系统发育

(1)原位地层:本源类群与功能特化

油气藏内部主要以长链烷烃/芳香烃为主要有效有机碳来源,筛选出耐热-耐盐-耐压-厌氧降解能力突出的物种谱系与酶系(如烷烃羟化酶、芳烃开环酶等)。基于传统分类的系统发生,油气藏中的细菌域以变形菌门(Proteobacteria)、厚壁菌门(Firmicutes)、放线菌门(Actinobacteria)和拟杆菌门(Bacteroidetes)为主,古菌域以广古菌门(Euryarchaeota)、泉古菌门(Crenarchaeota)等为主^[126]。其核心功能群包括:产甲烷古菌(如甲烷八叠球菌Methanosarcina、甲烷杆菌Methanobacterium)、硫酸盐还原菌(如Desulfovibrio、Desulfotomaculum)、嗜热发酵菌(如Thermotoga、Clostridium),与烃类降解菌(如Pseudomonas、烷烃降解菌属Alcanivorax)^[60]。

在纳米-毫米孔隙异质结构内,细菌与古菌分布存在显著差异,呈垂直分层:底部水相富集氢营养型产甲烷古菌(Methanoculleus),能够利用氢气与二氧化碳合成甲烷;油-水过渡带富集兼性厌氧烃降解菌(如Pseudomonas、Alcaligenes),主要负责长链烷烃与芳香烃的降解;含油上部可见微需氧类群(如芽孢杆菌属Bacillus)短暂繁殖,分层受温度-Eh-底物梯度控制^[127]。同一含油气盆地不同砂体/裂缝带之间的微生物群落组成差异可超过50%,显示“隔离效应+基因漂变”在深部微生物演化中的重要作用;局部谱系在长期地质演替与缓慢流体运移下趋于功能固化与互补,如硫酸盐还原菌与产甲烷古菌形成稳定C-S耦合共生网络^[128]。水平基因转移(horizontal gene transfer,HGT)在烃活化基因(assA,bssA)与盐/耐热模块间频繁发生,增强微生物群落对深地极端环境的整体适应能力^[129]。

(2)井壁-井筒复合界面:本源与外源微生物的耦合生态位

钻井与采油作业在井壁-井筒构成“本源+外源”复合生物膜^[130-131]。该生物膜沿剪切-温度-Eh梯度呈显著分层:浅层富氧/高剪切区常见表面活性剂产生菌(如Bacillus.)与发酵菌(如Lactobacillus.);深层高温/低氧区富集嗜热菌(如Geobacillus thermodenitrificans)与超嗜热古菌(如热球菌Thermococcus)^[132]。作业注入的化学剂可短期改变局地pH、氧气浓度与营养,从而快速重塑群落结构。注入水常携带好氧/兼性厌氧外源菌(如Pseudomonas、Bacillus),在残余氧气与可溶有机物的支撑下短期增殖;随氧气耗竭与杀菌剂生效,外源菌与本源厌氧菌发生底物竞争,群落多样性出现显著起伏与阶段性更替^[11]。宏基因组分析表明,生产早期群落的β-多样性震荡明显;当环境回归厌氧-高温-高盐本底后,具耐热/耐盐/耐金属能力的本源类群(如Geobacillus thermodenitrificans)回升为优势^[11,133]。

长期化学剂注入与外源干扰易诱发生物结垢与腐蚀^[134]。例如,发酵菌(如Lactobacillus)产生的胞外多糖/有机酸在管壁及近井地带累积,形成黏附性生物垢塞,降低渗流;硫酸盐还原菌释放的硫化氢加速金属管材的腐蚀;部分产甲烷古菌(如Methanosarcina)在高压下持续产气,改变储层流体物性^[135]。此外,功能组学显示,井壁-井筒微生物群落普遍富集抗逆基因簇,包括耐重金属、抗杀菌剂等,并通过质粒-噬菌体-胞外囊泡高频水平转移,增强群落的环境耐受与功能可塑性^[136]。

井壁-井筒本源与外源微生物的耦合生态位及其“扰动-替代-回归”的动态演替规律,为工程调控提供了路径:可定向注入拮抗菌株(如硝酸盐还原菌:副球菌Paracoccus spp.)抑制硫酸盐还原细菌活性,或采用功能纳米材料破坏胞外聚合物网络,从而延长井筒服役周期、降低腐蚀与堵塞风险、维持产能稳定。

(3)油田区域:受油气藏和开采作业双重塑造的时变生态网络

注采井网的区域连通(水驱/回注循环)在m²-km²尺度上塑造地下“通道-斑块”格局,触发微生物长距离迁移与群落交换,形成随注采节律波动的动态生态网络^[28]。研究表明:井间微生物群落相似性通常随距离呈现指数或幂律衰减;但高渗透砂岩带与裂缝发育区作为“微生物廊道”,可显著提升连通度,使产甲烷古菌和硫酸盐还原菌跨井扩散并维持区域碳/硫循环核心功能;相应地,低渗/富黏土带形成“隔离斑块”,富集嗜盐-嗜热本源类群,同时也呈现局地化适应与演替特征^[11]。

与井筒-井壁相类似,开发早期外源注入水/化学驱替剂带入的好氧/兼性厌氧类群短期占优,与烃羟化/氧化胁迫相关通路(如alkB基因alkB、katG)高表达以适配高氧脉冲;随温压与底物梯度回归地层本底,产甲烷古菌与硫酸盐还原菌在厌氧-高温-高盐条件下重建主导,微生物群落结构回归以厌氧本源谱系为核心^[130,137]。持续的流体循环在维持烃降解/甲烷生成等核心代谢的同时,也通过水平基因转移在高渗通道中放大耐盐/耐热/抗化学胁迫模块与烃活化关键基因(bssA,assA,ectABC,groEL)的跨井扩散与富集,从而提升功能连通性与环境耐受性^[129]。这种持续的基因流动不仅增强了微生物群落对极端环境的多重耐受能力,也为油田区域内生态系统的遗传连通奠定基础。

区域流体循环与微生物迁移会对油田生产性能与环境管理具有重要影响:硫酸盐还原菌的扩散会显著加剧金属管材的硫化氢腐蚀问题;产甲烷古菌的迁移则可能诱发局部甲烷的异常富集,不仅改变储层流体性质,还可能影响气体组分与采收效率。同时,生物膜的形成与胞外聚合物在低渗区域的持续堆积,易引发生物堵塞现象,进一步降低储层渗透能力,制约油气采出效率。

2.2 油气藏微生物代谢网络与生态作用

油气藏内物质循环可概括为“烃初级活化/裂解→发酵/产酸→金属/硫呼吸→终端产甲烷”的级联系统^[11]。在高温-高压-高盐-强还原的边界条件下,该网络通过长期协同演化形成功能分工与代谢互补,以维持封闭体系中碳流与电子流的收支平衡^[11,138]。

在油气藏中的烷烃分子经初级活化或裂解后进入发酵-产酸阶段,通常以Clostridia、Bacteroidetes等为主的厌氧发酵类群,通过胞外酶水解、β-氧化及芳构化等路径,将长链烷烃、环烷烃与芳香烃转化为乙酸、醇类、短链脂肪酸、H₂和CO₂等中间体^[139]。Clostridium、Thermoanaerobacter等微生物常携带烃活化相关酶系,完成难降解基质的初级裂解与能量回收;同时,该阶段生成的胞外聚合物在孔隙界面形成稳定微环境,截留底物并提高协同效率,为后续呼吸与产甲烷阶段提供底物与结构性支撑。

硫酸盐还原菌(如Desulfovibrio、Desulfotomaculum)、铁还原菌(如Geobacter、Shewanella)与一些超嗜热古菌类群(如Archaeoglobus)可利用${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$、Fe(III)、Mn(IV)为末端电子受体,通过厌氧呼吸将发酵阶段的H₂/乙酸等作为电子供体,生成H₂S、Fe(II)/Mn(II)等还原产物,驱动Fe-S循环并改写孔隙化学与矿物相^[140]。当硫酸盐充足时,硫酸盐还原细菌对H₂/乙酸具有热力学优势,抑制产甲烷;当硫酸盐受限或H₂分压降低,电子流转向产甲烷体系,出现代谢轮换^[141]。值得注意的是,金属还原地杆菌(Geobacter metallireducens)等通过还原Fe(III)耦合有机物氧化,参与深部环境的金属迁移/矿物溶解;部分古菌类群(如Archaeoglobus fulgidus)在高温下兼具硫酸盐还原与烃降解能力,体现出极端条件下的多功能适应^[142]。

在终端产甲烷过程中,产甲烷古菌(包括甲烷杆菌目Methanobacteriales、甲烷球菌目Methanococcales、甲烷八叠球菌目Methanosarcinales)通过氢营养型(CO₂+4H₂→CH₄+2H₂O)、乙酸裂解型(CH₃COO^-+H⁺→CH₄+CO₂)与甲基营养型等路径完成电子与碳的最终“清空”^[143]。Methanobacterium和甲烷球菌属(Methanococcus)以氢营养为主,Methanosarcina能利用乙酸、甲醇或甲胺等多种底物并在电子供体波动下维持甲烷合成。当${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$耗尽或硫酸盐还原菌竞争受到抑制时,Methanosaeta等乙酸裂解型类群迅速占优,实现能量代谢体系的动态再平衡^[144]。

此外,微生物互营与直接电子传递及单菌烷烃降解产甲烷过程在油气藏物质循环中也起到关键作用。一种新型产甲烷古菌可以通过β-氧化直接降解长链烷烃并产生甲烷^[145]。同时,胞外聚合物-矿物复合体与导电矿物相(如黄铁矿/磁铁矿)为直接种间电子提供导电骨架,配合腐殖质等可溶性穿梭体扩展电子的有效作用半径,降低对中间体(H₂)扩散的依赖,在孔隙-裂缝尺度上形成组织化的电子通道^[146]。

概言之,油气藏微生物的独特生物学特性既体现其对高温、高压、高盐、强还原等深地极端环境的卓越适应,也为解析深部碳循环、阐明天然气生物成因并发展微生物驱油技术提供了关键基础^[147]。其生态功能可概括为:产甲烷古菌通过多途径厌氧代谢持续生成甲烷,直接支撑天然气的生物成因;硫酸盐还原菌将${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$还原为H₂S,深刻重塑储层的酸碱度与矿物-金属腐蚀环境;烃降解菌高效裂解长链烷烃与芳香烃,为原位生物改造与提高采收率提供路径。

2.3 稀有微生物种群及其生态角色

通常相对丰度<1%的稀有种群在常规宏基因组与实时荧光定量PCR(qPCR)中易被视作“背景”,但越来越多的证据表明其兼具功能储备与稳态调节双重属性:既作为“种子库”在扰动时快速激活、接管关键代谢位点,又通过基因流动与互作网络支撑群落的韧性与可塑性,在时空尺度上稳定深部Fe-C-S-H耦合循环^[148]。

多组学与单细胞证据显示,稀有类群(如Thiomicrospira、Acetothermia以及一些未培养古菌Ca. Bathyarchaeota)携带独特的底物活化与信号通路(如烃类厌氧活化酶系、群体感应模块)^[149-150]。这些通路在稳态期低表达;当底物谱、电子受体供给或温压条件轻微偏移时迅速上调,短时间内由“隐性”转为“主导”,承担硫氧化、乙酸生成、烃类转化等关键通量,起到扰动缓冲与通量接续作用^[151]。

部分未培养古菌(海拉古菌Ca. Helarchaeota)基因组指示对复杂芳香烃/长链烃的潜在降解能力,并在高温高压条件下具竞争优势。当底物组成改变或生物膜空间结构重组时,这些稀有类群通过生态位替代承担“补偿性代谢”,维持能量与电子流闭合,避免系统陷入功能衰退^[152]。

稀有种群常富集可移动遗传元件(质粒、转座子、噬菌体),在油藏内充当水平基因转移的关键媒介。烃降解辅助基因、金属耐受基因(如czcABC、copA)与杀菌剂抗性模块(如qacA、mexAB-oprM)常现在稀有类群中出现,随后通过基因水平转移扩散至优势菌群,形成“预适应-传播-固化”的功能演化轨迹,提升群落对盐度、金属与化学剂冲击的整体耐受与恢复力。例如,bssA/hbsA/assA等芳香烃降解基因可在化学胁迫/底物突变下,在Pseudomonas等优势降解菌间快速重组扩散^[132];部分稀有脱硫单胞菌属(Desulfuromonas)还能向Geobacter等铁还原菌转移金属呼吸相关基因,使其在高盐、高压等极端条件下仍能维持电子传递与能量代谢,从而稳定整个群落的代谢网络^[89]。

此外,稀有种群还可通过外泌酶、信号分子与电子载体对优势菌群实施定向调控。部分稀有厚壁菌纲(Firmibacteria)成员产生的蛋白酶/多聚糖酶促进生物膜空间构建,为产甲烷古菌(如Methanosarcina、Methanosaeta)提供稳定附着微环境;跨物种的群体感应可上调甲烷生成相关基因,保障底物匮乏期的基本甲烷通量。同时,部分稀有共生体与硫酸盐还原菌/铁还原菌通过直接种间电子传递参与长链烷烃的协同降解,提高深部代谢网络的电子效率^[146,153]。

由于长期处于低丰度与隔离生态位,稀有种群更易在中性演化与轻度选择压力下积累遗传多样性(热稳定蛋白、渗透调节、DNA修复系统等),为极端环境下的功能创新提供“演化试验田”。这类“隐性多样性”在扰动后期常转化为系统恢复的驱动力,是维持油气藏长期稳态与功能持久性的关键生物学基础^[148,154]。

在油气藏长期演化中,稀有种群以“功能储备+基因流枢纽+关键种效应”的组合,增强微生物群落稳定性、韧性与可塑性。对这些“低丰度-高价值”微生物的系统解析,不仅揭示深地群落的适应与演化规律,也为微生物驱油与油藏生态管理提供关键依据。

2.4 油气藏微生物演化的驱动机制

油气藏的多尺度地质-水文过程塑造了温度、压力、盐度、Eh与底物供给的复合梯度,构建出持续而分层的选择环境,进而在微生物多样性-功能-互作网络三个层面驱动微生物的长期演化^[147]。组学证据表明,在高温、高压、高盐与烃主导碳源等胁迫下,群落反复发生谱系分化与功能重配,形成嗜热、耐压、耐盐与厌氧烃降解等适应性谱系与稳健的代谢网络^[132]。在此过程中,环境梯度与空间隔离、底物压力与功能位点化、互营网络与电子流组织化、基因流动网络与病毒压力以及工程扰动的选择与重构共同构成了油气藏微生物演化的驱动力。

(1)环境梯度与空间隔离:埋深增加引起的温度梯度(约1.8 ℃/100 m)与孔隙-裂缝的通道-斑块空间异质性,共同决定基因流动与隔离强度。高渗通道促进基因交换与功能互补,低渗/黏土富集区强化隔离效应与遗传漂变,呈现近似“岛屿生物地理”式的组装与分化^[155]。随温度升高,嗜热菌群(如Thermococcus、Thermotoga)相对丰度提高,并依赖热稳定蛋白(DNA修复与关键代谢酶)与膜脂改性(如环状二醇二酰基甘油酯)维持结构与催化稳态^[156]。此外,盐度升高可诱导渗透压适应,例如嗜盐/耐盐类群(如需盐小杆菌属Halobacterium、嗜盐厌氧菌属Halanaerobium)等通过上调渗透调节与相容性溶质合成基因簇(如ectABC/ectD),合成甘氨酸甜菜碱、羟基乙基甜菜碱等相容溶质,以维持胞内渗透平衡并提高存活与竞争力^[157]。

(2)底物压力与功能位点化:油气藏中烃类的持续供给既是碳氢底物,也是选择压力。群落在有氧-微氧与厌氧条件下分别富集烃氧化与厌氧活化通路:前者常见烷烃单加氧酶/芳香烃单加氧酶;后者以苯甲酰辅酶A途径与加成/活化关键酶assA、bssA为标志^[139]。跨储层的宏基因组比较显示,assA/bssA发生拷贝数扩增与等位分化,并随温度-底物梯度发生“功能位点化”分工。高温更偏向assA介导的长链烷烃厌氧转化,较低温环境更依赖bssA触发的芳香烃活化^[158]。

(3)互营网络与电子流组织化:油气藏中普遍存在“发酵→产氢/乙酸→金属/硫呼吸→终端产甲烷”的互养链条,通过底物分工与能量梯级化提升系统稳定性与能量回收。在${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$充足时,硫酸盐还原菌优先利用H₂/乙酸,抑制甲烷化;当${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$受限或H₂分压降低,电子流转向产甲烷途径,出现“代谢轮换”。除依赖小分子中间体外,电活性细菌与古菌还可借助导电纳米结构与导电矿物(黄铁矿、磁铁矿、石墨质碳)实现直接种间电子传递,在孔隙-裂缝尺度延展电子通道、降低对中间体扩散的依赖,加速厌氧烷烃降解并提高甲烷通量^[159]。其中,Geobacter metallireducens通过Fe(III)呼吸耦合有机物氧化,是深部金属迁移/矿物溶解的关键“枢纽”^[160];而Archaeoglobus fulgidus在高温下兼具硫酸盐还原与烃代谢潜能,体现极端条件下的多功能适应^[161]。总体上,这一以底物分工、电子共享与种间电子传递为核心的互营网络,通过在微尺度上组织化电子流,维持了深部厌氧代谢的高效协同性。

(4)基因流动网络与病毒压力:油气藏中由质粒、转座子与噬菌体构成的“可动基因组”(mobilome)加速了烃降解与抗逆基因的横向传播(如assA/bssA、czcABC/copA、mexAB-oprM等),促成“预适应-扩散-固化”的功能演化轨迹,从而提升群落面对盐度、金属与化学剂冲击时的韧性与恢复力^[136]。同时,病毒压力与重金属胁迫在宏基因组学数据中表现为CRISPR-Cas、抗金属与抗氧化模块的富集,提示噬菌体-宿主军备竞赛与环境胁迫共同塑形群落的长期演化;质粒/噬菌体介导的水平基因转移则将烃降解酶系与抗逆基因在不同谱系间共享,形成面向扰动的“基因公共池”。典型例证是Pseudomonas通过质粒获得烷烃单加氧酶(alkB)操纵子后显著增强烃代谢适应性^[162]。

(5)工程扰动的选择与重构:通过注水、CO₂驱动与化学剂投加引入外源电子受体与微生物,短期内造成群落多样性震荡与功能重排;随着环境恢复至“厌氧-高温-高盐”稳态,本源核心功能群(产甲烷古菌、硫酸盐还原菌、金属呼吸菌等)常重新占优,形成“扰动-替代-回归”的动态演替^[11,132]。外源硝酸盐还原菌可通过竞争电子供体抑制硫酸盐还原菌,也可经基因水平转移将烃降解与抗逆模块并入本源群落,进一步改变互作网络与能量分配^[11]。

综上所述,油气藏微生物的演化由“地质-地球化学选择+空间隔离/连通+互养耦合+基因流动+工程扰动”五轴协同驱动(图6)。厘清这一多因子协同框架,可为生物天然气形成机制评估、原位生物改造与微生物驱油的精准调控提供理论与方法学支撑。

3 油气微生物在勘探开发中的应用现状

微生物是地下地质体系的活跃因子,其代谢可通过“矿物溶蚀/沉淀-孔喉重构-润湿性反转-复杂烃降解-离子与界面化学耦合”等途径,重塑储层孔隙结构与渗流网络。而且,微生物个体尺度小且可随储层流体迁移,致使本源微生物群落在储层中随渗透结构呈现可识别的空间分布格局^[163]。过去十余年,围绕“机理识别-多组学/物性表征-物理模拟与尺度放大-工程应用”的链条逐步打通,形成以微生物为核心的油气勘探开发技术体系。与传统物理或化学技术相比,微生物技术具备原位自适应、环境相容与成本可控等优势^[164],并在油气勘探与井间连通结构示踪、提高采收率^[27,165]、选择性封堵与控水^[166]、储层物性调控^[167]及污染修复^[168]等方面展现出良好前景。

3.1 微生物油气勘探技术

一方水土养一方人,一方油气藏也孕育一方微生物群落。“土壤细菌异常”概念自20世纪40年代提出以来,微生物油气勘探(microbial pros-pecting for oil and gas,MPOG)已发展为继地球物理与地球化学之后的第三类预测技术^[169]。其理论核心为“深部油气微渗漏→功能微生物响应”。在构造应力与压力梯度驱动下,深部油气藏持续释放C₁-C₄轻烃及伴生气体既是碳源亦为诱导信号,可选择性富集上覆土壤/沉积物中的甲烷氧化菌与烃氧化菌,形成近地表空间异质性的“微生物标志区”^[25]。该标志区通常表现为:(1)微生物活性增强(如ATP含量、甲烷氧化速率升高);(2)功能基因丰度提升(如甲烷单加氧酶基因pmoA、烷烃羟化酶基因alkB的拷贝数增加);(3)群落结构重排(如烃氧化类群相对丰度显著高于背景);(4)代谢产物异常(如δ¹³C-CO₂值偏重、挥发脂肪酸组成异常);(5)气体组分与同位素异常(如CH₄、C₂H₆、C₃H₈浓度及其碳同位素产生系统性偏移)^[170-171]。据此,融合群落结构、功能基因、代谢指纹与轻烃/微量气体异常,可在无需大规模地面工程的前提下,以低碳、无损方式快速识别深部油气富集区,尤其适用于覆盖层复杂与非构造圈闭的精准预测。

微生物油气勘探的技术流程与质控要点如下(图7^[172-173]):(1)布点与采样。综合地震、构造与地表条件,通常按500~1 000 m网格布点;使用无油工具采集0.5~2 m深度土壤/沉积物,并同步获取浅层地下水与孔隙气;设置现场空白与平行样,保证统计稳健性。(2)构建实验检测体系。群落层面采用16S/18S rRNA高通量测序、宏基因组拼接与荧光原位杂交等技术解析甲烷氧化菌、烃降解菌等功能类群组成,功能层面以qPCR定量pmoA、alkB、mcrA等关键代谢基因,代谢层面通过液相色谱-质谱/气相色谱-质谱技术(LC-MS/GC-MS)获取挥发脂肪酸与小分子有机酸等代谢产物指纹,同时以气相色谱-同位素质谱联用(GC-C/TC-IRMS)等技术分析CH₄、C₂H₆、C₃H₈等轻烃组分及δ¹³C-CO₂值,实现对微生物指标的多维交叉验证。(3)数据融合与异常识别。采用主成分分析(PCA)、随机森林等机器学习方法耦合微生物群落结构、功能基因、代谢指纹与轻烃异常,构建圈闭概率模型,并与地球物理/地球化学数据叠加形成综合预测图。(4)综合解释与闭环验证。对异常区开展浅层取样、激光甲烷遥测或高分辨率地震验证,并据此修正模型;全流程设置现场/实验空白与标准质控样,确保准确性与可重复性。

例如,在中国西部春光油田,研究人员采用两阶段布点(已知区建模→500 m×500 m网格),在46.8 km²预测区布设216个点位,统一深度60 cm系统采样。以稳定同位素探针与高通量测序锁定甲烷氧化菌,并以qPCR定量甲基杆状菌属(Methylobacter)的pmoA基因(以16S rRNA基因为内参归一化)。结果显示微生物高异常区与地震数据揭示的砂体分布高度吻合;据此布设C130井获高产油气流,日产量达21 823 m³·d^{-1 [172]}。另一个应用实例来自美国得克萨斯州Montague County的Park Springs(砾岩)油田,1995—1996年开展微生物-地球物理综合勘探,以丁烷氧化细菌为指示。土壤样品梯度稀释后接种于矿物盐培养基,在充满丁烷(99.99%)与零空气的密闭干燥器中,于(35±2) ℃培养10 d,手动计数菌落形成单位(CFU)。以统计学方法确定异常阈值,将10⁴~10⁵ CFU·g^-1区域判定为烃类微渗漏高值区。ArcGIS等值线图显示,微生物高值带与3D地震揭示的断裂构造高度一致,指示烃沿断裂上升迁移,并据此优化井位、降低钻探风险^[25]。

总体来讲,微生物油气勘探技术对10^-6~10^-5 m³·m^-2·d^-1级轻烃渗漏具有高灵敏度,前期综合成本较传统手段可降低约20%~40%,因此可作为地震部署前的快速筛查工具,使综合成功率较单一物探提升约20%~30%。还需注意的是,利用耐温耐盐指示菌群,可适用于深层/深水与非构造圈闭,并可与重-磁-电综合物探方法、轻烃吸附等多源数据、及机器学习深度融合,提升圈闭识别与储量概率评估精度^[174]。随着多组学、原位传感与人工智能的进一步集成,微生物油气勘探技术正由“辅助验证”加速迈进“前置筛查+精准成像”的核心手段,在非常规与深水勘探中具有广阔应用前景。

3.2 微生物群落示踪技术

井间储层通常具有隐蔽而复杂的渗透结构,其表征是油气开发方案设计的前提。微生物群落示踪技术是指以注入流体与地层产出流体中天然存在的微生物群落为信息载体,利用高通量测序、宏基因组、宏蛋白组解析群落组成及其时空协变关系,从而反演注入液/产出液的来源去向并表征井间连通性与优势流道^[27-28,175]。其原理在于:微生物随流体在孔隙-裂缝网络中发生迁移-扩散-筛选(受温盐、Eh、底物等压力场控制),导致不同井/层位样品的群落组成及其时间序列变化记录了连通路径、流向与滞留特征(图8)。

典型工作流程包括:(1)注入端与产出端同步采样;(2)DNA提取与扩增(16S/18S/宏基因组);(3)群落与功能谱解析;(4)统计-机器学习建模(如β-多样性、时间序列相关、来源解析等);(5)与地震、化学示踪剂、微震等方法进行多证据交叉验证(同位素/离子化学/物理约束的多证据融合)^[27,175]。为系统解析油气藏中微生物群落的组成、功能与活动,已发展出一套多层次、多组学的分子示踪技术体系^[84]。其中,16S/18S rRNA基因高通量测序是揭示群落物种组成与多样性的基础方法,能快速识别细菌/古菌(基于16S rRNA)和真核微生物(基于18S rRNA)的类群分布。在此基础上,宏基因组学通过测序环境样本中的全部DNA进行测序,不仅能实现更精确的物种分类,还能挖掘功能基因(如编码烃类降解、硫酸盐还原、产甲烷的关键代谢途径的酶基因),从而评估群落的代谢潜能^[126,176]。宏转录组学与宏蛋白质组学则分别从RNA和蛋白质层面,动态揭示微生物的实际活跃代谢过程^[126]。稳定同位素探针技术进一步将上述信息与微生物的底物利用活动直接关联:通过向系统中引入¹³C等标记的特定底物(如甲烷、烷烃),可追踪将其同化为自身生物分子的活性微生物,从而精准识别驱动关键地球化学过程(如产甲烷、烃类厌氧氧化)的功能菌群^[172,177]。该方法无需依赖菌株培养或遗传改造,亦无需额外向地层注入示踪剂,仅需对生产运维中常规获取的注采液样品进行分子生物学与统计分析即可实现。其原理类似通过监测各“站点”(井)的“客流”(微生物群落)特征,反推“地铁网络”(储层优势流道)的拓扑结构与通达性。

最近几年,微生物群落示踪技术在北美百米尺度天然试验场得到了系统研究,并形成如下认识。(1)一次采油/未扰动储层:裂隙水微生物群落在场地尺度呈现高度异质性,但在单一导水裂缝尺度被水力过程趋同,因而自流井产出流体的微生物群落差异可揭示天然井间连通性^[27];(2)生产期储层:对生产井产出液的微生物群落时间序列监测可量化不同导水裂缝对单井产液的动态贡献率,从而实现对裂缝网络开合演化的长期监测^[175];(3)注采耦合场景(“一注多采”):外源微生物由注入端进入后,能否以及以何概率到达各生产井与注采井间连通性正相关,据此可判别注入前缘推进与通道优选^[28,178]。这一系列研究将微生物群落信号与岩心/录井、微震及化学示踪剂等储层表征数据进行交叉验证,结果一致。此外,区域(百公里)尺度研究还发现,地下水系统中本源微生物群落格局与已知区域水力通道高度吻合,支持微生物群落作为地下流动路径与水力连通性指标的可行性^[179]。鉴于油气储层与地下水系统在多孔介质与驱动机理上的相似性,该方法在油气田具有优良的可迁移性与推广价值。

微生物群落示踪技术已被成功用于商业油气储层的监测。在非常规储层(经水力压裂改造)中,可基于钻屑衍生的微生物群落“基准线”,将生产阶段的产出流体微生物群落与基准线对比,反演不同层段/压裂阶段对产出液的来源贡献^[180]。此外,跨井微生物群落相似性/相关性分析可量化井间连通并识别“压裂干扰井”^[180]。在常规注水驱油田中,注入与产出端的微生物群落联合分析可作为水驱前缘推进的有效指示^[181]。

概言之,微生物群落示踪以“群落-流动-连通”耦合为核心,通过高通量分子与统计建模将生产数据转化为渗流结构的动态成像。该技术补充并部分替代昂贵或侵入性更强的物探/示踪手段,为井间连通识别、压裂效果评价、水驱前缘追踪与优势通道治理提供定量支撑,具备在非常规与常规油田的规模化应用潜力。

3.3 微生物驱油技术

微生物驱油的核心在于通过定向注入或原位激活功能微生物群落,使其在储层环境中持续产生气体、表面活性剂、有机酸及黏度降解酶等代谢物,从而在孔隙尺度上“多靶点”协同调控油-水-岩体系:显著降低油-水界面张力与原油黏度、反转润湿性、建立微气顶与压力梯度,进而释放剩余油、提升最终采收率^[117,182]。相较于高能耗或高化学剂用量的化学/物理驱替工艺,微生物驱在低渗、稠油与高含水后期更具性价比与作业安全性。

微生物提高采收率作用机制主要围绕四条路径协同展开(图9)。(1)产气增压与微气顶:在缺氧储层中,产甲烷/反硝化等代谢途径产生CO₂、CH₄、N₂/N₂O,可使局部孔隙压力提高约0.5~1.5 MPa,气体在原油中经历反复溶解-析出,形成“微气顶”与脉动式驱替^[182];(2)表面活性剂诱导润湿反转:Bacillus和Pseudomonas等分泌糖脂类(如鼠李糖脂、麦芽糖脂),可将油-水界面张力30~35 mN·m^-1降至<1 mN·m^-1,并将岩石表面由亲油转为亲水,促进残余油脱附与迁移^[183-184];(3)有机酸-酶协同降黏解堵:微生物产生的乳酸、柠檬酸等有机酸与脂肪酶、烃降解酶协同,裂解长链烷烃并络合/溶蚀Ca²⁺/Mg²⁺等胶结离子,使原油相对黏度下降约20%~60%,并适度拓宽孔喉半径^[185];(4)生物膜和菌体封堵高含水通道,扩大波及体积,提高驱油效率。需要强调两点过程边界:其一,表面活性剂并非“越多越好”,超过临界胶束浓度后,油-水-矿物界面相互作用可能被重置,反致油相滞留或分布不均,降低驱替效率^[186];其二,过量有机酸会显著降低孔隙流体pH值,易造成碳酸盐胶结物将被过度溶蚀与孔隙结构突变,甚至削弱盖层连续性,带来油气泄漏与储层失稳风险^[187]。因此,需将代谢强度、浓度窗口与反应时序纳入统筹,确保增效与地质安全的平衡。

在实际操作中,通常采用“静态-动态”两级闭环路径实现从机理验证到过程放大:(1)在静态阶段(恒温高压岩心/微观体系),通过注入目标菌液及配套营养体系,定量监测油-水界面张力、原油黏度、岩石表面接触角、残余油采出效率以及代谢物谱系,筛选高效菌株,优化营养配方,并界定温-盐窗口与代谢周期^[188];(2)在动态阶段(一维长岩心/三维可视化模型),在拟实井网与流速条件下连续注入-采集,原位表征渗透率演化、含水率/采收率提升、驱替前缘推进与压差变化,与水驱/化学驱对比量化增效,并为数值模拟与工艺参数化提供标定^[189]。

在国内工程实践方面,大庆油田重点面向斜坡过渡带与外围低渗储层,开展单井吞吐与复合调剖,并取得显著的增产成效^[190]。在斜坡过渡带(储层原油黏度高、含蜡量大,水驱后残余油开采难度大),注入1.19%~1.96%的功能菌液与营养,关井发酵7~60 d后复产,累计增油约2.0×10⁴ t;单井均增约141 t,黏度约降30.6%,含蜡约降7.1%,凝固点降3~8 ℃;油井管压、泵效和沉没度等指标也同步改善。在外围低渗区(储层渗透率低、原油流动阻力大),采用单井吞吐与驱替-调剖结合(0.3%~5%菌液,0.006~0.06 PV分段注入),378口井累计增油约3.6×10⁴ t(单井均增约115 t);45组微生物驱井累计增油约3.7×10⁴ t(单井组最高4 178 t)。注水剖面改善,注压下降,界面张力约降22.9%,轻质组分(C₁₁-C₂₃)占比提升;典型区块采收率增3%~4.45%。

胜利油田针对“高含水/强非均质/高温高盐”难题,采用分区差异化激活与调控,提升复杂油藏最终采收率。例如,在2019年,针对草13砂四块,建立嗜烃乳化外源菌强化内源微生物驱技术,实现原油高效降黏,日增油量为9.5 t,综合含水率下降了5.6%,累计增油2 300 t^[191]。Ng3区块(聚驱后期,高含水,水含量>96.6%)2008—2012年注入了6 900 t多糖类激活剂,定向调控Bacillus与Pseudomonas,日产由45 t增至55 t,采收率提高1.3%,含水率下降1%,但受水窜影响,激活剂在生产井中过早突破,波及效率受限^[192]。沾3区块采用三阶段注入策略提升群落多样性,累计增油2.756×10⁴ t^[193]。辛68区块储层条件苛刻(90 ℃,矿化度为5.59×10⁴ mg·L^-1),注入4 048 t长链碳源激活剂后,激活嗜热厌氧杆菌与Bacillus生长,日产由10.7 t提升至19.7 t、含水降至80.7%,累计增油5 453 t,采收率提高1.39%,但高温高盐仍制约菌体活性与代谢稳态。总体看,通过配方创新与定向调控可在复杂储层实现可观增效,但“波及效率-极端环境适应性-长期稳定”仍是推广瓶颈,亟需在营养体系设计与群落协同代谢调控上继续优化。

国际实践同样验证了潜力与共性约束。美国俄克拉荷马州(1992)通过注入功能微生物与糖蜜营养液,实现对高渗层选择性封堵与流向调控^[194];加州(2007)原位激活依托生物表活与产气改善原油流动性,分别获得原油产量提升19.6%与采收率提高6%的效果,但高温/高盐等极端条件对微生物活性构成抑制,且大规模营养注入易扰动流态,需要进一步匹配工艺参数与菌群适配性^[195-196]。俄罗斯罗马什金油田通过营养激活本源群落,强化有机酸/表活/甲烷代谢,累计增油4.11万吨,但代谢产物谱系偏窄限制持续增效,提示需加强高效菌株筛选与定向激活。印尼以糖蜜+商用肥单井吞吐使本源微生物数量约上升3个数量级,油-水界面张力约下降47%、黏度约下降24%,MJ-125井平均增产率约20%^[197];但营养成本与强非均质性制约经济性与可复制性^[198]。

微生物驱油在多类型油藏总体具备可观潜力:单位增产成本可降约20%~30%,并通过减少化学剂与用水实现“增产-节水-降碳”的协同效益。当前主要瓶颈集中在高温高盐与强非均质储层中的活性维持、营养输运与作用稳定性,以及营养剂成本与流态扰动带来的经济性约束。优先发展路径包括:(1)选育耐受且产物谱宽的功能菌群(耐温、耐盐、抗剪切,产气/表活/降黏多功能并存);(2)设计低耗高效的营养体系(碳/氮/磷与微量元素精准配比、缓释与分段注入以抑制早突破);(3)与地层流动学匹配的时空注入策略(围绕渗流分区进行分级、分相与分区精细注采)。通过“机理-评价-工艺”一体化优化与数值模拟-现场闭环标定,有望在复杂储层实现更稳健的增效与更清晰的风险边界。

3.4 微生物封堵与控水技术

微生物封堵与控水技术的基本原理是利用微生物在储层原位增殖并分泌胞外聚合物,构建高黏附性、生物相容的生物膜/胶体网络,对优势高渗通道实施选择性封堵并重塑流场分配,从而抑制水窜、均化驱替前缘并提升采收率^[199]。相对常规化学堵剂,微生物封堵与控水技术具备原位成膜/成胶、选择性强、可再生、环境友好与成本可控等优势,尤其适用于中高渗透、强非均质、高含水与开发后期的注水油藏。其作用机理与协同路径包括(图9^[75]):(1)物理选择性封堵。胞外聚合物与菌体聚集形成三维网络与团聚体,优先占据大孔喉/窜流通道,显著降低其渗导能力,同时对低渗透通道保持相对通达,实现“高渗优堵-低渗保通”的差异化调控;多项岩心与可视化实验均证实渗透率可降低数个数量级且驱替效率提升^[200];物理模拟实验表明,微生物的生长特性有利于其和岩心孔隙及裂缝的自适应匹配,微生物堵剂对(5~300)×10^-3μm²的低渗透岩心封堵率可达80%以上,具备封堵不同尺度多孔介质和微裂缝水窜通道的潜力^[201]。(2)化学-生物协同固化。二价/多价阳离子(如Ba²⁺、Ca²⁺)可与胞外聚合物官能团(—COO^-,—NH₂,—OH)络合,增强黏附与骨架稳固;离子诱导还可上调与生物膜/胞外基质相关通路,提升封堵体致密度与持久性,体现在更高的阻力因子与残余阻力因子^[123]。

为应对注水后期“高渗优先突破-低渗难以波及”的典型矛盾,微生物封堵技术常与控水调剖集成。核心实施路径包括。(1)定向生物封堵高渗层:注入产气-胞外聚合物复合功能菌与营养,在1~2周内快速降低高渗层渗导能力,促进注入水自动转向低渗区,使驱替前缘更均匀、波及效率提高^[202]。(2)“化学预堵-微生物精调”。先以低渗阻化学体系(如交联聚合物)快速封堵主窜流通道,再以微生物维持与“自修复”封堵层,抑制化学堵剂后期回弹^[203]。(3)周期性生物复封。按3~6个月脉冲式补充营养/微量菌体,激活残存群落,将有效封堵周期延长至约12~18个月^[204]。(4)与聚合物驱协同。微生物代谢(表面活性剂/有机酸)可降低原油黏度并改善流度匹配;胞外聚合物与注入聚合物在孔喉处形成互穿网络,增强抗剪切与持久性,提高稳态有效期^[205]。

在油田现场实践中,微生物封堵与控水技术已展现出良好的实施效果。例如,在宝力格油田,采用“聚合物预堵+微生物驱”耦合,对2口注水井和9口生产井实施7个月联合调控。聚合物段塞改善吸水剖面后,注入功能菌(HB3)与营养实现进一步增油;最终采收率达57.6%,累计增油3 486 t,验证了“化学-生物”协同的可行性与可重复性^[206]。另一典型案例来自大港油田Guan-69单元:在73 ℃、矿化度1.68×10⁴mg·L^-1条件下,节杆菌(Arthrobacter sp. A02)/Pseudomonas sp. P15/Bacillus sp. B24在储层中成功存活迁移并形成浓度梯度,推断其通过生物膜与代谢产物沉积调节渗透性、提高波及效率,显示出在极端条件下的应用潜力^[196]。

微生物封堵与控水技术的持续稳效依赖于群落定植能力、胞外聚合物产率与结构强度、离子环境与剪切场的耦合调控。针对极端温盐、强非均质与流态扰动,建议:(1)选育耐温/耐盐、产胞外聚合物能力强且黏附性高的功能菌株与共生组合;(2)采用缓释/分段注入优化营养输运与生物膜时空演化;(3)利用阻力因子/残余阻力因子与可视化监测闭环校核封堵体的“成形-稳固-再生”全周期行为,并与数值模拟联用实现工艺参数化设计。

3.5 微生物诱导矿化与储层封闭

微生物诱导碳酸盐沉淀通过脲酶菌等功能微生物调节孔隙流体碳酸盐平衡,在裂缝与优势通道原位生成方解石等“生物水泥”,实现选择性封堵与流向重分配;相较化学堵剂,其具备反应温和、原位自适应、环境相容性好等优势,并兼具碳固定潜力^[207]。工程上常将脲酶菌(巴氏芽孢八叠球菌Sporosarcina pasteurii)与尿素-Ca²⁺介质按脉冲交替注入,使优势通道内富集的菌体催化尿素水解,提升局地pH和[${\mathrm{CO}}_{3}^{2-}$],在细胞/胞外聚合物表面成核并长大为CaCO₃晶体,逐步填充孔喉、胶结裂缝,显著降低高渗区渗透率并推动驱替前缘进入低渗含油区^[30,208]。

微生物诱导碳酸盐沉淀技术与CO₂封存具有天然协同(图9):一方面,借助油气藏本源微生物(如产甲烷古菌)将注入的CO₂还原为CH₄,在消耗CO₂的同时生成能够降黏与增压的驱油气体^[209];另一方面,尿素水解与CO₂水化-碳酸平衡共同抬升碳酸盐饱和度,使CO₂以矿物形态长期固存^[210],同时胶结微裂缝、增强盖层密封与力学稳定性。CO₂-H₂CO₃缓冲条件,方解石/白云石溶蚀释放Ca²⁺可作为原位钙源,降低外加钙盐需求,实现“增产-封存-稳层”的三重收益^[211]。

现场验证表明微生物诱导碳酸钙矿化技术具备油田工艺可行性。以美国印第安纳州Posey县一口水驱注入井为例:该井因套管-水泥环缺陷形成约400 μm漏失通道,在约698 m井深交替注入Sporosarcina pasteurii菌液与尿素-Ca²⁺介质(合计25次菌液、49次介质),6天内井筒注入性(流量/压力比)下降约70%并维持两周稳定;温度测井显示漏失范围明显收敛,取样证实方解石型CaCO₃沉淀及脲解菌参与成矿,标志着在含油环境、常规装备条件下实现微生物诱导碳酸钙沉淀进行渗透率调控的可行性^[212]。此外,微生物还能通过诱导硫化物、铁/锰氧化物矿化及还原矿化作用改善储层条件,如:硫酸盐还原菌作用产生的H₂S可促成黄铁矿胶结,进而改变孔隙度、渗透率与酸度^[20];而铁还原菌作用则可能因生成菱铁矿等矿物导致孔隙堵塞^[21]。

微生物诱导矿化与储层封闭成效取决于菌体定植-成核速率-晶体织构的联动,以及离子组成、流速与剪切场对成核/长大/胶结的窗口约束。建议采用脉冲交替+缓释营养控制成核位置与晶体尺度,结合在线监测(阻力因子、残余阻力因子与可视化渗流)与数值模拟,完成从岩心到井场的参数化放大与风险边界管控。

3.6 微生物土壤修复

微生物修复以天然或工程化微生物群落的代谢为核心,将石油烃、表面活性剂、聚合物与重金属等污染物转化为无/低毒产物,是石油行业实现低碳、选择性与源头减排的重要路径,主要面向原位油污治理与钻完井/压裂返排液处理。

针对原位油污,通常向污染物赋存区原位注入功能菌剂或营养激活体系,利用微生物有氧或厌氧代谢将石油烃、多环芳烃(PAHs)及有机溶剂等污染物转化为CO₂、CH₄、H₂O及少量生物质,可避免物料转运与化学药剂带来的二次污染,实现源区就地治理。其核心机制包括如下方面。(1)烃作为电子供体的降解路径:烃降解菌群(如Thermococcus、Clostridium及Alcanivorax)以石油烃为碳源与能量来源,通过烷烃单加氧酶(AlkB)、环己烷羟化酶与芳烃环氧化酶等关键酶系,将C₁₀-C₂₆链烷烃与芳香烃分解为中间代谢物,并进一步经β-氧化与三羧酸循环实现完全矿化^[213];(2)极端环境适应与多菌群协同:驯化后的微生物联合体在60 ℃、8%盐度、pH=10下可高效去除多环芳烃(在8天内被完全降解),兼性厌氧菌可以硫酸盐/硝酸盐为电子受体,在缺氧环境维持烃降解并实现硝化/反硝化耦合;(3)表面活性剂原位合成与乳化增效:部分降解菌(如Pseudomonas和Bacillus)在代谢过程中同步分泌糖脂类生物表面活性剂,可将培养液表面张力从63 mN/m显著降低至28 mN/m,并将原油乳化指数提升至78%,有效促进油滴分散、扩大菌油接触界面,从而加速烃类降解动力学^[214]。

除了原位油污,钻井液与压裂返排液中亦含有高浓度的聚丙烯酰胺、阴离子表面活性剂(LAS/APS)、石油馏分及Ba²⁺、Cr³⁺等重金属离子,直接排放将造成持久性地下水与土壤污染。面向这种“高盐-多相-复合”体系,多功能微生物联合体可通过协同代谢将大分子与难降解组分转化为低毒/无毒产物,为源头减量与闭路回用提供可行路径。其具体机制体现在两方面:(1)高分子聚合物降解与烃类协同降解。不动杆菌(Acinetobacter sp. Y2)及其共培养体系借助表面活性剂与降解酶系(如过氧化氢酶),在almA和PAH-RHDα等基因调控下,将正构烷烃与多环芳烃分解为CO₂、水及中间代谢物(总石油烃去除率最高可达89.4%)^[215]。产酰胺酶菌株(粪产碱菌Alcaligenes faecalis EPDB-5)可断裂聚丙烯酰胺C-N键生成丙烯酸与氨基甲酸,后续在兼性厌氧条件下由产甲烷联合体转化为CH₄/CO₂,实现含氮聚合物的深度去除^[216-217]。(2)重金属固定与沉淀。硫酸盐还原菌将${\mathrm{SO}}_{4}^{2-}$还原为H₂S,与Ba²⁺、Cr³⁺等金属离子形成难溶硫化物沉淀;同时,胞外聚合物中的羧基等官能团对残余金属离子进行络合吸附,显著提升固定效果^[218]。

多地案例验证了原位微生物修复的可行性与稳健性:印度阿萨姆邦以Bacillus subtilis与Pseudomonas aeruginosa组成的复合菌群,在180 d内将土壤总石油烃降低76%,且修复土壤可支持作物萌发生长^[219];胜利油田滨一集油站借助豆科与禾本科植物的根际效应显著富集降解菌群,通过生物表面活性剂改善油-水界面,油和油脂去除率提升至34.2%,并降低污泥生物毒性^[220];新加坡近海项目采用22种菌株的复合群落,32 d将地下水总石油烃由1 564 mg/L降至89 mg/L,降解率达94.3%^[221];意大利塔兰托湾事故处置中,投加专性烃降解菌14 d即实现海水石油烃污染物去除79%^[218,222]。这些案例表明,微生物-生化耦合工艺在缺氧、高盐、高温及高分子共存等苛刻工况下仍保持高效与环境兼容性。

微生物修复可与物理吸附和化学氧化模块化耦合,构建“生物-物理-化学”的多元协同工艺,实现对多相、复合污染物的高效去除与风险控制。典型流程为:(1)前端采用高压冲洗/吸附剂固定化等物理手段快速去除游离油相^[223];(2)以臭氧或过氧化氢选择性断裂高分子与难降解芳香环骨架,降低污染负荷并提高生物可降解性^[224];(3)随后注入功能菌群,在较低剩余浓度阶段完成深度矿化与生境功能恢复^[225]。微生物修复工程实施的关键在于:耐受性/功能性菌群的定向构建,电子受体与营养的时空优化供给,以及现场监测联动的过程控制与放大验证。

4 油气微生物研究与应用的问题与挑战

自19世纪末发现微生物可利用烃类以来,油气微生物学已经历了“现象发现—过程验证—机制解析—工程应用”的四次跨越。(1)早期探索(1890s—1940s):在油层与土壤中相继观察到食烃微生物与原油生物降解,奠定“微生物-烃相互作用”的经验基础^[226];(2)概念确立(1940s—1980s):系统证实细菌/古菌可降解多类烃,提出微生物提高采收率设想^[227],发明首个微生物采油专利^[228],并在20世纪80年代进入基因与酶学层面的机制研究^[229];(3)机制突破(1990s—2000s):阐明厌氧烃降解关键通路(如苯甲酸/烷烃活化)与深部油藏原油生物降解机理,形成“无氧-慢代谢-电子受体受限”的理论框架^[42,230];(4)组学时代(2010s至今):宏基因组/转录组/宏蛋白组与现场时序监测刻画深地“慢代谢”网络^[231],解析页岩气井群落演替与功能基因流动,推动由群落相关性向过程因果的转变。

围绕应用场景,工程“工具箱”已基本成型:生物表面活性剂/产气助采、硝酸盐抑酸化控硫、微生物腐蚀管控、原位生物甲烷化、原油生物改质、微生物封堵与诱导矿化等,服务于提高采收率、流场调控、腐蚀与含硫治理、低碳转化等。然而,从机制系统性化到规模化落地仍存在瓶颈。以下从“科学认知-技术方法-工程实践”三个层面逐级梳理关键挑战。

4.1 时空边界与协同机理:识别与量化仍不足

(1)微生物“化石”与“活体”信号难以解耦。油气藏常叠加多期微生物信息:早成岩实体化石/脂类标志物、构造抬升与地下水再循环引入的后来信号、以及仍在活动的现代群落^[232]。这些信号时空交织,仅凭脂质组谱与稳定同位素难以给出成因年代与过程归属,进而影响生烃潜力评估与储层演化重建。亟需以多学科联动(现代活通量-微体/分子化石-同位素)实现在位通量与古记录的解耦。

(2)地质-生物协同过程缺乏统一动力学框架。温压演化、矿物转化与流体运移既为微生物提供能量与电子受体,也能经升温、脱水等过程抑制甚至终止生命活动^[233]。在特定温压窗内,生物甲烷化-热化学裂解-无机(费托型)合成可以并存且此消彼长^[234]。当前缺乏可同时约束瞬时反应速率与累积贡献的模型,也难刻画构造抬升、再注入等事件如何触发/关闭特定代谢网络。与此同时,关于厌氧烃降解的起始活化机制、孔隙网络内电子流组织化与跨尺度耦合,以及深地系统中“慢代谢”的功率边界与能量学约束,仍缺乏可与现场通量对接的量化统一^[235]。

(3)生物与非生物成因烃类的判别标准仍不完备。深部地幔流体与超基性岩-水相互作用可非生物合成甲烷与轻烃,但其在沉积盆地尺度上的实际贡献率仍未严格量化^[236]。在强微生物降解或高温热改造后,常用δ¹³C/δD值与链烷烃分布可能与非生物成因信号趋同^[237]。因此,需构建跨越多期次地质改造的高置信度判别体系,将重/轻稀有同位素(含团簇)与同位素-功能基因组学联用相结合,并辅以热史约束,避免把无机合成误判为极端微生物活动的产物,或低估非生物来源在深部碳循环中的实际贡献。

因此,要实现从定性到定量、从描述到预测的跨越,关键在于现代微生物过程与地质古记录的解耦、地质驱动-微生物通量的耦合量化和生物/非生物成因的多证据综合判别。这要求以原位通量观测为锚,联动多组学-高分辨同位素-力学与流动学反演,并通过现场扰动-模型回归-再验证的闭环策略取得可迁移的参数与规律。

4.2 油气藏极端环境取样与原位实验:装备与范式尚待突破

(1)极端环境下的保真取样短板。深层油气藏普遍呈高温(>80 ℃,局部>120 ℃)-高压-厌氧-高盐-高有机质负荷等特征^[147]。传统钻井取芯/井下流体取样在样品上返过程中,会经历“减压降温-氧入”三重扰动,导致微生物细胞裂解与核酸降解,好氧/兼性厌氧菌群瞬时增殖,关键代谢通路被中断或发生急性生理重编程等^[238]。当前缺乏能够在井下原位完成瞬时固定、并保持温压与氧化-还原参数恒定的成套装置与流程,限制了高可信度多组学(基因组/转录组/代谢组/同位素)解析的可重复性与代表性。

(2)微生物互作网络的系统解析能力不足。油气藏储层孔隙结构、温盐梯度与原生微生物群落高度异质,形成多层级、动态互作网络。典型互养链条中,产酸菌→产氢菌→产甲烷古菌协同将复杂烃转化为CH₄^[48],并与硫酸盐还原菌、铁还原菌等通过长距离电子传递耦合^[239]。尽管宏基因组揭示功能潜力,宏转录组与宏蛋白组反映瞬时表达,但目前仍缺乏把“潜力-表达-通量-同位素归属”闭合的整合范式;稳定同位素探针在高温高压环境下易失活,难以追踪关键代谢中间产物及其对应的功能菌群,削弱了对工程干预(营养激活、外源引入)的过程-响应-反馈预测能力。

(3)有机-无机耦合的原位观测与建模不足。微/纳米孔隙中,生物膜形成、碳酸盐/硫化物沉淀-溶解与氧化还原反应并行且非线性演化:初期生物膜可改善润滑与连通,过度矿化又可能喉道堵塞、渗透率骤降^[199]。然而,目前该领域研究依然缺乏能够在>80 ℃、>50 MPa的储层条件下,对低渗透岩石内部生物膜形成、矿物相变及多相流体运移进行微米级实时成像的装置与方法。实验室中10¹~10³小时的模拟结果难以有效推演地质时间尺度(千年至百万年)的累积效应。此外,尚未形成将微生物生长动力学-矿物相转化-多相渗流/反应统一的数值框架,难以量化微生物在储层中的“建设性(强化、稳层)与破坏性(堵塞、腐蚀)”双效应。

因此,做到深部保真采样、跨组学整合、原位物理-化学-生物耦合观测是油气微生物学迈向定量化与可预测的三大标志。补齐上述环节,可促使本领域由现象性描述迈入机制解析,由经验调控走向可验证、可预报的工程设计。

4.3 从实验室走向现场应用的“最后一公里”瓶颈:不确定性与经济性

(1)驱油与封堵效应对经验依赖强,井间差异显著。尽管微生物采油的作用机理研究不断深化,实验室评价体系也日趋完善,但微生物增采在现场仍呈强场地依赖与井间差异,比如经常出现同区块、近似地质与相同工艺参数下,A井采收率提升5%~10%,B井却收效甚微。其根源在于三类耦合不确定性:①储层非均质的“超分辨”识别不足,孔喉结构与温盐/流场的微尺度差异难以被常规测井与地震解析,导致菌剂与营养在井间的运移-滞留-反应路径截然不同^[240-241];②原生群落的生态位竞争与环境滤选,外源菌或内源激活的定殖效率与产物谱受离子强度、pH、残余杀菌剂、生物膜状态及捕食压力等多因子共同制约^[242-243];③“注入-响应-调控”闭环缺失,缺乏可在高温高压下长期工作的原位传感(pH、Eh、特征基因表达等)与实时反馈控制,易出现过度封堵或作用不足。由此,微生物驱油/封堵在工程端仍被视为带有随机性的“黑箱”,可重复性与普适性不足,制约规模化推广。

(2)成本收益风险的综合平衡体系缺位。工业菌剂的大规模发酵、浓缩与冷链、偏远区营养投加与及长期监测带来可观成本;叠加效果不确定,投资风险高于成熟的化学驱/气驱。关键短板包括如下3方面。①直接投入偏高:外源注入依赖高密度、耐温耐盐菌剂与专用配注装备,内源激活虽减少菌剂但大宗碳源/硝酸盐/磷酸盐在远场的采购与物流成本并不低;②监测与运维刚性支出:为实现动态优化,需持续监测“微生物-流体性质-产能”指标,配套取样点、现场实验室与专业人员,形成可观的运营成本;③收益与风险不确定:井间差异大,难以在项目前期给出稳健的增油概率区间与不同油价情景下的对比经济性,放大了决策风险。为系统化破解上述痛点,亟需构建涵盖“菌剂全生命周期成本模型+增油概率分布模型+碳减排效益模型”的三维经济评价框架,并借助数字化注采系统实现处理过程的均匀可控。只有当综合经济性获得可验证、可复用优势,微生物驱油方可从“辅助”走向“主流”。

总之,当前油气微生物学正处于由“基础认知”迈向“工程转化”的关键窗口期。围绕极端环境适应、多尺度过程耦合与经济可行性三大痛点,需以多学科深度交叉为牵引,联动原位高温高压探测-跨组学-同位素一体化解析与数据驱动的智能决策体系,打通“机理-工艺-现场”的闭环链条。通过在真实储层条件下实现可观测、可量化、可预测与可控的微生物过程,将充分发挥其作为地下“生态工程师”的调控潜力,推动非常规油气绿色增产、效益提升与低碳转型,为我国油气资源安全与“双碳”目标提供坚实的技术底座。

5 从跨时空研究到低碳开发:实现路径与前景展望

5.1 多圈层耦合研究:构建“光能-地球内能”双驱动的跨圈层生物循环

半个多世纪的深海/深地探测表明,除依赖太阳辐射的表层生物圈外,地球还存在由地球内部化学能维系的“深部生物圈”^[244-245]。行星尺度上两套能量引擎并行:其一是由太阳辐射驱动的光合系统,即海陆表层的蓝细菌、藻类与高等植物通过光合作用将无机碳固定为有机质,并以溶解态/颗粒态有机碳(DOC/POC)向沉积物与含水层持续输入碳源;其二是以内生地球化学能为源的深部化能系统,主要是指岩石-流体反应(如橄榄石蛇纹石化、热液作用、辐解与放射性裂解)持续生成H₂、CH₄、H_??S、Fe²⁺等还原性物质自下而上输运,在有氧-厌氧界面与外源有机碳相遇,构建起以厌氧甲烷氧化(anaerobic methane oxidation,AOM)、硫/铁锰循环与金属呼吸为核心的深部代谢网络^[246-247]。

在“光能供碳-内能供还原剂”的跨圈层耦合框架下,表层有机碳深埋为产甲烷古菌、硫酸盐还原菌等提供重要碳源与电子供体^[248-249];深部化学能在有氧-厌氧过渡带触发厌氧甲烷氧化、C-S-Fe-Mn循环等关键过程^[246-247]。在油气系统中,这一耦合表现为:光合来源有机碳的深埋与热演化构筑烃源库,化学能驱动厌氧烃降解与末端甲烷化闭合“生烃-降解-再生”。微观基础是跨相-跨矿物的电化学耦合:厌氧甲烷氧化古菌与硫酸盐还原菌通过直接或矿物介导的电子传递高效耦合C-S-Fe循环;电活性细菌(如Geobacter、Shewanella)与导电矿物相(黄铁矿、磁铁矿、石墨质碳)共同构成“电化学骨架”,降低对H₂/甲酸等中间体扩散的依赖,提升能量利用效率^[247-249]。另外,在陆壳深部与基性-超基性岩带,蛇纹石化释放的H₂与无机碳(CO₂,CO)为化能自养与产甲烷代谢提供底物,形成“非有机质依赖”的碳同化与气体生成功能区,并可能贡献无机成因烃^[250]。

顺应地球系统科学的整体观,围绕“光合碳输入-深部化能转化-还原性物流上输”构建跨圈层能量与物质闭环,有望统一解释:超深层油气系统的持续生烃、深部矿化固碳效率与非常规生物气藏成因,并推动从地表到深部的一体化碳循环认知^[33-34]。这一范式研究也为油气行业迈向“零碳/负碳”提供新路径:由传统化石开采转向“地下生物能源与碳循环工程”的一体化开发^[251]。

5.2 多学科交叉:实现油气微生物跨尺度研究与可控应用

当前,油气微生物学正沿“现象—机理—应用”线性推进,迈向“机理可量化-过程可预测-工程可控”的并行集成。实现这一跨越,需将地学(地质、地球化学、地球物理、地球生物)、物理(多项渗流、传热传质等)、化学(化学反应动力学、界面化学等)、生命科学(微生物多组学、合成生物学)与信息/工程学(数据工程、人工智能、油气工程)深度融合,形成从微/纳米级孔喉到井网/盆地/全球、从分子代谢到产量与经济指标的跨尺度闭环。技术主线可概括为:“保真采样+多组学”精细刻画油气藏微生物功能潜力与在位活性”→“多场耦合+反应运移”连接微生物过程与孔隙/渗流演化→“数据标准化+人工智能融合”把离散高维数据转化为可执行的工程调控策略(图10)。

(1)跨学科观测:从原位真实性到可复现实验。关键环节包括:①针对深部储层高温、高压、厌氧、高盐及多相流体等极端条件,优先采用保压取样与原位化学固定,规避“解压-氧化-群落重塑”偏差,并通过空白/示踪控制与钻井污染溯源评估提高样品可信度^[252];②联用宏基因组/转录组/蛋白组/代谢组协同解析潜在功能与在位活性,配合同位素探针、团簇同位素与同位素配分模型约束关键过程的代谢通量与生成温度,实现实现“基因-表达-产物-通量”的闭合链条^[253];③整合微生物单细胞鉴定与多组学、光学-X射线-电子显微学联合成像,辅以离子质谱-原子探针等同位素微区技术,解析“微生物功能群-生物膜三维结构-孔喉几何-矿物/细胞界面反应”的一体化图谱,为孔隙/微裂缝尺度微生物参与油气“生-储-运”机理提供约束^[40,173];④在页岩/致密储层等强非均质体系内实施原位与实时监测,部署耐温-压电化学-化学传感(pH、Eh、离子强度、溶解气、微量金属)设备实行在线微生物监测并与地球物理信息联解,捕捉“注入-响应-恢复”的动力学轨迹,为模型校准提供时空连续边界^[132]。

(2)跨尺度建模:把微生物过程嵌入孔隙-渗流-地球化学。储层演化本质是“生物-化学-物理”三场强耦合:微生物降解/产酸/产气/诱导矿化改变界面张力、岩石矿物润湿性、储层孔喉结构与反应面,从而反馈到渗流场与驱替效率;导电矿物与电活性细菌通过直接种间电子传递重构电子流路径并提升能量利用效率。需突破当前“基因组学数据存储与地球化学参数离散分析”的碎片化研究模式,实现微生物多组学(如功能基因库、代谢通量、调控网络)、地球化学(如孔隙水离子组成、Eh-pH条件、矿物表面能、温压场分布)及多尺度流体动力学(从孔喉级别到百米尺度的流质热耦合运移)等多学科数据的深度耦合建模,以“孔网-岩心-地层/井网-场区/盆地”的层级映射为主线,在孔隙/孔网尺度通过直接数值模拟与实验反演刻画“反应-形变-渗流”的局部反馈,并通过体积平均、同伦上卷与代理模型/降阶模型等方式上卷到岩心与地层尺度,实现跨尺度闭合^[254]。

(3)人工智能(AI)融合:把“多源异构高维数据”转成“可解释工程指令”。人工智能在本领域的价值不止于做“黑箱预测”,更在于开展“理论/物理约束的可解释学习”。具体而言,以油气藏微生物研究与低碳开发应用为核心,构建数据标准化与知识图谱:按“可发现、可获取、可互操作、可复用”原则建立元数据与本体(采样点、取样状态、微生物功能群、多组学与代谢网络、地化/渗流边界条件等),把“微生物类群-功能基因-代谢通路-热力学约束-矿物相-流体性质-生产指标”图谱化,形成支撑可检索、可追溯的数据矩阵。然后,在微生物跨尺度驱动油气藏演化规律的指导下,利用人工智能开展“微生物地质流体”耦合建模,联合输出:①微生物群落(如产甲烷古菌、硫酸盐还原菌、烃降解菌等)演替的关键驱动因子与阈值;②甲烷生成、烷烃降解与矿物沉淀等核心代谢通路的触发条件与通量区间;③生物表面活性剂、有机酸、H₂/CH₄等代谢产物的时空尺度分布与不确定性^[255-256]。

(4)与油藏数值模拟耦合,形成“数字孪生-闭环决策”。将人工智能预测的微生物动力学(增长-底物利用-产物生成)嵌入油气藏数值模拟器,构建“微生物-地质-流体”三场耦合的数字孪生系统,输入温-压-盐、原油物性、注入配方与井网参数,实时预测甲烷生成速率、烃降解效率、表面活性剂/有机酸/气体时空分布,及其对孔隙度、渗透率与采收率的贡献,从而在方案优选前给出可量化的不确定性区间^[257-258]。结合现场实践,可支撑以下工程应用。①勘探选区优化:基于微生物代谢指纹异常识别原油富集区域;②储层改造潜力评估:耦合流体动力学模型,量化生物气生成/降解过程对储层渗流能力的影响;③微生物驱油方案智能优化:定量比较微生物驱油、微生物封堵及微生物诱导矿化等不同技术的预期效益;④精准干预方案设计:结合历史数据库与实时监测数据,根据模型反馈定制营养配方、工程菌种组合及注入时序,实现“一储层一策略”的智能化调控。

简言之,以“保真观测-多场耦合-人工智能-闭环决策”为主线,打通从基因到井场、从微/纳孔喉到盆地的全链路,实现将微生物尺度的生命活动与油藏尺度的工程响应无缝衔接,将油气微生物从“经验黑箱”转变为“可计算、可控制、可规模化”的工程能力,为油气资源的低碳高效开发奠定科学基础。

5.3 深部生物圈前沿探索:极端生物资源的规模化开发潜力

向地球深部极限环境进军,是拓展生命认知边界与获取战略性生物资源的必由之路^[251,259]。我国塔里木、四川等盆地正在实施井深≥10 km大陆科学钻探,海洋“梦想号”深水钻探船亦将投入使用,将首次成体系地获取深地/深海原位岩芯与流体样品,为“黑暗生物圈”研究打开关键窗口。

(1)拓展生命极限。在温度上限方面,嗜热古菌(坎氏甲烷火菌Methanopyrus kandleri)在高压条件下可在122 ℃进行繁殖^[260];深海热液古菌菌株121(Geogemma barossii)可在121 ℃增殖,并可短时在130~131 ℃存活但不增殖^[261]。在深度维度,大陆地壳内活性微生物已在约4~5 km深度被反复报道^[262-263];海底下方深部沉积层在~2.5 km深度仍检测到微生物群落与甲烷生成等代谢活动,南海海槽等地实现了约120 ℃的深部高温沉积层生命探测与温度上限约束^[264-265]。若未来在>8 km、130~150 ℃环境中仍检出活性细胞,将把“可繁殖温度上限”再抬升10~15 ℃,并对“高温起源窗口”假说产生根本影响^[266-267]。

(2)挖掘极端生物资源潜力。万米级深层油气藏是天然的“进化高压釜”,孕育兼具耐热、耐压、耐盐与溶剂耐受的极端微生物与酶系。此类酶在高温/高压/高盐/有机溶剂下仍具活性,有望在若干环节替代或协同传统井下化学剂。以超耐热脂肪酶、烃裂解相关氧化还原酶与环烷烃单加氧酶为例,现已建立>100 ℃稳定及高压可调控酶活体系;结合蛋白质定向进化与计算蛋白设计,有望进一步提升热稳定性与构象熵,使其在更高温度和更高压力下仍能保持>90%活性。同时,借助耐高温多糖微胶囊或无机多孔载体进行固定化,可显著延长井下寿命,构建“一次投加、长期生效”的原位生物催化降黏与轻质化方案^[268]。井下应用之外,极端酶亦可服务于油砂原位清洗、含油污泥资源化、深海极端环境传感、航煤绿色合成,构建“深地采样→酶系挖掘→工程化与固定化→高值制造”的产业链。

(3)非常规能量学与代谢路径验证。依托深地-深海钻探计划,应构建“保真采样-原位观测-多组学与地化耦合-功能验证”的一体化方法体系:通过宏基因组/宏转录/宏蛋白/代谢组与同位素地化/显微学分析联合,鉴定可用于油气低碳开发的功能菌群,并挖掘关键代谢途径与酶系,为后续底盘微生物改造与工程化酶系优化提供依据。同时,深部极端微生物为“非常规能量学”提供了可检验路径,包括Fe(III)/Mn(IV)耦合的厌氧甲烷氧化与无硫酸盐体系的甲烷汇机制、矿物晶格缺陷/表面态驱动的电子传递与细胞外电子传递联动机制以及放射化学产物供能(辐解产氢/强氧化中间体)驱动的CO₂还原与长周期代谢维持等^[269-270]。这些潜在路径一旦实现速率定量与约束,有望重写深地C-H-S-Fe循环的速率方程,直接关联到古老油气系统的持续生烃潜力与深层甲烷资源评估。

总之,在超深钻探框架下系统推进黑暗生命取样与机理研究,将有望从根本上重塑油气生成-保存的理论体系,并为深地极端生物资源规模化开发确立前瞻性科学与工程基准。要实现这一目标,还需突破以下关键技术瓶颈:(1)研发可耐≥150 ℃/150 MPa的密封取岩心、压力保持、即时化学固定流程,建立全流程洁净规范与污染示踪体系;(2)集成电子传递/代谢通量电化学传感、微型同位素气体分析(如H₂/CH₄/CO₂同位素比)与光谱-成像(如拉曼/微型荧光/吸收)耦合模块,实现井下原位、实时生命活动判识;(3)建立“深度富集+纳升级反应体系”与超清洁多组学管线(宏基因/宏转录/宏蛋白/代谢组),实现超低生物量与超慢代谢解析;(4)实施DNA条形码/惰性气体/稀土等多端示踪,分离“钻井液-井壁-样品”端员贡献,建立端员混合模型与背景-信号区分准则;(5)系统评估微震、热液泄漏与深部生态扰动风险,对微生物注入/封堵等工程措施建立“钻前基线-钻中监测-钻后修复”闭环与退出机制。

5.4 合成生物学精准应用:面向油气低碳开发的功能菌群定制

自20世纪40年代以来,油气微生物学主要依赖天然功能菌(降黏、产气、改润湿、矿化等)与“场地驯化+配方优化”的经验路径。然而,非常规储层正持续向高温(80~150 ℃)-高压(>50 MPa)-高盐(>20% NaCl)-强还原等极端工况推进,使“寻菌-驯化”的可迁移性、可重复性和可预测性显著下降,正逐步克服如下不足:(1)天然菌株的环境耐受与代谢通量常与工况错位^[271];(2)多类极端菌缺乏成熟的编辑与表达体系,难以实现稳定外源表达与动态调控^[272];(3)缺乏与细胞外电子传递、矿物表界面以及渗流-热-盐-压耦合的“机制-工程”闭环,导致放大效应不确定^[273];(4)生物安全与端到端可追溯体系尚不健全,难以满足规模化应用的合规要求^[274]。

合成生物学以标准化部件(如启动子/核糖体结合位点/绝缘子/反馈调控模块)、模块化基因线路(“感知-决策-执行”三级结构)、基因组编辑(CRISPR/Cas9/Cas12a/碱基编辑等)、DNA合成与组装以及人工智能/机器学习辅助设计为核心流程,目标是在温/压/盐/厌氧/溶剂等约束下实现稳健且可预测的功能输出与工程放大^[275-276]。在油气藏场景中,关键是把电子通量管理(细胞外电子传递/直接种间电子传递接口、电子穿梭体、与导电材料的耦合)、烃类转化酶系(如烷烃单加氧酶AlkB、细胞色素P450、β-氧化途径等)、产氢/产甲烷代谢通路以及微生物诱导碳酸盐沉淀统一嵌入到可调节的基因线路框架中,并借助多尺度模型将“基因线路状态-代谢通量-孔喉结构-渗流性能-碳强度”串联,形成从分子到油藏的系统设计与优化路径^[277]。可具体按照以下两条技术路径进行。

(1)底盘-线路双轮驱动的精准改造。为适应80~150 ℃、>50 MPa、>20% NaCl、严格厌氧等工况,底盘微生物需同时具备极端环境适应性、代谢与遗传可编程性以及生物安全的可控性。候选底盘及路径包括:①在高盐/溶剂条件下,Halomonas正成为工业级底盘的有力候选,其载体、编辑系统与调控元件库正不断完善,有利于在高盐体系中实现稳定表达与放大应用^[278];②在高温/厌氧条件下,嗜热细菌(如地芽孢杆菌属Geobacillus、副地芽孢杆菌属Parageobacillus、Methanosarcina等)的CRISP工具链持续丰富,可在高温下构建稳健的目标通路并实现精准调控^[279-280];③在电化学界面友好性方面,Shewanella的MtrCAB细胞外电子传递模块及其跨属分布为“可移植电子通路”提供了基因资源,提示其在不同底盘间迁移与适配的潜力^[89,281]。在极端工况下提升线路稳健性,可结合基因组瘦身与稳定岛重构、遗传绝缘子(如RiboJ)以降低上下文串扰、CRISPRi/a实现低能耗可逆调控、并引入温度/压力/盐度响应开关与代谢负载反馈回路以维持通量稳定^[282]。在生物安全上,可采用“栖境依赖+遗传刹车”的双保险,如自毁开关(Deadman/Passcode),并叠加密码子重编码/资源依赖以降低基因外流与逃逸风险^[283]。通过上述合成生物学策略对底盘微生物细胞进行定向改造,可将其构建为油气藏原位长期稳定运行的“微生物工程”,实现驱油运动、原油降黏、生气增能或矿物沉淀等多重功能,为油气开发的碳减排与采收率提升提供新一代生物技术解决方案。

(2)面向低碳开发目标的功能集成:降黏-轻质化-生气-固碳。针对废弃油井与可持续补给油井,构建“一级耐热固定化酶催化-二级厌氧微生物发酵-三级分离与原位固碳”的级联系统,贯通“降黏-轻质化-生气-固碳”全链条,并以在线分离与数字孪生驱动过程稳态与能效优化:①以烷烃单加氧酶(AlkB)-P450-β-氧化为骨架,辅以人工智能/机器学习指导位点筛选、稳定性提升和底物通道优化,目标是在110~150 ℃、20% NaCl下仍能维持>72 h的有效酶活,将长链烷烃裂解为C₈-C₁₂中间体,上游产物经“膜分离+超临界CO₂萃取”连续移除可避免孔道堵塞并降低能耗^[284-285];②构建“甲酸循环+供氢电化学接口+古菌甲烷代谢”的协同框架,在在电子传递增强条件下,以导电材料/电子穿梭体与可移植电子通路(如NapC/NapB、CymA-Mtr通路)稳态供能,提升还原当量利用效率,对Methanosarcina等古菌中使用CRISPR/Cas9/Cas12a等工具实施通量平衡与副代谢抑制,提高甲烷选择性与时空产率,并实现对“诱导开启/关闭”的可控响应^[280,286];③将脲酶-碳酸酐酶通路与Ca/Mg供离子泵耦合,诱导选择性碳酸盐沉积,既为CO₂长期矿化封存提供生物地球化学途径,也能在井筒-储层界面提升刚性、优化渗流^[287]。

总之,合成生物学正把油气微生物从“自然驯化”推向“理性设计”。然而,要把功能菌群定制真正落地到千米深井的原位生物炼厂,还需并行攻克如下方面中的难题:(1)极端环境下基因线路的高可靠性表达与长期稳定;(2)井下原位过程的闭环调控与数字孪生耦合;(3)严格边界约束下的生物安全与全链路合规。实现上述目标,将在采收率提升与碳强度下降两条线上同时取得可量化收益,支撑油气开发的绿色、可控、低碳转型。

5.5 科学-技术-工程三位一体:驱动“地下原位生物炼厂”革命

我国油气开发正面临“三重困境”:采收率偏低(全球多数油田的最终采收率仅约20%~40%,大量地质储量长期滞留地下)、对外依存度高(原油对外依存度长期维持在约70%~75%的高位)、能耗和排放成本高。在“双碳”目标约束下,迫切需要一条兼具资源高效利用与减排要求的颠覆性路径。合成生物学提供“自底向上”的系统重构思路:以模块化设计-精准编辑-生物安全锁定为抓手,重编油藏微生物群落与关键酶系,构建具备驱油导航-原位轻质化-产氢/产甲烷-矿物固碳等功能协同的“地下原位生物炼厂”(图11)。其核心是在孔隙-裂缝网络中,形成“增采、增气、封碳”三重效益的可控闭环:重质油被原位降黏/裂解并驱出;电子流通过电供氢/直接种间电子传递与甲酸-甲烷通路高效转化为能源气体;同时CO₂被动态固定与矿化封存。在工程尺度上,这一路线与我国非常规与深水场景下的低碳开发需求相匹配(采收率与能耗、碳强度指标均可量化评估)^[288]。

(1)构建“生-储-运”一体化的微生物地球化学模型。传统“烃源岩生烃-储层储集-输导运移”割裂式框架难以支撑深部复杂油气系统的定量解析。面向未来“地下原位生物炼厂”,需在多圈层物质与能量交换背景下,建立“微生物地球化学动力学-渗流”一体化模型,贯通微/纳米孔隙至井网/区块尺度:①生成环节,在高温/高盐/低可用电子供体约束下,量化发酵与甲烷化的活性阈值与速率常数,并把电供氢/电摄取与细胞外电子传递显式并入电子通量方程,用以弥补深部体系的能量瓶颈与限速^[87];②储集环节,需要同时刻画微生物代谢活动对孔喉结构的双向效应,在反应-对流-扩散框架中建立微生物代谢-化学反应-储层结构-渗流动力学的参数化,用以预测封堵前缘与力学演化^[289];③运移环节,需重点研究生物气增压、生物表活剂润湿改性与流体黏度变化对渗流行为的“双刃”影响,重点发展微生物-流体-岩石多场耦合的动态预测能力。通过“生-储-运”全链条耦合,形成统一的微生物地球化学动力学模型与反应-传输-渗流数值平台,在微/纳米孔隙-岩心-油藏-盆地多尺度上追踪“微生物活动-相态演变-渗流行为-资源评估”的时空耦合关系,最终为增采、封存与减排提供可模拟、可预测的“数字沙盘”^[290]。

(2)深地-微生物-化工协同:从天然反应器到工程化路径。以废弃/深层油气井为“天然试验场+超大规模生物反应器”,沿“表层光合区-沉积界面-深部反应带-目标储层”建立观测-干预-验证的分层体系:上部用遥感/地球化学监测碳输入与下渗;中部在钻孔/井底观测站解析厌氧甲烷氧化-金属循环界面过程;深部在油藏/含水层开展原位微生物调控与CO₂-微生物诱导碳酸盐沉积中试。多源数据与人工智能融合,形成“认知引擎-智能决策”闭环,为非常规与深水场景提供可复制的低碳开发方案。关键技术抓手包括如下方面。①智能靶向封堵:脲酶菌/碳酸酐酶菌+环境响应型载体实现高渗通道识别、选择性矿化与“自毁解堵”,配合反应传输约束与实时感知控制堵塞前缘^[43,83];②孔隙尺度降黏与活化:一端通过信号分子/营养配比选择性激活烃降解功能群(如环烷烃降解菌)并抑制易产黏液/胞外聚合物与强酸代谢物的“有害支路”,另一端用智能载体(脂质体、功能化纳米颗粒、酶/工程菌共载)把营养物/酶/细胞定向递送到剩余油富集区并进行靶向干预,从而显著提升降黏效率并降低化学药剂用量^[291];③与传统采油的智能化耦合:探索微生物技术与化学驱(表面活性剂、聚合物等)、气驱(空气、CO₂、N₂等)、热采(耐热酶辅助蒸汽腔扩展与稠油降解)、物理场刺激(如声波/电磁波)进行序贯与协同应用,形成“1+1>2”的复合增采技术体系^[292]。协同驱油提高采收率的内涵包括物质协同、机理协同和时空协同三个方面,物质是协同的载体,机理是内在联系,时间空间是机理发挥作用的尺度范围,三者紧密联系,是一个有机整体。通过“监测-建模-干预-验证”的闭环集成:在试井/短段先行验证封堵可逆性、降黏幅度、产气通量等,再扩展到井组/区块的数字孪生调优;面向非常规与深水场景,预期实现水驱/气驱波及效率持续改善、水窜/气窜显著缓解,同时在低渗/超深储层降低伤害风险与单位能耗^[293]。

(3)地下原位生物转化:从试点到规模化。将经过定向改造的高效安全工程菌或原位激活的功能菌群视为“细胞工厂”,油气藏则被视为“超大规模天然生物反应器”,可分如下四步实施并迭代放大。①智能驱油与定殖:利用工程菌具备化学梯度感知与表面黏附能力,使菌体沿导电/营养梯度定向迁移,优先占据剩余油富集区并定殖,为后续产气与酶促反应供能^[294];②高效降黏与原油转化:在目标区域内精准表达并分泌重质烃降解酶或生物表面活性剂,实现断链-降黏-润湿性重调^[285];③能源气体原位合成:通过代谢路径设计,使工程菌将难采残余油组分或伴生/注入的CO₂高效转化为H₂/CH₄等清洁能源气体^[295];④闭环式运行与碳矿化:耦合微生物诱导碳酸盐沉积实现盖层加固与CO₂长期矿化封存,构建“增采-增气-封碳-稳层”一体化流程,最终形成“提高原油采收率”与“原位绿色能源转化”双重目标协同的实现路径^[296]。

(4)地表固碳+深部转化:通往“负碳-深部生物能源”的双阶段工程路线。将地表光合固碳与深部生物转化置于统一物质-能量框架,有助于解释深地生物圈在极端能量受限下仍能以“慢生命”长期维持代谢与群落稳态的现象,并把“低碳-负碳”的工程目标与深部生物地球化学过程对接起来,实施地表固碳→深部转化的双阶段工程:①以高效微藻/蓝细菌捕获工业CO₂,结合光生物反应器的传质强化与光场优化,实现规模化碳固定,同时联产脂质/化学中间体可作为深部转化的碳/能量“前体”以构成与地下段相耦合的供给端^[297];②将生物质溶解有机碳或CO₂注入深部储层,输送至深部储层后由产甲烷/产氢功能群转化为CH₄/H₂,兼顾碳封存与能源再生;在有机质贫乏但Fe(II)/H₂通量充足的地层,可借助导电/催化载体与定制菌群实现CO/CO₂→CH₄或合成气的原位生物转化,开辟“非有机质依赖”的地下生物能源路径^[49]。

概言之,以科学-技术-工程三位一体为牵引,依托“模型一体化-协同工程化-原位炼制-双阶段固碳转化”的系统路径,可将油气藏从传统物理化学开采平台重构为可观测、可预测、可控的“地下原位生物炼厂”,并与光伏、地热等新能源及微生物生态修复、油气田生态再造工程深度耦合,形成覆盖“增采-降碳-生态协同”的立体化低碳开发模式。

6 结论与展望

本综述围绕“微生物跨时空驱动油气演化与低碳开发”的主线,强调微生物过程并非地质历史的“背景噪声”,而是可检测、可设计、可调度、可核算的活性要素。基于“碳流-电子流-能量流-矿物流”四重耦合,我们提出将油气藏孔隙空间重构为自组织、自调节的“地下原位生物炼厂”,在增采、增气与封碳之间实现多目标优化,并形成“科学认识-开发技术-工程应用-环境治理”的闭环路径。

在认识层面,跨时空视角带来两点关键进展。(1)深部体系电子与能量稀缺,使得细胞外电子传递、电摄取与放射化学供能成为限速瓶颈;(2)矿物-流体-微生物界面反应通过产酸/H₂/CH₄/胞外聚合物与诱导碳酸盐沉淀等,联动润湿性重调与孔喉重构,从而把“生-储-运”贯通为可量化的一体化系统。由此,微生物作用不再停留于“有/无”的定性描述,而可嵌入反应-传输-渗流-力学耦合模型,成为碳汇核算与风险边界划定的物理基础。

在技术层面,合成生物学正将油气微生物从“自然驯化”推向“理性设计”。通过底盘筛选(耐温/耐盐/耐压/厌氧)、线路稳健化(基因绝缘子-反馈-环境开关等)、电子通量工程(电子传递基因/蛋白、导电材料与穿梭体等)与生物遏制(Deadman/Passcode、遗传重编码),可实现“驱油定殖-原位降黏/轻质化-H₂/CH₄原位合成-微生物诱导碳酸盐矿化封存”的协同。配合膜分离、超临界CO₂萃取、智能载体与高温高压反应器等过程技术,构建“酶-微生物-反应器”三级级联,并以“监测-建模-干预-验证”实现迭代放大与工程闭环。

在工程层面,将废弃/深层油气井作为“天然试验场+超大规模生物反应器”,分层部署表层固碳-沉积界面观测-深部中试,并在井组/区块尺度上与化学驱、热采、物理场刺激配合,形成“1+1>2”的复合增采体系,建立“固碳量-产气量-能耗/碳强度”的三联核算口径,支撑技术-经济-环境的一体化评价。

要实现上述愿景,需要以地球系统科学思想为指导,面向如下三大关键挑战推进共性基础能力建设。(1)跨圈层通量精准量化:构建可同时解析岩石圈-水圈-生物圈物质与能量通量的观测体系,形成深海、深地、深井条件下的长期、连续、保真监测网络,支撑从“事件学”到“过程学”的转型;(2)深部微生物异常代谢解析:以“单细胞多组学+保压保温培养+原位活性探测”联用,识别极限环境下的能量学路径、群落互作与电子共享规则,并与矿物学/同位素证据交叉印证;(3)全流程模拟与验证平台:搭建贯通“地表光合碳输入-深部还原性物流上涌-群落响应”的集成实验/中试平台,构建“实验-模型-现场”快速迭代闭环,实现从概念验证到区块放大的可控跃迁。

总之,微生物在油气系统中“相生相克”,既能促进烃类转化与生物气增储,也可能引发生物腐蚀与生物堵塞。破解之道在于多尺度协同:自分子/通路至储层,再到盆地尺度的微生物-地球化学耦合,与可控物理场和材料介入联动,完成从机理到工程的跨尺度闭环。面向未来,深部生物圈的极限环境将成为资源与认知的“双前沿”;“地质-生物-工程-智能”四轮驱动将重塑油气生成与储集理论,迭代原位制H₂/产CH₄和微生物碳捕集、利用与封存(Carbon Capture, Utilization and Storage,CCUS)等低碳技术,并将工程开发升级为“地质过程可观测-生物资源可编程-系统运行自适应”的一体化体系。当“机理可量化/边界可核定-模块可迁移/接口可标准-示范可验证/性能可放大”三条主线形成正反馈,油气开发将完成由“开采为中心”向“开采-转化-封存一体化”的范式跃迁,在保障能源安全的同时显著降低碳强度,并在特定场景迈向“由零到负”的碳收支拐点,为“双碳”目标提供可持续、可复制、可规模化的技术路径。

谨向中国科学院地质与地球物理研究所朱日祥院士和潘永信院士致以诚挚谢意,感谢二位院士对团队开展地球科学与生命科学交叉研究给予的长期指导和宝贵支持。衷心感谢中国科学院地质与地球物理研究所赵亮研究员,西北大学张志飞教授、陈富林教授,华大集团汪建董事长、杨爽博士、刘姗姗博士、李应山博士、滕波博士,中国科学院微生物研究所于波研究员,中国科学院天津工业生物技术研究所黄志勇研究员,山东大学王禄山教授、李颖杰博士,中国石油天然气股份有限公司长庆油田分公司王靖华正高级工程师,以及陕西延长石油(集团)有限责任公司研究院王维波高级工程师等在研究过程中给予的指导与建议。感谢刘延、闫传焮、邢琳、张荣荣、杨雨希、何适、曹朝阳、张佳郁等同学在文字校对与文献整理方面所做的工作。特别感谢谢树成院士、王晓梅正高级工程师和万云洋教授对本文的审阅及提出的重要建设性意见。

参考文献

[1] 邹才能, 张辰君, 程军, 等. 碳中和目标下CO₂捕集利用与封存技术进展、挑战与展望[J]. 石油勘探与开发, 2025, 52(6): 1472-1487.

[2] 贾承造, 姜林, 赵文. 页岩油气革命与页岩油气、致密油气基础地质理论问题[J]. 石油科学通报, 2023, 8(6): 695-706.

[3] 邹才能, 吴松涛, 杨智, 等. 碳中和战略背景下建设碳工业体系的进展、挑战及意义[J]. 石油勘探与开发, 2023, 50(1): 190-205.

[4] XIONG R, GUO J, KIYINGI W, et al. Technical transformation of heavy/ultra-heavy oil production in China driven by low carbon goals: a review[J]. Journal of Cleaner Production, 2024, 458: 142531.

[5] 何希鹏, 张培先, 高玉巧, 等. 中国非常规油气资源效益开发面临的挑战与对策[J]. 中国石油勘探, 2025, 30(1): 28-43.

[6] MADDELA N R, ARANSIOLA S A, EZUGWU C I, et al. Microbial biotechnology for bioenergy[M]. Amsterdam: Elsevier, 2024.

[7] ZENGLER K, RICHNOW H H, ROSSELLÓ-MORA R, et al. Methane formation from long-chain alkanes by anaerobic microorganisms[J]. Nature, 1999, 401(6750): 266-269.

[8] VIGNERON A, ALSOP E B, CRUAUD P, et al. Comparative metagenomics of hydrocarbon and methane seeps of the Gulf of Mexico[J]. Scientific Reports, 2017, 7(1): 16015.

[9] EVANS P N, PARKS D H, CHADWICK G L, et al. Methane metabolism in the archaeal phylum Bathyarchaeota revealed by genome-centric metagenomics[J]. Science, 2015, 350(6259): 434-438.

[10] LI L, WAN Y Y, MU H M, et al. Interaction between illite and a Pseudomonas stutzeri heavy oil biodegradation complex[J]. Microorganisms, 2023, 11(2): 330.

[11] VIGNERON A, ALSOP E B, LOMANS B P, et al. Succession in the petroleum reservoir microbiome through an oil field production lifecycle[J]. The ISME Journal, 2017, 11(9): 2141-2154.

[12] STOLPER D A, LAWSON M, DAVIS C L, et al. Formation temperatures of thermogenic and biogenic methane[J]. Science, 2014, 344(6191): 1500-1503.

[13] VAN HAMME J D, SINGH A, WARD O P. Recent advances in petroleum microbiology[J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2003, 67(4): 503-549.

[14] SLOBODKIN A I, JEANTHON C, L’HARIDON S, et al. Dissimilatory reduction of Fe(III) by thermophilic bacteria and archaea in deep subsurface petroleum reservoirs of Western Siberia[J]. Current Microbiology, 1999, 39(2): 99-102.

[15] 王则祥, 李航, 谢文銮, 等. 木质素基本结构、热解机理及特性研究进展[J]. 新能源进展, 2020, 8(1): 6-14.

[16] GALANI A, SIPKEMA D, SOUSA D Z. Hot prospects: harnessing thermophilic microbes for syngas fermentation[J]. Trends in Biotechnology, 2025, 43(11): 2803-2817.

[17] YAN X, LIU J, KANG W, et al. Pronounced methane cycling in northern lakes coincided with a rapid rise in atmospheric CH₄ during the last deglacial warming[J]. Science Advances, 2025, 11(29): eadt2561.

[18] SINGH N K, CHOUDHARY S. Bacterial and archaeal diversity in oil fields and reservoirs and their potential role in hydrocarbon recovery and bioprospecting[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2021, 28(42): 58819-58836.

[19] NOLL P, LILGE L, HAUSMANN R, et al. Modeling and exploiting microbial temperature response[J]. Processes, 2020, 8(1): 121.

[20] CORD-RUWISCH R, KLEINITZ W, WIDDEL F. Sulfate-reducing bacteria and their activities in oil production[J]. Journal of Petroleum Technology, 1987, 39(1): 97-106.

[21] HAN X, WANG F, ZHENG S, et al. Morphological, microstructural, and in situ chemical characteristics of siderite produced by iron-reducing bacteria[J]. Environmental Science & Technology, 2024, 58(25): 11016-11026.

[22] WANG X, WU M, MA S, et al. From cyanobacteria to kerogen: a model of organic carbon burial[J]. Precambrian Research, 2023, 390: 107035.

[23] YOUSSEF N, ELSHAHED M S, MCINERNEY M J. Microbial processes in oil fields: culprits, problems, and opportunities[J]. Advances in Applied Microbiology, 2009, 66: 141-251.

[24] NIU J, LIU Q, LV J, et al. Review on microbial enhanced oil recovery: mechanisms, modeling and field trials[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2020, 192: 107350.

[25] RASHEED M A, HASAN S Z, RAO P L S, et al. Application of geo-microbial prospecting method for finding oil and gas reservoirs[J]. Frontiers of Earth Science, 2015, 9(1): 40-50.

[26] GEETHA S J, BANAT I M, JOSHI S J. Biosurfactants: production and potential applications in microbial enhanced oil recovery (MEOR)[J]. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 2018, 14: 23-32.

[27] ZHANG Y, DEKAS A E, HAWKINS A J, et al. Microbial community composition in deep-subsurface reservoir fluids reveals natural interwell connectivity[J]. Water Resources Research, 2020, 56(2): e2019WR025916.

[28] ZHANG Y, DEKAS A E, HAWKINS A J, et al. Transportability of exogenous microbial community correlates with interwell connectivity in deep aquifers[J]. Water Research, 2025, 285: 124008.

[29] ZHONG M, LIU B, ZHANG L, et al. Experimental study on microbial induced calcium carbonate precipitation to enhance reservoir recovery[J]. Iranian Journal of Biotechnology, 2022, 20(1): e3024.

[30] WU J, WANG X B, WANG H F, et al. Microbially induced calcium carbonate precipitation driven by ureolysis to enhance oil recovery[J]. RSC Advances, 2017, 7(59): 37382-37391.

[31] OMARI A, WANG C, LI Y, et al. The progress of enhanced gas recovery (EGR) in shale gas reservoirs: a review of theory, experiments, and simulations[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2022, 213: 110461.

[32] LY N H, BADAWI M, NADAGOUDA M N, et al. Metal-organic frameworks avenues in microbial electrochemical systems as a sustainable approach to waste treatment and bioenergy generation[J]. Chemical Engineering Journal, 2025, 505: 158766.

[33] 汪品先. 地球系统科学向何处去?地球春秋之一[J]. 科学通报, 2025, 70: 5029-5045.

[34] 朱日祥, 张旺, 王华建, 等. 多圈层驱动的油气形成与富集理论[J]. 中国科学: 地球科学, 2025, 55(8): 2603-2620.

[35] BRADLEY J A. Microbial dormancy as an ecological and biogeochemical regulator on Earth[J]. Nature Communications, 2025, 16(1): 3909.

[36] FALKOWSKI P G, FENCHEL T, DELONG E F. The microbial engines that drive Earth’s biogeochemical cycles[J]. Science, 2008, 320(5879): 1034-1039.

[37] ZHANG Y, LIANG P, XIE X, et al. Succession of bacterial community structure and potential significance along a sediment core from Site U1433 of IODP Expedition 349, South China Sea[J]. Marine Geology, 2017, 394: 125-132.

[38] ALCOLOMBRI U, PIOLI R, STOCKER R, et al. Single-cell stable isotope probing in microbial ecology[J]. ISME Communications, 2022, 2(1): 55.

[39] 李金华, 潘永信. 透射电子显微镜在地球科学研究中的应用[J]. 中国科学: 地球科学, 2015, 45(9): 1359-1382.

[40] LI J, LI Q, ZHAO L, et al. Rapid screening of Zr-containing particles from Chang’e-5 lunar soil samples for isotope geochronology: technical roadmap for future study[J]. Geoscience Frontiers, 2022, 13(3): 101367.

[41] VASILE N S, SURIANO A, BELLINI R, et al. Biogeochemical modeling of high-pressure/high-temperature bioreactor systems for enhanced microbial risk assessment in underground hydrogen storage[J]. Society of Petroleum Engineers Journal, 2025, 30(3): 1396-1412.

[42] AITKEN C M, JONES D M, LARTER S R. Anaerobic hydrocarbon biodegradation in deep subsurface oil reservoirs[J]. Nature, 2004, 431(7006): 291-294.

[43] XIA S, SONG W. Controls on microbially induced carbonate precipitation in geologic porous media[J]. Science of the Total Environment, 2024, 957: 177647.

[44] CHARALAMPOUS G, FRAGKOU E, KALOGERAKIS N, et al. Diversity links to functionality: unraveling the impact of pressure disruption and culture medium on crude oil-enriched microbial communities from the deep Eastern Mediterranean Sea[J]. Marine Pollution Bulletin, 2024, 202: 116275.

[45] FOMINA M, SKOROCHOD I. Microbial interaction with clay minerals and its environmental and biotechnological implications[J]. Minerals, 2020, 10(10): 861.

[46] MESLÉ M, PÉRIOT C, DROMART G, et al. Methanogenic microbial community of the Eastern Paris Basin: potential for energy production from organic-rich shales[J]. International Journal of Coal Geology, 2015, 149: 67-76.

[47] 陶士振, 杨怡青, 张功成, 等. 跨圈层油气系统与石油地质学发展新方向[J]. 地学前缘, 2025, 32(5): 205-219.

[48] HEAD I M, JONES D M, LARTER S R. Biological activity in the deep subsurface and the origin of heavy oil[J]. Nature, 2003, 426(6964): 344-352.

[49] LOVLEY D R. Syntrophy goes electric: direct interspecies electron transfer[J]. Annual Review of Microbiology, 2017, 71: 643-664.

[50] TAKAI K, NAKAMURA K. Archaeal diversity and community development in deep-sea hydrothermal vents[J]. Current Opinion in Microbiology, 2011, 14(3): 282-291.

[51] DUPRAZ C, REID R P, BRAISSANT O, et al. Processes of carbonate precipitation in modern microbial mats[J]. Earth-Science Reviews, 2009, 96(3): 141-162.

[52] JIN Z, WANG X, WANG H, et al. Organic carbon cycling and black shale deposition: an Earth system science perspective[J]. National Science Review, 2023, 10(11): nwad243.

[53] BOETIUS A, RAVENSCHLAG K, SCHUBERT C J, et al. A marine microbial consortium apparently mediating anaerobic oxidation of methane[J]. Nature, 2000, 407(6804): 623-626.

[54] JORGENSEN B B, BOETIUS A. Feast and famine: microbial life in the deep-sea bed[J]. Nature Reviews Microbiology, 2007, 5(10): 770-781.

[55] LENGGER S K, RUSH D, MAYSER J P, et al. Dark carbon fixation in the Arabian Sea oxygen minimum zone contributes to sedimentary organic carbon (SOM)[J]. Global Biogeochemical Cycles, 2019, 33(12): 1715-1732.

[56] FANG X, WU L, GENG A, et al. Formation and evolution of the Ediacaran to Lower Cambrian black shales in the Yangtze Platform, South China[J]. Palaeogeography, Palaeoclimatology, Palaeoecology, 2019, 527: 87-102.

[57] FAKHRAEE M, CROCKFORD P W, BAUER K W, et al. The history of Earth’s sulfur cycle[J]. Nature Reviews Earth & Environment, 2025, 6(2): 106-125.

[58] TEGELAAR E W, DE LEEUW J W, DERENNE S, et al. A reappraisal of kerogen formation[J]. Geochimica et Cosmochimica Acta, 1989, 53(11): 3103-3106.

[59] WANG F, TIAN X, XU W, et al. Transformation and aging of organic matter during degradation and preservation in marine sediment of the northern South China Sea[J]. Chemical Geology, 2024, 646: 121902.

[60] JONES D M, HEAD I M, GRAY N D, et al. Crude-oil biodegradation via methanogenesis in subsurface petroleum reservoirs[J]. Nature, 2008, 451(7175): 176-180.

[61] XU J, JIANG J, WANG D, et al. Main controlling factors evolution on high-quality source rocks development in the Shanan Sag, Bohaibay Basin, NE China: implication from structure, depositional environment, and organic matter[J]. Journal of Asian Earth Sciences, 2024, 263: 106020.

[62] GREEN M S, FLANEGAN K C, GILCREASE P C. Characterization of a methanogenic consortium enriched from a coalbed methane well in the Powder River Basin, U.S.A[J]. International Journal of Coal Geology, 2008, 76(1/2): 34-45.

[63] MBADINGA S M, WANG L Y, ZHOU L, et al. Microbial communities involved in anaerobic degradation of alkanes[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2011, 65(1): 1-13.

[64] JIMÉNEZ N, MORRIS B E L, CAI M, et al. Evidence for in situ methanogenic oil degradation in the Dagang oil field[J]. Organic Geochemistry, 2012, 52: 44-54.

[65] VILCÁEZ J, YORK J, YOUSSEF N, et al. Stimulation of methanogenic crude oil biodegradation in depleted oil reservoirs[J]. Fuel, 2018, 232: 581-590.

[66] FLORES R M, RICE C A, STRICKER G D, et al. Methanogenic pathways of coal-bed gas in the Powder River Basin, United States: the geologic factor[J]. International Journal of Coal Geology, 2008, 76(1/2): 52-75.

[67] ORPHAN V J, TAYLOR L T, HAFENBRADL D, et al. Culture-dependent and culture-independent characterization of microbial assemblages associated with high-temperature petroleum reservoirs[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2000, 66(2): 700-711.

[68] 张水昌, 王华建, 王晓梅, 等. 中元古代海洋生物碳泵: 有机质来源、降解与富集[J]. 科学通报, 2022, 67(15): 1624-1643.

[69] DING X, QIAN L, JIANG W, et al. Review of bacterial sulfate reduction in lacustrine deposition and its identification in the Jimsar Sag, Junggar Basin[J]. Marine and Petroleum Geology, 2024, 163: 106801.

[70] VANKRANENDONK M, PHILIPPOT P, LEPOT K, et al. Geological setting of Earth’s oldest fossils in the ca. 3.5 Ga Dresser Formation, Pilbara Craton, Western Australia[J]. Precambrian Research, 2008, 167(1/2): 93-124.

[71] MILLIKEN K L, ZHANG T, CHEN J, et al. Mineral diagenetic control of expulsion efficiency in organic-rich mudrocks, Bakken Formation (Devonian-Mississippian), Williston Basin, North Dakota, USA[J]. Marine and Petroleum Geology, 2021, 127: 104869.

[72] WANG Q, HAO F, ZHOU S, et al. Oil cracking under closed-system pyrolysis: implications for deep oil occurrence and related source determination[J]. Marine and Petroleum Geology, 2024, 166: 106928.

[73] HU Y, BAO Y, MENG J, et al. Biomethane production efficiency and degradation mechanism of tar-rich coal in anaerobic digestion[J]. Fuel, 2024, 375: 132560.

[74] 张水昌, 梁狄刚, 黎茂稳, 等. 分子化石与塔里木盆地油源对比[J]. 科学通报, 2002, 47(增刊1): 16-23.

[75] XIAO H, AMIR Z, MOHD JUNAIDI M U. Development of microbial consortium and its influencing factors for enhanced oil recovery after polymer flooding: a review[J]. Processes, 2023, 11(10): 2853.

[76] WANG K, YAN W, DENG J, et al. Experimental study on H₂S and CO₂ generation capacities of the Bohai Bay heavy oil[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2018, 167: 241-248.

[77] BACHMANN R T, JOHNSON A C, EDYVEAN R G. Biotechnology in the petroleum industry: an overview[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2014, 86: 225-237.

[78] GU Z, ZHANG C, LU T, et al. Experimental analysis of the stimulation mechanism of CO₂-assisted steam flooding in ultra-heavy oil reservoirs and its significance in carbon sequestration[J]. Fuel, 2023, 345: 128188.

[79] KAPSE N, DAGAR S S, DHAKEPHALKAR P. Appropriate characterization of reservoir properties and investigation of their effect on microbial enhanced oil recovery through simulated laboratory studies[J]. Scientific Reports, 2024, 14(1): 15401.

[80] GNIESE C, BOMBACH P, RAKOCZY J, et al. Relevance of deep-subsurface microbiology for underground gas storage and geothermal energy production[J]. Geobiotechnology II: Energy Resources, Subsurface Technologies, Organic Pollutants and Mining Legal Principles, 2013: 95-121.

[81] GONCHAROV I V, OBLASOV N V. Regularities of changes in fluid composition and properties in Vankor field pools: from light to heavy oil[J]. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science, 2015, 24(1): 012039.

[82] AFTAB A, HASSANPOURYOUZBAND A, XIE Q, et al. Toward a fundamental understanding of geological hydrogen storage[J]. Industrial & Engineering Chemistry Research, 2022, 61(9): 3233-3253.

[83] PHILLIPS A J, CUNNINGHAM A B, GERLACH R, et al. Fracture sealing with microbially induced calcium carbonate precipitation: a field study[J]. Environmental Science & Technology, 2016, 50(7): 4111-4117.

[84] PANNEKENS M, KROLL L, MÜLLER H, et al. Oil reservoirs, an exceptional habitat for microorganisms[J]. New Biotechnology, 2019, 49: 1-9.

[85] LACZI K, BODOR A, KOVÁCS T, et al. Methanogenesis coupled hydrocarbon biodegradation enhanced by ferric and sulphate ions[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2024, 108(1): 449.

[86] ZHENG Y, KAPPLER A, XIAO Y, et al. Redox-active humics support interspecies syntrophy and shift microbial community[J]. Science China Technological Sciences, 2019, 62(10): 1695-1702.

[87] TAKAMIYA H, KOUDUKA M, SUZUKI Y. The deep rocky biosphere: new geomicrobiological insights and prospects[J]. Frontiers in Microbiology, 2021, 12: 785743.

[88] ZHANG Y, TONG M, ZHANG P, et al. Different scales of electron transfer processes in the subsurface[J]. Environmental and Biogeochemical Processes, 2025, 1: e002.

[89] SHI L, DONG H, REGUERA G, et al. Extracellular electron transfer mechanisms between microorganisms and minerals[J]. Nature Reviews Microbiology, 2016, 14(10): 651-662.

[90] WEGENER G, KRUKENBERG V, RIEDEL D, et al. Intercellular wiring enables electron transfer between methanotrophic archaea and bacteria[J]. Nature, 2015, 526(7574): 587-590.

[91] TAN Y, ADHIKARI R Y, MALVANKAR N S, et al. Expressing the Geobacter metallireducen PilA in Geobacter sulfurreducen yields pili with exceptional conductivity[J]. mBio, 2017, 8(1): e02203-16.

[92] WANG F, CHAN C H, SUCIU V, et al. Structure of Geobacter OmcZ filaments suggests extracellular cytochrome polymers evolved independently multiple times[J]. eLife, 2022, 11: e81551.

[93] CHAN C S, FAKRA S C, EMERSON D, et al. Lithotrophic iron-oxidizing bacteria produce organic stalks to control mineral growth: implications for biosignature formation[J]. The ISME Journal, 2011, 5(4): 717-727.

[94] MURPHY B S, HUIZENGA J M, BEDROSIAN P A. Graphite as an electrically conductive indicator of ancient crustal-scale fluid flow within mineral systems[J]. Earth and Planetary Science Letters, 2022, 594: 117700.

[95] MANTHILAKE G, BOLFAN-CASANOVA N, NOVELLA D, et al. Dehydration of chlorite explains anomalously high electrical conductivity in the mantle wedges[J]. Science Advances, 2016, 2(5): e1501631.

[96] MARSILI E, BARON D B, SHIKHARE I D, et al. Shewanella secretes flavins that mediate extracellular electron transfer[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008, 105(10): 3968-3973.

[97] INNOCENT C, MILLOT R, KLOPPMANN W. A multi-isotope baseline (O, H, C, S, Sr, B, Li, U) to assess leakage processes in the deep aquifers of the Paris Basin (France)[J]. Applied Geochemistry, 2021, 131: 105011.

[98] WANG J, YAO X, XU H, et al. Methane cycle in subsurface environment: a review of microbial processes[J]. Environmental Research, 2025, 265: 120404.

[99] DONG H, HUANG L, ZHAO L, et al. A critical review of mineral-microbe interaction and co-evolution: mechanisms and applications[J]. National Science Review, 2022, 9(10): nwac128.

[100] ELTARAHONY M, JESTRZEMSKI D, HASSAN M A. A comprehensive review of recent advancements in microbial-induced mineralization: biosynthesis and mechanism, with potential implementation in various environmental, engineering, and medical sectors[J]. Science of the Total Environment, 2025, 978: 179426.

[101] CARTER M S, TUTTLE M J, MANCINI J A, et al. Microbially induced calcium carbonate precipitation by Sporosarcina pasteurii: a case study in optimizing biological CaCO₃ precipitation[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2023, 89(8): e01794-22.

[102] LI W, LIU L, CHEN W, et al. Calcium carbonate precipitation and crystal morphology induced by microbial carbonic anhydrase and other biological factors[J]. Process Biochemistry, 2010, 45(6): 1017-1021.

[103] RICKARD D. Sedimentary pyrite framboid size-frequency distributions: a meta-analysis[J]. Palaeogeography, Palaeoclimatology, Palaeoecology, 2019, 522: 62-75.

[104] ZAVARZINA D G, KOCHETKOVA T V, CHISTYAKOVA N I, et al. Siderite-based anaerobic iron cycle driven by autotrophic thermophilic microbial consortium[J]. Scientific Reports, 2020, 10(1): 21661.

[105] HUANG Q, PI D H, JIANG S Y, et al. The dual role of microbes in the formation of the Malkantu manganese carbonate deposit, NW China: petrographic, geochemical, and experimental evidence[J]. Chemical Geology, 2022, 606: 120992.

[106] CUTHBERT M O, MCMILLAN L A, HANDLEY-SIDHU S, et al. A field and modeling study of fractured rock permeability reduction using microbially induced calcite precipitation[J]. Environmental Science & Technology, 2013, 47(23): 13637-13643.

[107] ENNING D, GARRELFS J. Corrosion of iron by sulfate-reducing bacteria: new views of an old problem[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2014, 80(4): 1226-1236.

[108] MALVANKAR N S, KING G M, LOVLEY D R. Centimeter-long electron transport in marine sediments via conductive minerals[J]. The ISME Journal, 2015, 9(2): 527-531.

[109] CUI K, SUN S, XIAO M, et al. Microbial mineralization of montmorillonite in low-permeability oil reservoirs for microbial enhanced oil recovery[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2018, 84(14): e00176-18.

[110] YANG X, LI Y, LI Y, et al. Microbially induced clay weathering: smectite-to-kaolinite transformation[J]. American Mineralogist, 2023, 108(10): 1940-1947.

[111] YAO S, JIN T, ZHANG L, et al. N/S element transformation modulating lithospheric microbial communities by single-species manipulation[J]. Microbiome, 2023, 11(1): 107.

[112] NI S, LV W, JI Z, et al. Progress of crude oil gasification technology assisted by microorganisms in reservoirs[J]. Microorganisms, 2024, 12(4): 702.

[113] WANG Y, KONSTANTINOU C, TANG S, et al. Applications of microbial-induced carbonate precipitation: a state-of-the-art review[J]. Biogeotechnics, 2023, 1(1): 100008.

[114] RAJ DEENA S, KUMAR G, VICKRAM A S, et al. Efficiency of various biofilm carriers and microbial interactions with substrate in moving bed-biofilm reactor for environmental wastewater treatment[J]. Bioresource Technology, 2022, 359: 127421.

[115] SAKTHIPRIYA N, KUMAR G, AGRAWAL A, et al. Impact of biosurfactants, surfactin, and rhamnolipid produced from Bacillus subtilis and Pseudomonas aeruginosa on the enhanced recovery of crude oil and its comparison with commercial surfactants[J]. Energy & Fuels, 2021, 35(12): 9883-9893.

[116] CHEN Z, LIN J, WANG W, et al. Insights into wettability alteration mechanisms of microbial enhanced oil recovery by different biosurfactants in sandstone oil reservoir[J]. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects, 2024, 691: 133889.

[117] LIN X, ZHENG X, LIU R, et al. Extracellular polymeric substances production by ZL-02 for microbial enhanced oil recovery[J]. Industrial & Engineering Chemistry Research, 2021, 60(2): 842-850.

[118] KIM J, DONG H, SEABAUGH J, et al. Role of microbes in the smectite-to-illite reaction[J]. Science, 2004, 303(5659): 830-832.

[119] HAQ B. The role of microbial products in green enhanced oil recovery: acetone and butanone[J]. Polymers, 2021, 13(12): 1946.

[120] WANG J, WANG C, BIAN L, et al. Structure, variation, and co-occurrence of archaeal communities associated with polymer- and ASP-flooded petroleum reservoir blocks[J]. Applied Ecology and Environmental Research, 2022, 20(5): 4565-4578.

[121] JIA Z H, CAO R Y, WANG B Y, et al. Effects of CH₄/CO₂ multi-component gas on components and properties of tight oil during CO₂ utilization and storage: physical experiment and composition numerical simulation[J]. Petroleum Science, 2023, 20(6): 3478-3487.

[122] SURI N, GASSARA F, STANISLAV P, et al. Microbially enhanced oil recovery by alkylbenzene-oxidizing nitrate-reducing bacteria[J]. Frontiers in Microbiology, 2019, 10: 1243.

[123] LIN X, ZHENG X, YU H, et al. Profile control and plugging ability of extracellular polymeric substances (EPS) produced by E. cloacae strain ZL-02 under Ba²⁺ in reservoir[J]. Fuel, 2024, 355: 129453.

[124] LIU Q, ZHANG B, WANG J, et al. Microbially mediated rock fine fracture mineralization sealing: evolution of flow channels and the resulting transmissivity reduction[J]. Engineering Geology, 2024, 334: 107525.

[125] VOORDOUW G. Production-related petroleum microbiology: progress and prospects[J]. Current Opinion in Biotechnology, 2011, 22(3): 401-405.

[126] LIU Y F, GALZERANI D D, MBADINGA S M, et al. Metabolic capability and in situ activity of microorganisms in an oil reservoir[J]. Microbiome, 2018, 6(1): 5.

[127] RIDLEY C M, VOORDOUW G. Aerobic microbial taxa dominate deep subsurface cores from the Alberta oil sands[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2018, 94(6): fiy073.

[128] OZUOLMEZ D, NA H, LEVER M A, et al. Methanogenic archaea and sulfate reducing bacteria co-cultured on acetate: teamwork or coexistence?[J]. Frontiers in Microbiology, 2015, 6: 492.

[129] SENGUPTA K, PAL S. A review on microbial diversity and genetic markers involved in methanogenic degradation of hydrocarbons: futuristic prospects of biofuel recovery from contaminated regions[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2021, 28(30): 40288-40307.

[130] YANG Y, ZHANG Z W, LIU R X, et al. Research progress in bioremediation of petroleum pollution[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2021, 28(34): 46877-46893.

[131] LI J, XUE S, HE C, et al. Effect of exogenous inoculants on enhancing oil recovery and indigenous bacterial community dynamics in long-term field pilot of low permeability reservoir[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2018, 34: 53.

[132] DALY R A, BORTON M A, WILKINS M J, et al. Microbial metabolisms in a 2.5-km-deep ecosystem created by hydraulic fracturing in shales[J]. Nature Microbiology, 2016, 1: 16146.

[133] QI G, LI G, LIU Y, et al. Dynamic changes in microbial communities in oil reservoirs under a long-term bio-chemical flooding operation[J]. Microorganisms, 2025, 13(10): 2246.

[134] SHAHI A, AYDIN S, INCE B, et al. Evaluation of microbial population and functional genes during the bioremediation of petroleum-contaminated soil as an effective monitoring approach[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2016, 125: 153-160.

[135] KOBAYASHI H, NAGASHIMA A, KOUYAMA M, et al. High-pressure thermophilic electromethanogenic system producing methane at 5 MPa, 55 ℃[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2017, 124(3): 327-332.

[136] SANCHEZ-CORONA C G, GONZALEZ-AVILA L U, HERNANDEZ-CORTEZ C, et al. Impact of heavy metal and resistance genes on antimicrobial resistance: ecological and public health implications[J]. Genes, 2025, 16(6): 625.

[137] ZHAO J Y, HU B, DOLFING J, et al. Thermodynamically favorable reactions shape the archaeal community affecting bacterial community assembly in oil reservoirs[J]. Science of the Total Environment, 2021, 781: 146506.

[138] ZHOU L, WU J, JI J H, et al. Characteristics of microbiota, core sulfate-reducing taxa and corrosion rates in production water from five petroleum reservoirs in China[J]. Science of the Total Environment, 2023, 858(Pt 3): 159861.

[139] RABUS R, BOLL M, HEIDER J, et al. Anaerobic microbial degradation of hydrocarbons: from enzymatic reactions to the environment[J]. Journal of Molecular Microbiology and Biotechnology, 2016, 26(1/2/3): 5-28.

[140] XU D, LI Y, SONG F, et al. Laboratory investigation of microbiologically influenced corrosion of C1018 carbon steel by nitrate reducing bacterium Bacillus licheniformis[J]. Corrosion Science, 2013, 77: 385-390.

[141] STAMS A J M, PLUGGE C M. Electron transfer in syntrophic communities of anaerobic bacteria and archaea[J]. Nature Reviews Microbiology, 2009, 7(8): 568-577.

[142] KHELIFI N, GROSSI V, HAMDI M, et al. Anaerobic oxidation of fatty acids and alkenes by the hyperthermophilic sulfate-reducing Archaeon Archaeoglobus fulgidus[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2010, 76(9): 3057-3060.

[143] ZHANG C J, ZHOU Z, CHA G, et al. Anaerobic hydrocarbon biodegradation by alkylotrophic methanogens in deep oil reservoirs[J]. The ISME Journal, 2024, 18(1): wrae152.

[144] OREMLAND R S, POLCIN S. Methanogenesis and sulfate reduction: competitive and noncompetitive substrates in estuarine sediments[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1982, 44(6): 1270-1276.

[145] ZHOU Z, ZHANG C J, LIU P F, et al. Non-syntrophic methanogenic hydrocarbon degradation by an archaeal species[J]. Nature, 2022, 601(7892): 257-262.

[146] LOVLEY D R, HOLMES D E. Electromicrobiology: the ecophysiology of phylogenetically diverse electroactive microorganisms[J]. Nature Reviews Microbiology, 2022, 20(1): 5-19.

[147] CAI M, NIE Y, CHI C Q, et al. Crude oil as a microbial seed bank with unexpected functional potentials[J]. Scientific Reports, 2015, 5: 16057.

[148] JOUSSET A, BIENHOLD C, CHATZINOTAS A, et al. Where less may be more: how the rare biosphere pulls ecosystems strings[J]. The ISME Journal, 2017, 11(4): 853-862.

[149] WANG B, DENG S, SU S, et al. Microbial characteristics and potential mechanisms of souring control for a hypersaline oil reservoir[J]. Petroleum Science and Technology, 2024, 42(25): 4644-4659.

[150] HE Q P, LIU Y F, WANG B W, et al. Enrichment and cultivation of thermophilic Bathyarchaeia from oil reservoirs via systematic cultivation profiling[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2026, 208: 106270.

[151] HANSEN M, PERNER M. A novel hydrogen oxidizer amidst the sulfur-oxidizing Thiomicrospira lineage[J]. The ISME Journal, 2015, 9(3): 696-707.

[152] SEITZ K W, DOMBROWSKI N, EME L, et al. Asgard archaea capable of anaerobic hydrocarbon cycling[J]. Nature Communications, 2019, 10(1): 1822.

[153] FUHRMAN J A. Microbial community structure and its functional implications[J]. Nature, 2009, 459(7244): 193-199.

[154] JIAO J Y, MA S C, SALAM N, et al. Cultivation of novel Atribacterota from oil well provides new insight into their diversity, ecology, and evolution in anoxic, carbon-rich environments[J]. Microbiome, 2024, 12(1): 123.

[155] MAGNABOSCO C, LIN L H, DONG H, et al. The biomass and biodiversity of the continental subsurface[J]. Nature Geoscience, 2018, 11(10): 707-717.

[156] REKADWAD B N, LI W J, GONZALEZ J M, et al. Extremophiles: the species that evolve and survive under hostile conditions[J]. 3 Biotech, 2023, 13(9): 316.

[157] OREN A. Microbial life at high salt concentrations: phylogenetic and metabolic diversity[J]. Saline Systems, 2008, 4: 2.

[158] HEAD I M, JONES D M, RÖLING W F M. Marine microorganisms make a meal of oil[J]. Nature Reviews Microbiology, 2006, 4(3): 173-182.

[159] ROTARU A E, SHRESTHA P M, LIU F, et al. Direct interspecies electron transfer between Geobacter metallireducens and Methanosarcina barkeri[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2014, 80(15): 4599-4605.

[160] LOVLEY D R, GIOVANNONI S J, WHITE D C, et al. Geobacter metallireducens gen. nov. sp. nov., a microorganism capable of coupling the complete oxidation of organic compounds to the reduction of iron and other metals[J]. Archives of Microbiology, 1993, 159(4): 336-344.

[161] KHELIFI N, AMIN ALI O, ROCHE P, et al. Anaerobic oxidation of long-chain n-alkanes by the hyperthermophilic sulfate-reducing Archaeon, Archaeoglobus fulgidus[J]. The ISME Journal, 2014, 8(11): 2153-2166.

[162] GUO X, ZHANG J, HAN L, et al. Structure and mechanism of the alkane-oxidizing enzyme AlkB[J]. Nature Communications, 2023, 14(1): 2180.

[163] FREDRICKSON J K, BALKWILL D L. Geomicrobial processes and biodiversity in the deep terrestrial subsurface[J]. Geomicrobiology Journal, 2006, 23(6): 345-356.

[164] HAO L, CHI C, LUO N, et al. Application of “oil-phase” microbes to enhance oil recovery in extra heavy oil reservoir with high water-cut: a proof-of-concept study[J]. Petroleum Science and Technology, 2022, 41(6): 635-649.

[165] SARAFZADEH P, NIAZI A, OBOODI V, et al. Investigating the efficiency of MEOR processes using Enterobacter cloacae and Bacillus stearothermophilus SUCPM#14 (biosurfactant-producing strains) in carbonated reservoirs[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2014, 113: 46-53.

[166] YUNITA HALIM A, MARIE NIELSEN S, ELIASSON LANTZ A, et al. Investigation of spore-forming bacterial flooding for enhanced oil recovery in a North Sea chalk reservoir[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2015, 133: 444-454.

[167] SONG C, ELSWORTH D. Microbially induced calcium carbonate plugging for enhanced oil recovery[J]. Geofluids, 2020, 2020: 1-10.

[168] LIU Y, WAN Y Y, WANG C, et al. Biodegradation of n-alkanes in crude oil by three identified bacterial strains[J]. Fuel, 2020, 275: 117897.

[169] SY/T 7471-2020 近地表油气指示微生物检测方法[S].

[170] WU X Y, XU X M, WU C F, et al. Responses of microbial communities to light-hydrocarbon microseepage and novel indicators for microbial prospecting of oil/gas in the Beihanzhuang Oilfield, Northern Jiangsu, China[J]. Geomicrobiology Journal, 2014, 31(8): 697-707.

[171] XU K, TANG Y, REN C, et al. Diversity and abundance of n-alkane-degrading bacteria in the near-surface soils of a Chinese onshore oil and gas field[J]. Biogeosciences, 2013, 10(3): 2041-2048.

[172] XU K, YAN Z, TAO C, et al. A novel bioprospecting strategy via 13C-based high-throughput probing of active methylotrophs inhabiting oil reservoir surface soil[J]. Science of the Total Environment, 2024, 924: 171686.

[173] LI J, LIU P, MENGUY N, et al. Identification of sulfate-reducing magnetotactic bacteria via a group-specific 16S rDNA primer and correlative fluorescence and electron microscopy: strategy for culture-independent study[J]. Environmental Microbiology, 2022, 24(11): 5019-5038.

[174] GRUNER A, JARLING R, VIETH-HILLEBRAND A, et al. Tracing microbial hydrocarbon transformation processes in a high temperature petroleum reservoir using signature metabolites[J]. Organic Geochemistry, 2017, 108: 82-93.

[175] ZHANG Y, HORNE R N, HAWKINS A J, et al. Geological activity shapes the microbiome in deep-subsurface aquifers by advection[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2022, 119(25): e2113985119.

[176] GITTINS D A, BHATNAGAR S, HUBERT C R J. Environmental selection and biogeography shape the microbiome of subsurface petroleum reservoirs[J]. mSystems, 2023, 8(2): e00884-22.

[177] XU K, TAO C, GU L, et al. Identifying active rather than total methanotrophs inhabiting surface soil is essential for the microbial prospection of gas reservoirs[J]. Microorganisms, 2024, 12(2): 372.

[178] ZHANG Y, DEKAS A E, HAWKINS A J, et al. Comparison of microbial profiling and tracer testing for the characterization of injector-producer interwell connectivities[J]. Water, 2022, 14(18): 2921.

[179] MERINO N, JACKSON T R, CAMPBELL J H, et al. Subsurface microbial communities as a tool for characterizing regional-scale groundwater flow[J]. Science of the Total Environment, 2022, 842: 156768.

[180] SCHLECHT M, SAWADOGO J, SADEGHI S, et al. Improved stacked Permian development by integrating DNA diagnostics with traditional reservoir analysis[C]// Proceedings of the SPE Annual Technical Conference and Exhibition. Virtual: Society of Petroleum Engineers, 2020: SPE-201656-MS.

[181] ZHANG Y, HUANG T. DNA-based tracers for the characterization of hydrogeological systems-recent advances and new frontiers[J]. Water, 2022, 14(21): 3545.

[182] ZHU W, ZHAO J, HAN H, et al. High-pressure microscopic investigation on the oil recovery mechanism by in situ biogases in petroleum reservoirs[J]. Energy & Fuels, 2015, 29(12): 7866-7874.

[183] MOGHADAM S, AMANI H, NAJAFPOUR G, et al. Design of an eco-friendly model for the formation of Winsor III (ultralow IFT) through smart injection of biosurfactants in oil reservoirs[J]. Energy & Fuels, 2024, 38(6): 5237-5247.

[184] SARAFZADEH P, HEZAVE A Z, RAVANBAKHSH M, et al. Enterobacter cloacae as biosurfactant-producing bacterium: differentiating its effects on interfacial tension and wettability alteration mechanisms for oil recovery during MEOR process[J]. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 2013, 105: 223-229.

[185] ZHANG J H, XUE Q H, GAO H, et al. Degradation of crude oil by fungal enzyme preparations from Aspergillus spp. for potential use in enhanced oil recovery[J]. Journal of Chemical Technology & Biotechnology, 2015, 91(4): 865-875.

[186] LAPPAN R E, FOGLER H S. Effect of bacterial polysaccharide production on formation damage[J]. SPE Production Engineering, 1992, 7(2): 167-171.

[187] KHRAMCHENKOV E, KHRAMCHENKOV M. Numerical model of two-phase flow in dissolvable porous media and simulation of reservoir acidizing[J]. Natural Resources Research, 2018, 27(4): 531-537.

[188] KE C Y, LU G M, LI Y B, et al. A pilot study on large-scale microbial enhanced oil recovery (MEOR) in Baolige Oilfield[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2018, 127: 247-253.

[189] JEONG M S, LEE Y W, LEE H S, et al. Simulation-based optimization of microbial enhanced oil recovery with a model integrating temperature, pressure, and salinity effects[J]. Energies, 2021, 14(4): 1131.

[190] LE J, WU X, WANG R, et al. Progress in pilot testing of microbial-enhanced oil recovery in the Daqing oilfield of North China[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2015, 97: 188-194.

[191] 林军章, 汪卫东, 胡婧, 等. 胜利油田微生物采油技术研究与应用进展[J]. 油气地质与采收率, 2021, 28(2): 18-26.

[192] LI C F, LI Y, LI X M, et al. The application of microbial enhanced oil recovery technology in Shengli Oilfield[J]. Petroleum Science and Technology, 2015, 33(5): 556-560.

[193] DU C A, SONG Y, YAO Z, et al. Developments in in-situ microbial enhanced oil recovery in Shengli oilfield[J]. Energy Sources, Part A: Recovery, Utilization, and Environmental Effects, 2019, 44(1): 1977-1987.

[194] DAVEY M E, GEVERTZ D, WOOD W A, et al. Microbial selective plugging of sandstone through stimulation of indigenous bacteria in a hypersaline oil reservoir[J]. Geomicrobiology Journal, 1998, 15(4): 335-352.

[195] ALMEIDA P F D, MOREIRA R, ALMEIDA R C D C, et al. Selection and application of microorganisms to improve oil recovery[J]. Engineering in Life Sciences, 2004, 4(4): 319-325.

[196] LIU J, MA L, MU B, et al. The field pilot of microbial enhanced oil recovery in a high temperature petroleum reservoir[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2005, 48(3/4): 265-271.

[197] ARIADJI T, ASTUTI D I, PRIHARTO N, et al. Field implementation of nutrient huff and puff in Bentayan Field, South Sumatera: towards a low-cost EOR[C]// Proceedings of the SPE/IATMI Asia Pacific Oil & Gas Conference and Exhibition. Bali: Society of Petroleum Engineers, 2019: SPE-196536-MS.

[198] WU B, XIU J, YU L, et al. Research advances of microbial enhanced oil recovery[J]. Heliyon, 2022, 8(11): e11424.

[199] CUNNINGHAM A B, CHARACKLIS W G, ABEDEEN F, et al. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics[J]. Environmental Science & Technology, 1991, 25: 1305-1311.

[200] KWON T H, AJO-FRANKLIN J B. High-frequency seismic response during permeability reduction due to biopolymer clogging in unconsolidated porous media[J]. Geophysics, 2013, 78(6): EN117-EN127.

[201] 倪军, 王维波, 王成俊, 等. 低渗透油田微生物堵剂的多尺度封堵性能[J]. 油田化学, 2024, 41(3): 431-437.

[202] CHEN X, SUN P, LI L, et al. Sustainable enhancing oil recovery in different reservoirs via reservoir adaptability and multifunction of Bacillus velezensis[J]. Fuel, 2025, 388: 134488.

[203] XUE S, ZHAO Y, ZHOU C, et al. Improving oil recovery of the heterogeneous low permeability reservoirs by combination of polymer hydrolysis polyacrylamide and two highly biosurfactant-producing bacteria[J]. Sustainability, 2022, 14(1): 423.

[204] GAO P, LI G, LE J, et al. Succession of microbial communities and changes of incremental oil in a post-polymer flooded reservoir with nutrient stimulation[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2018, 102(4): 2007-2017.

[205] RELLEGADLA S, PRAJAPAT G, JAIN S, et al. Microbial communities succession post to polymer flood demonstrate a role in enhanced oil recovery[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2023, 107(17): 5531-5544.

[206] KE C Y, SUN W J, LI Y B, et al. Polymer-assisted microbial-enhanced oil recovery[J]. Energy & Fuels, 2018, 32(5): 5885-5892.

[207] XIA S, DAVLETSHIN A, SONG W. Enhanced oil recovery through microbially induced calcium carbonate precipitation[J]. Energy & Fuels, 2023, 37(19): 14666-14673.

[208] JEONG M S, CHO J, LEE K S. Systematic modelling incorporating temperature, pressure, and salinity effects on in-situ microbial selective plugging for enhanced oil recovery in a multi-layered system[J]. Biochemical Engineering Journal, 2022, 177: 108260.

[209] THAUER R K, KASTER A K, SEEDORF H, et al. Methanogenic archaea: ecologically relevant differences in energy conservation[J]. Nature Reviews Microbiology, 2008, 6(8): 579-591.

[210] PHILLIPS A J, LAUCHNOR E, ELDRING J J, et al. Potential CO₂ leakage reduction through biofilm-induced calcium carbonate precipitation[J]. Environmental Science & Technology, 2013, 47(1): 142-149.

[211] SONG Z, WU C, LI Z, et al. Fracture sealing based on microbially induced carbonate precipitation and its engineering applications: a review[J]. Biogeotechnics, 2024, 2(4): 100100.

[212] KIRKLAND C M, THANE A, HIEBERT R, et al. Addressing wellbore integrity and thief zone permeability using microbially-induced calcium carbonate precipitation (MICP): a field demonstration[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2020, 190: 107060.

[213] KADRI T, MAGDOULI S, ROUISSI T, et al. Ex-situ biodegradation of petroleum hydrocarbons using Alcanivorax borkumensis enzymes[J]. Biochemical Engineering Journal, 2018, 132: 279-287.

[214] CHANDANKERE R, YAO J, CHOI M M F, et al. An efficient biosurfactant-producing and crude-oil emulsifying bacterium Bacillus methylotrophicus USTBa isolated from petroleum reservoir[J]. Biochemical Engineering Journal, 2013, 74: 46-53.

[215] ATAKPA E O, ZHOU H, JIANG L, et al. Co-culture of Acinetobacter sp. and Scedosporium sp. immobilized beads for optimized biosurfactant production and degradation of crude oil[J]. Environmental Pollution, 2023, 335: 122365.

[216] ZHAO L, ZHANG C, BAO M, et al. Effects of different electron acceptors on the methanogenesis of hydrolyzed polyacrylamide biodegradation in anaerobic activated sludge systems[J]. Bioresource Technology, 2018, 247: 759-768.

[217] YU Y, LI Y, SUN B, et al. Characterization and degradation mechanism of a newly isolated hydrolyzed polyacrylamide-degrading bacterium Alcaligenes faecalis EPDB-5 from the oilfield sludge[J]. Environmental Pollution, 2024, 363(Pt 1): 125124.

[218] PEREZ R M, CABRERA G, GOMEZ J M, et al. Combined strategy for the precipitation of heavy metals and biodegradation of petroleum in industrial wastewaters[J]. Journal of Hazardous Materials, 2010, 182(1/2/3): 896-902.

[219] MUKHERJEE A K, BORDOLOI N K. Bioremediation and reclamation of soil contaminated with petroleum oil hydrocarbons by exogenously seeded bacterial consortium: a pilot-scale study[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2011, 18(3): 471-478.

[220] LIU W, LUO Y, TENG Y, et al. Phytoremediation of oilfield sludge after prepared bed bioremediation treatment[J]. International Journal of Phytoremediation, 2010, 12(3): 268-278.

[221] POI G, SHAHSAVARI E, ABURTO-MEDINA A, et al. Large-scale treatment of total petroleum-hydrocarbon contaminated groundwater using bioaugmentation[J]. Journal of Environmental Management, 2018, 214: 157-163.

[222] ASTARITA E. Assessing the diversity of microbial assemblages and their bioremediation potential of chronically contaminated marine sediments[D]. Ancona: Università Politecnica delle Marche, 2022.

[223] KHADER E H, MOHAMMED T J, ADNAN S W. Reduction of oil and COD from produced water by activated carbon, zeolite, and mixed adsorbents in a fixed-bed column[J]. Desalination and Water Treatment, 2021, 227: 216-227.

[224] LIAO X, WU Z, LI Y, et al. Enhanced degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by indigenous microbes combined with chemical oxidation[J]. Chemosphere, 2018, 213: 551-558.

[225] BARUAH R, KALITA D J, SAIKIA B K, et al. Native hydrocarbonoclastic bacteria and hydrocarbon mineralization processes[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2016, 112: 18-30.

[226] BUSHNELL L, HAAS H. The utilization of certain hydrocarbons by microorganisms[J]. Journal of Bacteriology, 1941, 41(5): 653-673.

[227] BECKMANN J W. Action of bacteria on mineral oil[J]. Industrial and Engineering Chemistry News Edition, 1926, 4(21): 23-26.

[228] ZOBELL C E. Bacteriological process for treatment of fluid-bearing earth formations: US Patent 2413278[P]. 1946-12-24.

[229] BRITTON L N. Microbial degradation of aliphatic hydrocarbons[M]//GIBSON D T. Microbial degradation of organic compounds. New York: Marcel Dekker, 1984: 89-129.

[230] BOLL M, FUCHS G, HEIDER J. Anaerobic oxidation of aromatic compounds and hydrocarbons[J]. Current Opinion in Chemical Biology, 2002, 6(5): 604-611.

[231] LOPEZ-FERNANDEZ M, SIMONE D, WU X, et al. Metatranscriptomes reveal that all three domains of life are active but are dominated by bacteria in the Fennoscandian crystalline granitic continental deep biosphere[J]. mBio, 2018, 9(6): e01792-18.

[232] BORKOWSKI A, ZDANOWSKI P, DZIAŁAK P, et al. Deep biosphere in the Main Dolomite (Upper Permian) hydrocarbon reservoir[J]. Acta Geologica Polonica, 2024, 74(4): e32.

[233] HORSFIELD B, SCHENK H, ZINK K, et al. Living microbial ecosystems within the active zone of catagenesis: implications for feeding the deep biosphere[J]. Earth and Planetary Science Letters, 2006, 246(1/2): 55-69.

[234] YU T, FU L, WANG Y, et al. Thermophilic Hadarchaeota grow on long-chain alkanes in syntrophy with methanogens[J]. Nature Communications, 2024, 15(1): 6560.

[235] D’HONDT S, POCKALNY R, FULFER V M, et al. Subseafloor life and its biogeochemical impacts[J]. Nature Communications, 2019, 10(1): 3519.

[236] MORAN J J, WHITMORE L M, JAY Z J, et al. Dual stable isotopes of CH₄ from Yellowstone hot springs suggest hydrothermal processes involving magmatic CO₂[J]. Journal of Volcanology and Geothermal Research, 2017, 341: 187-192.

[237] LALK E, SEEWALD J S, BRYNDZIA L T, et al. Kilometer-scale Δ¹³CH₃D profiles distinguish end-member mixing from methane production in deep marine sediments[J]. Organic Geochemistry, 2023, 181: 104630.

[238] KRÜGER M, DOPFFEL N, SITTE J, et al. Sampling for MEOR: comparison of surface and subsurface sampling and its impact on field applications[J]. Journal of Petroleum Science and Engineering, 2016, 146: 1192-1201.

[239] ZHANG X, XUE W, WANG G, et al. Biogeochemical coupling of C/Fe in oil-polluted wetlands associated with iron reduction[J]. Communications Earth & Environment, 2025, 6(1): 77.

[240] ALAM M, MAKOON-SINGH S, EMBLETON J, et al. Interpretation of geologic facies in seismic volume using key rock elastic properties and high-definition facies templates[J]. Interpretation, 2017, 5(2): SE11-SE27.

[241] SABOONIHA E, ROKHFOROUZ M-R, AYATOLLAHI S. Pore-scale investigation of selective plugging mechanism in immiscible two-phase flow using phase-field method[J]. Oil & Gas Science and Technology-Revue d’IFP Energies Nouvelles, 2019, 74: 78.

[242] REZAEI Z, MOGHIMI H. Fungal-bacterial consortia: a promising strategy for the removal of petroleum hydrocarbons[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2024, 280: 116543.

[243] TENG Y, CHEN W. Soil microbiomes-a promising strategy for contaminated soil remediation: a review[J]. Pedosphere, 2019, 29(3): 283-297.

[244] 董海良. 深地生物圈的最新研究进展以及发展趋势[J]. 科学通报, 2018, 63(36): 3885-3901.

[245] 徐义刚, 黄小龙, 王强, 等. 地球宜居性的深部驱动机制[J]. 科学通报, 2024, 69(2): 169-183.

[246] SUN Z, CHEN J, JIA W, et al. Geochemical characteristics of light hydrocarbons generated in thermochemical sulfate reduction: results from three series of simulation experiments[J]. Marine and Petroleum Geology, 2025, 177: 107388.

[247] WANG X, HE K, YANG C, et al. Formation mechanism of deep natural hydrogen in the Sichuan Basin[J]. Science China Earth Sciences, 2025, 68(2): 581-597.

[248] ZHANG S, WANG H, WANG X, et al. Mesoproterozoic marine biological carbon pump: source, degradation, and enrichment of organic matter[J]. Chinese Science Bulletin, 2022, 67(15): 1624-1643.

[249] BAGNOUD A, DE BRUIJN I, ANDERSSON A F, et al. A minimalistic microbial food web in an excavated deep subsurface clay rock[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2016, 92(1): fiv138.

[250] 王先彬, 欧阳自远, 卓胜广, 等. 蛇纹石化作用、非生物成因有机化合物与深部生命[J]. 中国科学: 地球科学, 2014, 44(6): 1096-1106.

[251] 中国科学院“深部地下生物圈”项目组. 深部地下生物圈[M]. 北京: 科学出版社, 2020.

[252] WILKINS M J, DALY R A, MOUSER P J, et al. Trends and future challenges in sampling the deep terrestrial biosphere[J]. Frontiers in Microbiology, 2014, 5: 481.

[253] LIU J, YOUNG E D, PELLERIN A, et al. Clumped isotopes of methane trace bioenergetics in the environment[J]. Science Advances, 2025, 11(26): eadu1401.

[254] STEEFEL C I, APPELO C A J, ARORA B, et al. Reactive transport codes for subsurface environmental simulation[J]. Computational Geosciences, 2015, 19(3): 445-478.

[255] ANANTHARAMAN K, BROWN C T, HUG L A, et al. Thousands of microbial genomes shed light on interconnected biogeochemical processes in an aquifer system[J]. Nature Communications, 2016, 7: 13219.

[256] HIDALGO K J, SIERRA-GARCIA I N, DELLAGNEZZE B M, et al. Metagenomic insights into the mechanisms for biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons in the oil supply chain[J]. Frontiers in Microbiology, 2020, 11: 561506.

[257] KARNIADAKIS G E, KEVREKIDIS I G, LU L, et al. Physics-informed machine learning[J]. Nature Reviews Physics, 2021, 3(6): 422-440.

[258] ANSAH E O, VO THANH H, SUGAI Y, et al. Microbe-induced fluid viscosity variation: field-scale simulation, sensitivity and geological uncertainty[J]. Journal of Petroleum Exploration and Production Technology, 2020, 10(5): 1983-2003.

[259] 朱日祥, 侯增谦, 郭正堂, 等. 宜居地球的过去、 现在与未来: 地球科学发展战略概要[J]. 科学通报, 2021, 66(35): 4485-4490.

[260] TAKAI K, NAKAMURA K, TOKI T, et al. Cell proliferation at 122 ℃ and isotopically heavy CH₄ production by a hyperthermophilic methanogen under high-pressure cultivation[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008, 105(31): 10949-10954.

[261] KASHEFI K, LOVLEY D R. Extending the upper temperature limit for life[J]. Science, 2003, 301(5635): 934.

[262] MOSER D P, GIHRING T M, BROCKMAN F J, et al. Desulfotomaculum and Methanobacterium spp. dominate a 4- to 5-kilometer-deep fault[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(12): 8773-8783.

[263] PURKAMO L, KIETÄVÄINEN R, NUPPUNEN-PUPUTTI M, et al. Ultradeep microbial communities at 4.4 km within crystalline bedrock: implications for habitability in a planetary context[J]. Life, 2020, 10(1): 2.

[264] INAGAKI F, HINRICHS K U, KUBO Y, et al. Exploring deep microbial life in coal-bearing sediment down to -2.5 km below the ocean floor[J]. Science, 2015, 349(6246): 420-424.

[265] LI J, MARA P, SCHUBOTZ F, et al. Recycling and metabolic flexibility dictate life in the lower oceanic crust[J]. Nature, 2020, 579(7798): 250-255.

[266] GUSTAFSSON J, DRAKE H. Biosignatures of an ancient bedrock- and impact structure-hosted deep biosphere: current knowledge and future perspectives[J]. Discover Geoscience, 2025, 3(1): 68.

[267] O’SULLIVAN L A, ROUSSEL E G, WEIGHTMAN A J, et al. Survival of Desulfotomaculum spores from estuarine sediments after serial autoclaving and high-temperature exposure[J]. The ISME Journal, 2015, 9(4): 922-933.

[268] WILTSCHI B, CERNAVA T, DENNIG A, et al. Enzymes revolutionize the bioproduction of value-added compounds: from enzyme discovery to special applications[J]. Biotechnology Advances, 2020, 40: 107520.

[269] BEAL E J, HOUSE C H, ORPHAN V J. Manganese- and iron-dependent marine methane oxidation[J]. Science, 2009, 325(5937): 184-187.

[270] BLAIR C C, D’HONDT S, SPIVACK A J, et al. Radiolytic hydrogen and microbial respiration in subsurface sediments[J]. Astrobiology, 2007, 7(6): 951-970.

[271] PURWASENA I A, AMANIYAH M, ASTUTI D I, et al. Production, characterization, and application of Pseudoxanthomonas taiwanensis biosurfactant: a green chemical for microbial enhanced oil recovery (MEOR)[J]. Scientific Reports, 2024, 14(1): 10270.

[272] LIM L W K. CRISPR-Cas applications in extremophiles: thermophiles, psychrophiles, halophiles, acidophiles, alkaliphiles, piezophiles, xerophiles, radiophiles and metallophiles[J]. Total Environment Microbiology, 2025, 3: 100029.

[273] DUNDAS C M, WALKER D J, KEITZ B K. Tuning extracellular electron transfer by Shewanella oneidensis using transcriptional logic gates[J]. ACS Synthetic Biology, 2020, 9(9): 2301-2315.

[274] HOFFMANN S A, DIGGANS J, DENSMORE D, et al. Safety by design: biosafety and biosecurity in the age of synthetic genomics[J]. iScience, 2023, 26(3): 106165.

[275] CAMERON D E, BASHOR C J, COLLINS J J. A brief history of synthetic biology[J]. Nature Reviews Microbiology, 2014, 12(5): 381-390.

[276] NIELSEN J, KEASLING J D. Engineering cellular metabolism[J]. Cell, 2016, 164(6): 1185-1197.

[277] CHUNYAN X, QARIA M A, QI X, et al. The role of microorganisms in petroleum degradation: current development and prospects[J]. Science of the Total Environment, 2023, 865: 161112.

[278] COIMBRA A A, PRAKASH S, JIMÉNEZ J I, et al. Establishing Halomonas as a chassis for industrial biotechnology: advances in synthetic biology tool development and metabolic engineering strategies[J]. Microbial Cell Factories, 2025, 24(1): 133.

[279] MILLGAARD M, ESCHER B, POGREBNYAKOV I, et al. The engineering toolbox of Parageobacillus thermoglucosidasius[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2025, 109(1): 1-14.

[280] ZHU P, SOMVANSHI T, BAO J, et al. CRISPR/Cas12a toolbox for genome editing in Methanosarcina acetivorans[J]. Frontiers in Microbiology, 2023, 14: 1235616.

[281] BAKER I R, CONLEY B E, GRALNICK J A, et al. Evidence for horizontal and vertical transmission of Mtr-mediated extracellular electron transfer among the bacteria[J]. mBio, 2022, 13(1): e02904-21.

[282] LOU C, STANTON B, CHEN Y J, et al. Ribozyme-based insulator parts buffer synthetic circuits from genetic context[J]. Nature Biotechnology, 2012, 30(11): 1137-1142.

[283] CHAN C T, LEE J W, CAMERON D E, et al. ‘Deadman’ and ‘Passcode’ microbial kill switches for bacterial containment[J]. Nature Chemical Biology, 2016, 12(2): 82-86.

[284] KOUBA P, KOHOUT P, HADDADI F, et al. Machine learning-guided protein engineering[J]. ACS Catalysis, 2023, 13(21): 13863-13895.

[285] WILLIAMS S C, AUSTIN R N. An overview of the electron-transfer proteins that activate alkane monooxygenase (AlkB)[J]. Frontiers in Microbiology, 2022, 13: 845551.

[286] KANG H J, LEE S H, LIM T G, et al. Recent advances in methanogenesis through direct interspecies electron transfer via conductive materials: a molecular microbiological perspective[J]. Bioresource Technology, 2021, 322: 124587.

[287] GILMOUR K A, GHIMIRE P S, WRIGHT J, et al. Microbially induced calcium carbonate precipitation through CO₂ sequestration via an engineered Bacillus subtilis[J]. Microbial Cell Factories, 2024, 23(1): 168.

[288] MUGGERIDGE A, COCKIN A, WEBB K, et al. Recovery rates, enhanced oil recovery and technological limits[J]. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences, 2014, 372(2006): 20120320.

[289] RAHMAN M M, HORA R N, AHENKORAH I, et al. State-of-the-art review of microbial-induced calcite precipitation and its sustainability in engineering applications[J]. Sustainability, 2020, 12(15): 6281.

[290] DAI Z, XU L, XIAO T, et al. Reactive chemical transport simulations of geologic carbon sequestration: methods and applications[J]. Earth-Science Reviews, 2020, 208: 103265.

[291] CHOWDHURY S, SHRIVASTAVA S, KAKATI A, et al. Comprehensive review on the role of surfactants in the chemical enhanced oil recovery process[J]. Industrial & Engineering Chemistry Research, 2022, 61(1): 21-64.

[292] LIU W, DU L, ZOU X, et al. Experimental study on the enhanced ultra-heavy oil recovery using an oil-soluble viscosity reducer and CO₂-assisted steam flooding[J]. Geoenergy Science and Engineering, 2023, 222: 211409.

[293] NIKOLOVA C, GUTIERREZ T. Use of microorganisms in the recovery of oil from recalcitrant oil reservoirs: current state of knowledge, technological advances and future perspectives[J]. Frontiers in Microbiology, 2020, 10: 2996.

[294] LIANG K, GAO R, WANG C, et al. Chemotaxis toward crude oil by an oil-degrading Pseudomonas aeruginosa 6-1B strain[J]. Polish Journal of Microbiology, 2021, 70(1): 69.

[295] NIRMALA N, PRAVEEN G, AMITKUMAR S, et al. A review on biological biohydrogen production: outlook on genetic strain enhancements, reactor model and techno-economics analysis[J]. Science of the Total Environment, 2023, 896: 165143.

[296] FANG C, ACHAL V. Enhancing carbon neutrality: a perspective on the role of microbially induced carbonate precipitation (MICP)[J]. Biogeotechnics, 2024, 2(2): 100083.

[297] LI G, HU R, WANG N, et al. Cultivation of microalgae in adjusted wastewater to enhance biofuel production and reduce environmental impact: pyrolysis performances and life cycle assessment[J]. Journal of Cleaner Production, 2022, 355: 131768.

基金资助

多圈层作用油气富集理论项目(THEMSIE04010106)

国家自然科学基金项目(42225402)