肝细胞癌（hepatocellular carcinoma，HCC）是全球最常见的原发性肝脏恶性肿瘤，也是我国肿瘤相关死亡的第三大原因
[1]。尽管免疫检查点抑制剂（immune checkpoint inhibitors，ICI）等免疫治疗取得突破，但HCC的长期预后仍不理想，主要受限于药物耐药性、高频复发及免疫逃逸机制。近年研究
[2]表明，循环肿瘤细胞（circulating tumor cells，CTC）作为“液体活检”标志物，在免疫逃逸中扮演核心角色：CTC可通过表达程序性死亡受体配体1（programmed death ligand 1，PD-L1）与免疫细胞相互作用，诱导局部免疫抑制；其异质性亚群（如EpCAM⁻ CTC）具有更强的逃逸能力
[3]。
免疫微环境中，免疫抑制细胞，如肿瘤相关巨噬细胞（tumor-associated macrophage，TAM）、髓源性抑制细胞（myeloid-derived suppressor cells，MDSC）等与CTC形成双向调控网络，免疫抑制细胞分泌转化生长因子β（transforming growth factor β，TGF-β）等因子增强CTC的存活和转移潜能，而间质型CTC（M-CTC）可进一步活化免疫抑制细胞，加速免疫逃逸
[4]。尤其值得注意的是，CTC动态变化（如PD-L1⁺ CTC数量增加）与ICI治疗响应直接相关
[5]，提示其可作为预测免疫治疗耐药的生物标志物。
本综述旨在系统阐述CTC与免疫抑制细胞的互作机制，结合近两年技术突破（如单细胞分析、纳米捕获平台）和临床证据，为开发靶向CTC免疫逃逸的联合治疗策略提供理论依据，从而提高患者生存率。
1 HCC免疫抑制细胞介导CTC免疫逃逸的动态调控网络
HCC免疫微环境通过异常血管生成、细胞外基质（extracellular matrix，ECM）重构及慢性炎症构建免疫抑制生态，其中免疫抑制细胞与CTC形成的动态交互网络是驱动免疫逃逸的核心机制。该网络可通过外泌体信号传递、物理屏障构建及代谢重编程等多层次协同作用，系统性促进CTC存活与转移。
在HCC的发展过程中，CTC的免疫逃逸是一个重要的临床问题。研究
[6-7]表明，TAM在HCC中主要呈现M2型极化，这种极化状态通过分泌白介素10（interleukin 10，IL-10）、TGF-β及血管内皮生长因子等因子抑制T细胞功能并促进血管生成，从而为肿瘤细胞提供了有利生存环境。此外，TAM还通过其外泌体与CTC之间形成双向调控关系，TAM分泌的外泌体携带miR-92a-2-5p，靶向HCC细胞的雄激素受体基因，抑制其表达，进而激活PHLPP/p-Akt/β-catenin信号通路，增强HCC细胞的侵袭能力，促进CTC形成；TAM还高表达酮代谢酶OXCT1，通过琥珀酸-H3K4me3-Arg1轴上调精氨酸酶1（arginase 1，ARG1），抑制CD8⁺ T细胞功能，导致CTC免疫逃逸
[8-9]。这一机制可能使得CTC在循环系统中更具生存优势，从而加剧了HCC患者的免疫逃逸现象。这种相互作用不仅影响了肿瘤的发展，还可能导致对ICI等疗法的不良反应和耐药性
[10]。
在HCC的发展过程中，CTC与调节性T细胞（regulatory T cells，Treg）之间形成了一个动态网络。CTC不仅是肿瘤转移的重要标志，还通过分泌趋化因子如CCL5来影响免疫微环境，促进Treg向转移灶聚集。这一过程通过p38-MAX信号通路驱动，而聚集到转移灶的Treg则反馈性地分泌TGF-β，进一步上调CTC表面的程序性死亡受体1（programmed death-1，PD-1），从而抑制效应T细胞的功能
[5,11]。研究显示，在HCC患者中，转移灶中的Treg密度显著高于原发灶，且CCR8⁺ Treg亚群占据了肿瘤内Treg的大部分比例（约55%）。这些CCR8⁺ Treg通过表达CTLA-4和PD-1等免疫检查点分子直接抑制CD8⁺ T细胞的活性，从而逃避宿主免疫监视。此外，针对这一亚群的干预策略，如使用拮抗剂IPG0521m，可以显著下调其FOXP3表达，并恢复CD8⁺ T细胞对肿瘤细胞的杀伤能力，这为HCC的免疫治疗提供了新的思路
[10,12]。
近年来，研究发现CTC和MDSC在HCC进展中扮演着重要角色。临床数据证实CTC⁺患者外周血MDSC数量增加3.9倍，共定位率达81.5%。提示两者之间存在密切的生物学联系
[13-14]。研究表明，CTC可以通过分泌粒细胞集落刺激因子（granulocyte colony stimulating factors，G-CSF）和巨噬细胞集落刺激因子（macrophage colony-stimulating factor，M-CSF）来扩增MDSC，而这些MDSC又能反馈分泌白介素6和TGF-β，激活信号转导及转录激活因子3通路，从而上调基质金属蛋白酶9和波形蛋白（vimentin）的表达，这一过程促进了EMT发生，进一步增强了CTC的转移能力
[7,15]。再者，MDSC可通过代谢免疫途径抑制抗肿瘤免疫。尤其是通过高表达ARG1和吲哚胺2，3-双加氧酶，消耗微环境中的精氨酸和色氨酸，从而导致T细胞失活
[16]。此外，MDSC还释放活性氧（reactive oxygen species，ROS）和活性氮，进一步破坏T细胞受体信号传导，使得T细胞功能受到抑制
[17]。
肿瘤相关成纤维细胞（cancer-associated fibroblasts，CAF）通过重塑ECM，为CTC的生存提供了物理屏障。CAF分泌的赖氨酸氧化酶激活整合素-FAK信号通路，从而促进CTC的侵袭能力
[18-19]。同时，CAF还通过分泌肝细胞生长因子激活c-MET通路，诱导MDSC的扩增。这些机制共同构建了一个有利于转移的生态位，使得CTC能够更有效地逃逸免疫监视并进行转移
[20]。
中性粒细胞（neutrophils）在介导CTC转移过程中也扮演着关键角色，它们通过释放中性粒细胞外陷阱（neutrophil extracellular traps，NET）来物理包裹CTC，从而形成“转移生态位”。这种结构不仅保护了CTC免受免疫系统攻击，还通过CD155-TIGIT互作阻断自然杀伤（natural killer cells，NK）细胞的激活，使其杀伤效率下降54%
[21]。临床数据显示，中性粒细胞-CTC循环簇阳性率高达32.7%，进一步证明了它们在HCC进展中的重要作用
[22]。此外，还有研究
[23]指出，在HCC微环境中，NET通过上调CD73表达促进Treg浸润，也为HCC提供了额外的免疫逃逸途径。
2 CTC免疫逃逸的关键通路
在HCC的发展过程中，CTC的存在被认为是其转移和免疫逃逸的重要机制。CTC通过构建多维度逃逸网络，在免疫抑制微环境中实现生存与扩散。近年随着单细胞测序、空间转录组及外泌体组学等技术的突破性发展表明，CTC可通过动态调控的免疫检查点、物理屏障构建、代谢-免疫驱动及“自我保护”等多通路实现免疫逃逸（
图1）。
2.1 免疫检查点的动态调控
PD-L1/PD-1通路被认为是HCC的CTC实现免疫逃逸的核心机制。CTC表面高表达PD-L1，通过与T细胞表面的PD-1结合，触发一系列抑制信号，从而直接抑制T细胞功能。首先，PD-1的激活会通过招募SHP-2磷酸酶来去磷酸化TCR信号链和共刺激分子CD28，从而阻断T细胞的活化
[24]。此外，PD-1信号还会抑制IL-2和IFN-γ等关键效应因子的分泌，进一步削弱免疫应答强度
[25]。
针对HCC的CTC特异性的逃逸机制研究显示，免疫微环境中的Kupffer细胞能够分泌IL-10，这种细胞因子可诱导CTC上调PD-L1表达3~5倍，从而增强其免疫逃逸能力
[26]。同时，在经历EMT的过程中，CTC中的ZEB1转录因子直接激活PD-L1表达，并下调MHC-I，从而实现“双重免疫逃避”
[27]。此外，研究表明，CTC释放的外泌体中含有PD-L1，该分子能够与CD8⁺ T细胞表面的PD-1结合，从而阻断T细胞活化所需的CD28-B7共刺激信号。这一机制导致T细胞功能抑制，从而促进了HCC的发展和转移
[28]。
细胞毒性T淋巴细胞抗原4（cytotoxic T lymphocyte-associated antigen 4，CTLA-4）作为另一种重要的免疫检查点分子，在CTC的免疫逃逸中发挥核心作用。首先，CTLA-4能够竞争性结合抗原呈递细胞的CD80/CD86，从而阻断共刺激信号，这一过程抑制了效应T细胞的活化
[29]。CTLA-4还通过直接向T细胞内部传导抑制信号，干扰CD28受体的磷酸化，从而抑制T细胞的活化和增殖。这一机制使得T细胞难以有效识别和攻击CTC，从而促进了肿瘤的发展
[29-30]。其次，CTLA-4信号通路驱动Treg分泌免疫抑制因子，如TGF-β和IL-10，这些因子在CTC周围形成了一个免疫抑制微环境，从而进一步抑制NK细胞的毒性作用
[31]。在HCC转移过程中，CTC不仅被动逃逸于宿主免疫监视，还主动招募更多的Treg进入循环系统。这一过程涉及到CTC释放趋化因子如CCL22和CCL28，这些因子促使CTLA-4⁺ Treg在血液中的扩增
[32]。临床证据显示，HCC患者外周血中CTLA-4⁺ Treg比例与CTC数量呈正相关（
r=0.72，
P<0.001），并且这一比例还与PD-1治疗耐药有关，这提示了其在临床治疗中的重要性
[30]。
2.2 CTC通过物理屏障构建与免疫检查点激活协同逃逸NK细胞监视
2.2.1 CD155-TIGIT轴介导的NK细胞功能抑制
在HCC的发展过程中，CD155-TIGIT轴被认为是一个重要的免疫逃逸机制。研究发现，肿瘤细胞通过上调CD155表达来抑制NK细胞的功能。在转移灶中的CTC，CD155阳性比例可达82%
[33]。当CD155与NK细胞表面的TIGIT受体结合时，会通过磷酸化招募SHP1磷酸酶，从而阻断Vav1介导的脱颗粒通路，这一过程导致颗粒酶B释放减少约75%
[34]。这一机制在临床样本中得到了单细胞测序技术的验证，为理解HCC中的免疫逃逸提供了新的视角。此外，在乙型肝炎病毒相关HCC患者中，高水平的CD155与NK细胞功能障碍密切相关。Zhang等
[35]通过阻断TIGIT信号通路，可以恢复NK细胞对HCC细胞的杀伤能力，从而提高抗肿瘤免疫反应，这提示了该轴在调节免疫反应中的重要性。
2.2.2 可溶性MICA/B（sMICA）介导的CTC免疫逃逸
sMICA作为一种重要的免疫调节因子，可以通过竞争性结合NK细胞表面的NKG2D受体，触发该受体的内化降解，从而抑制NK细胞的功能。这一机制使得sMICA⁺患者的NKG2D内化率显著增加，使得肿瘤细胞能够逃避NK细胞的免疫攻击，促进了肿瘤的转移和扩散
[36]。Liu等
[37]研究发现，CTC通过内吞血小板获得
RGS18基因，从而帮助CTC借助HLA-E与NK细胞表面CD94-NKG2A之间的互作，使CTC伪装成正常细胞，从而逃避NK细胞的免疫监视。此外，外泌体中的miR-17-5p也被发现直接抑制NK细胞ULBP1转录表达，这进一步削弱了NK细胞对HCC细胞的免疫监视能力，从而形成双重干扰屏障
[38]。
2.2.3 CTC簇的物理-生物屏障构建
在HCC患者中，CTC簇的存在被认为是其转移潜力的重要标志。研究表明，中性粒细胞通过识别CTC簇释放的高迁移率组蛋白B1，触发NET的形成。这些NET不仅形成了致密纤维网，还物理遮蔽了CTC表面应激配体，从而降低NK细胞对CTC的识别能力
[39-40]。此外，有研究指出，NET中的核心组蛋白H3能够直接阻断NK细胞与CTC之间的相互作用，使得NK细胞无法有效识别并清除这些潜在的转移细胞。这一机制可能通过影响NK细胞的活性和功能，加剧了HCC患者的免疫逃逸现象
[41]。Yang等
[42]进一步研究表明，NET包裹的CTC簇表面CD155结合中性粒细胞TIGIT，进一步抑制NK细胞活化，形成“物理-分子”双重免疫屏障。
2.3 趋化因子介导的代谢-免疫驱动CTC免疫逃逸
在HCC进展过程中，CTC通过建立趋化-代谢轴逃避免疫监视。研究
[6]表明，HCC通过CXCL12/CXCR4轴募集免疫抑制性细胞，如TAM，从而促进肿瘤的生长和转移。CXCR4信号不仅促进了HCC CTC向肝内转移，还诱导TAM表达CCL22，这进一步增强了免疫抑制微环境的形成
[7]。研究
[43]表明，YAP/TEAD4信号通路在调控C-C趋化因子配体2（CCL2）表达方面发挥重要作用，从而导致TAM向促肿瘤表型转化。这种转化表现为功能极化丧失，并伴随促血管生成因子如PDGFA/B的高表达，从而建立起一种促进血管重塑和免疫逃逸的微环境。CTC不仅可以通过血液转移到远处器官，还能通过分泌趋化因子CCL5来影响免疫微环境，从而促进自身的生存和转移。研究表明，CTC能够激活p38-MAX信号通路，上调CCL5的表达，这一过程增强了Treg和MDSC的招募，形成转移前微环境
[44-45]。
在HCC微环境中，代谢重编程被认为是促进免疫抑制的重要机制之一。研究显示，TAM通过增强糖酵解途径产生大量ROS和乳酸，从而抑制CD8⁺ T细胞的功能。这种代谢恶性循环不仅影响了TAM的极化状态，还导致了CD8⁺ T细胞浸润显著减少
[46]。此外，单核细胞通过CCL2-C-C趋化因子受体2（CCR2）轴向TAM分化，而CCR5信号则直接激活肝星状细胞，促进纤维化过程，这进一步加剧了免疫抑制
[47]。此外，Li等
[48]研究表明，MDSC通过高表达ARG1来耗竭微环境中的精氨酸，从而抑制T细胞的mTOR通路活性，这一过程导致T细胞功能受损。具体而言，Treg通过分泌TGF-β促进了CTC中Smad2/3信号通路的激活，这一过程进一步增强了PD-L1的表达，从而抑制了效应T细胞的功能
[27]。此外，CCL5作为一种趋化因子，可以吸引更多的免疫抑制细胞如Treg进入肿瘤微环境，这又反过来促进了TGF-β和PD-L1的表达，形成一个自我强化的正反馈环路
[49]。
2.4 CD47-SIRPα与B7-H4“自我保护”的免疫伪装
CD47-SIRPα通路被认为是HCC中重要的免疫逃逸机制之一。CTC可通过高表达CD47与巨噬细胞表面的SIRPα结合，直接抑制吞噬作用，这一机制使得CTC能够在血液循环中逃避免疫监视，从而促进转移能力
[50]。临床样本分析发现，CTC表面CD47表达水平与转移潜能正相关。微流控循环系统模拟实验证实，经历流体流剪切力的HCC细胞会激活TLR4-TPPP3-p53-Bax信号轴，促进其存活并伴随免疫检查点分子（包括CD47）上调，增强转移能力。此过程使CTC在循环中逃避巨噬细胞清除，相关机制的小鼠模型验证显示，过表达TLR4/TPPP3的HCC细胞肺转移率显著增加
[51]。除CD47外，B7-H4介导T细胞免疫抑制，CTC表面B7-H4（B7同源物4）可结合T细胞抑制性受体，阻断CD8⁺ T细胞活化
[52]。叶酸受体导向的CTC检测技术显示，HCC患者CTC高表达多种免疫抑制分子，且B7-H4⁺CTC比例与临床分期相关
[53]，表明CTC可形成自我保护的免疫抑制来降低T细胞应答逃避免疫监视。
3 靶向CTC治疗策略与临床转化
3.1 靶向免疫检查点的治疗策略
CTC作为一种新兴的生物标志物，在HCC的早期诊断和监测中显示出重要价值。CTC不仅可以反映肿瘤负荷，还与疾病进展、转移及预后密切相关。HCC CTC的靶向治疗策略已从单一免疫检查点抑制迈向多通路协同干预，其临床转化核心在于突破CTC介导的免疫逃逸微环境。CTC数量与PD-L1表达水平之间存在显著关联，这提示了基于CTC状态进行个体化治疗的重要性。通过动态监测CTC变化，可以为临床提供实时反馈，从而优化治疗方案，提高患者生存率。PD-1/PD-L1轴优化：Xu等
[5]基于CTC中PD-L1表达对预后的预测价值，纳入32例不可切除肝癌患者，31例（96.8%）检出CTC，25例（78.1%）为PD-L1+CTC。采用替雷利珠单抗联合索拉非尼治疗，结果显示，PD-L1+CTC组DCR显著高于阴性组（60%
vs. 0%，
P=0.008）。PD-L1+CTC组1年生存率（78.5%
vs. 64.3%），表明PD-L1+CTC可能作为PD-1/PD-L1抑制剂治疗的预测标志物，动态监测CTC变化可评估疗效。CCR8靶向新疗法：CCR8拮抗剂IPG0521m通过逆转TI-Tregs的免疫抑制表型，重塑TIME并增强抗肿瘤免疫，从而抑制肝癌进展。该研究为CCR8靶向治疗在HCC及其他癌症中的临床应用提供了理论基础
[54]。在液体活检中，EpCAM⁺ CTC和EVs可作为HCC诊断和预后标志物。靶向EpCAM的治疗策略（如适配体-药物偶联物、CAR-T细胞和纳米颗粒）在临床前模型中显示出显著抗肿瘤效果
[55]。TIGIT/CD155双特异性抗体：TIGIT和PD-1常共表达于耗竭CD8
+ T细胞。双抗可同时阻断TIGIT/CD155和PD-1/PD-L1通路，避免单一靶向治疗后的代偿性耐药（如抗PD-1后TIGIT+Treg增加），通过协同阻断CD155与TIGIT及其他抑制受体互作，优先解除NK及T细胞抑制，增强抗肿瘤免疫应答，尤其可能对CTC清除有独特潜力
[56]。最近，针对TIGIT和PD-1双重阻断联合domvanalimab和zimberelimab在抗PD-1疗法难治性肝细胞癌中的Ⅱ期临床试验。这一组合疗法旨在通过同时靶向多个免疫检查点来增强抗肿瘤免疫反应，从而克服单一靶点治疗所面临的耐药问题，并指出动态监测循环肿瘤DNA（ctDNA）可能作为药效学生物标志物
[57]。因此，针对TIGIT/CD155通路的干预可能为逆转CTC介导的免疫逃逸提供了一些新的治疗策略。
3.2 外泌体干预策略
外泌体作为CTC免疫逃逸的关键介质，尽管现有文献直接聚焦于“外泌体干预CTC”的研究较少，但液态活检技术（包括外泌体分析）在HCC CTC研究中展现出重要潜力。外泌体作为肿瘤微环境的关键信使，携带蛋白质、核酸等生物分子，可能通过调节CTC的免疫逃逸促进转移。临床前研究表明，外泌体可通过传递免疫抑制分子（如PD-L1）抑制T细胞活性，帮助CTC逃避免疫监视
[58]。近期技术进展为外泌体干预提供了新思路，捕获与检测协同优化：新型仿生材料（如双组氨酸修饰水凝胶）实现了CTC的高效捕获（>95%）和无损释放，同时兼容外泌体分离，为联合分析CTC-外泌体互作奠定基础
[59]。多组学整合策略，ctDNA与外泌体联合检测可提升HCC早期诊断和复发风险分层准确性。例如，ctDNA突变谱结合外泌体miRNA特征可预测术后微转移，优于单一标志物（如甲胎蛋白）
[58,60]。靶向干预探索，基于DNA框架的多价适配体（如TEA₃）通过增强流体稳定性显著提升CTC捕获效率（亲和力提高20倍），该平台可进一步改造为外泌体载药系统，实现靶向递送免疫调节药物至CTC
[61]。
3.3 代谢-趋化轴联合阻断
近年研究发现，HCC CTC在血液播散过程中通过动态调控趋化因子信号实现免疫逃逸。单细胞转录组分析
[44]表明，CTC在肝静脉、门静脉等不同血管部位呈现显著的空间异质性，其转录程序涉及应激响应、细胞周期重编程及免疫逃逸通路激活，其中趋化因子CCL5被鉴定为关键介质。机制上，CTC通过激活p38-MAX信号轴转录上调CCL5表达，进而招募Treg形成免疫抑制微环境，促进转移定植。这一发现揭示了CCL5/Treg轴在CTC免疫逃逸中的核心地位，为靶向干预提供了新方向。
CCL5/CCR5轴阻断：使用CCL5中和抗体或CCR5拮抗剂（如maraviroc）可有效阻断Treg聚集。临床前试验证实此策略显著增强CTC的免疫清除并抑制转移
[44]。p38-MAX信号抑制：小分子抑制剂（如SB203580）靶向调控CCL5的上游信号通路，直接降低CTC的免疫逃逸能力
[42]。联合免疫检查点阻断：基于CCL5-Treg轴与PD-1/PD-L1耐药的相关性，联合使用CCR5拮抗剂与PD-1抑制剂可协同增强抗转移疗效
[44]。目前针对CCL5/CCR5轴的抑制剂已进入乳腺癌转移临床试验，为HCC转化提供参考，但需HCC特异性验证。
3.4 CTC分子分型指导个体化干预
基于CTC的分子分型不仅为HCC的早期诊断提供了新方法，还能通过动态监测和特定标志物识别来优化个体化干预策略。在HCC患者中，PD-L1⁺ CTC被认为是PD-1/PD-L1抑制剂疗效的预测标志物。研究显示，其阳性患者1年生存率达78.5%（阴性者64.3%），而CTC动态监测（上升型
vs. 稳定/下降型）能提前预警治疗耐药（1年生存率：34.3%
vs. 90%，
P=0.063）
[5,62]。glypican-3（GPC3）阳性CTC作为BCLC-B期HCC的独立预后因子，其数量与微血管侵犯密切相关。其高表达（>5个/7.5 mL）患者总生存期显著降低（
P=0.02），且与微血管侵犯正相关。联合“up-to-7”标准可进一步分层高危人群，指导手术适应证调整
[10]。
4 未来研究方向
CTC能够提供关于肿瘤异质性的重要信息，并且其动态变化可以反映肿瘤微环境的变化。然而，目前对CTC的研究仍面临许多挑战，未来HCC CTC研究中，可以聚焦以下三个核心方向：首先，外泌体介导的精准调控。CTC与肿瘤微环境的交互依赖外泌体传递信号。最新研究揭示外泌体可携带PD-L1等免疫检查点分子，促进CTC免疫逃逸。CTC表面PD-L1阳性率高达78.1%，且与血管侵犯、远处转移显著相关
[5]，提示靶向外泌体-PD-L1轴可能逆转免疫抑制。其次，单细胞多组学深入研究HCC的异质性。单细胞技术已实现CTC的体细胞拷贝数变异（SCNA）分析。HCC CTC的SCNA谱显示与原发肿瘤一致性达80%，同时检出8q扩增等HCC特征性变异
[63]。此外，结合转录组分析发现M-CTC高表达Nanog（阳性率88.7%）
[64]，且与Ki-67⁺增殖表型显著共现（
P<0.001）
[4]，揭示干细胞特性与增殖能力共同驱动转移。
最后，人工智能赋能精准治疗。基于CTC的分子分型正推动个体化预后模型。例如，BCLC-B期HCC中，GPC3⁺ CTC≥临界值可识别高复发风险亚组（
P=0.02）
[10]。人工智能整合CTC数量、表型（如CTC簇）及分子标志（PD-L1、Ki67）的多维数据，预测模型C指数显著优于单一指标
[4,65]。综上所述，针对HCC CTC的研究正处于快速发展之中。通过外泌体介导的精准调控、单细胞多组学的深入探究及人工智能赋能下的新策略，加速基础研究向临床转化。
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