石河子市鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌的耐药性分析及耐药基因检测

Antimicrobial resistance analysis and resistance gene detection of E. faecalis and E. faecium from the chicken production supply chain in Shihezi City

摘要

为了解新疆石河子市鸡生产供应链中（包括孵化场、养殖场、屠宰场和超市）肠球菌的耐药情况及耐药基因流行情况，从石河子市采集鸡生产供应链样品共计316份，对粪肠球菌和屎肠球菌进行分离鉴定，采用琼脂稀释法对9种抗菌药物进行最小抑菌浓度测定，通过PCR的方法对11种耐药基因进行检测。结果表明：1）共分离肠球菌258株，粪肠球菌和屎肠球菌的分离率分别为66.8%（211/316）和14.9%（47/316），其中粪肠球菌在孵化场（91.8%）和超市（80.7%）的分离率高达80.0%以上，屎肠球菌在屠宰场的分离率最高，达20.9%。2）不同环节分离的肠球菌耐药严重程度为孵化场>养殖场>屠宰场>超市，孵化场分离的肠球菌对被检氟苯尼考、红霉素、四环素和利奈唑胺 100.0%耐药；此外，粪肠球菌与屎肠球菌均对四环素、氟苯尼考和红霉素具有较高耐药率，耐药率分别为99.1%、95.3%和93.4%与95.7%、100.0%和76.6%，所有菌株均对替加环素和万古霉素完全敏感。3）多药耐药分析显示，粪肠球菌在鸡生产供应链中以4~6耐（91.0%）为主，在孵化场和屠宰场6耐菌株占比达60.0%以上；屎肠球菌多药耐药在养殖场以5耐（62.5%）为主，超市样品中以3耐（57.1%）为主。4）耐药基因检测结果显示，四环素耐药基因tetM在粪肠球菌（94.8%）与屎肠球菌（85.1%）中的检出率均高于85.0%，且肠球菌对四环素的药敏结果与耐药基因检出结果呈正相关。噁唑烷酮类耐药基因optrA在粪肠球菌中检出率（56.0%）略低于屎肠球菌（62.0%），poxtA基因在屎肠球菌中检出率（19.2%）更高；未检出cfr与vanA基因。综上，石河子市鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌耐药情况严重，携带多种耐药基因，建议在养殖源头规范用药，并在屠宰加工环节加强生物安全控制，以减少耐药菌及耐药基因沿食物链传播的风险。

Abstract

To investigate the antimicrobial resistance profiles and prevalence of resistance genes among enterococci along the chicken production supply chain （including hatcheries， farms， slaughterhouses， and supermarkets） in Shihezi City， Xinjiang， a total of 316 samples were collected to isolate and identify Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium. The minimum inhibitory concentrations （MICs） of 9 antimicrobial agents were determined by agar dilution method， and 11 antimicrobial resistance genes were detected by PCR. The results were as follows：1）A total of 258 enterococcal strains were isolated， with isolation rates of 66.8% （211/316） for E. faecalis and 14.9% （47/316） for E. faecium. Among them， the isolation rate of E. faecalis exceeded 80.0% in both hatcheries （91.8%） and supermarkets （80.7%）， while E. faecium showed the highest isolation rate （20.9%） in slaughterhouses. 2）The severity of antimicrobial resistance in Enterococcus isolates from different production stages was in the order of hatchery > farm > slaughterhouse > supermarket. Enterococcus isolates from the hatchery exhibited 100.0% resistance to florfenicol， erythromycin， tetracycline， and linezolid. In addition， both E. faecalis and E. faecium showed high resistance rates to tetracycline， florfenicol， and erythromycin， with resistance rates of 99.1%， 95.3%， and 93.4% for E. faecalis， and 95.7%， 100.0%， and 76.6% for E. faecium， respectively. All isolates were fully susceptible to tigecycline and vancomycin. 3）Multidrug resistance （MDR） analysis showed that E. faecalis isolates along the chicken supply chain were predominantly resistant to 4–6 antimicrobials （91.0%）， with more than 60.0% of strains resistant to 6 agents in hatcheries and slaughterhouses. For E. faecium， resistance to 5 antimicrobials （62.5%） was dominant in farm isolates， whereas resistance to 3 antimicrobials （57.1%） was most common in isolates from supermarkets. 4）Detection of resistance genes revealed that the tetracycline resistance gene tetM was detected in more than 85.0% of both E. faecalis （94.8%） and E. faecium （85.1%）， and a positive correlation was observed between phenotypic resistance to tetracycline and the presence of tetM. The detection rate of the oxazolidinone resistance gene optrA in E. faecalis （56.0%） was slightly lower than that in E. faecium （62.0%）， while the poxtA gene was more prevalent in E. faecium （19.2%）. The cfr and vanA genes were not detected in any isolate. In conclusion， E. faecalis and E. faecium isolated from the chicken production supply chain in Shihezi City display severe antimicrobial resistance and carry multiple resistance genes. Standardized antimicrobial usage at the farm level and enhanced biosecurity control during slaughter and processing are recommended to reduce the risk of transmission of drug-resistant bacteria and resistance genes along the food chain.

Graphical abstract

关键词

供应链 / 肠球菌 / 耐药性 / 耐药基因 / 多药耐药

Key words

supply chain / Enterococcus / antimicrobial resistance / resistance gene / multidrug resistance

肠球菌（Enterococcus）是一种兼性厌氧的条件性致病菌，同时也是革兰氏阳性菌的耐药性水平指示菌。该菌在一定条件下能够引起呼吸道感染、泌尿道感染和菌血症等，严重时可危及生命^［1］。目前已报道的肠球菌菌种已达90余种，粪肠球菌（E. faecalis）和屎肠球菌（E. faecium）是主要分离株，且这2种肠球菌具有获得和传播耐药性的能力，可在不同的宿主之间进行传播^［2］。随着人们对肉类需求的不断增长，家禽养殖时间短且养殖量大，抗生素的滥用情况尤为严重，耐药菌在家禽业中高度流行。具有耐药性的细菌造成临床治疗失败的同时还可沿着食物链传播给人类，对人类和动物健康构成潜在威胁^［3-4］。

目前，人医临床和兽医临床上分离的粪肠球菌与屎肠球菌均具有多药耐药的特征^［5］，有关耐药性肠球菌在新疆畜禽业中的流行及传播特征也有相关报道。陈万昭^［6］对新疆7种动物源（马、牛、羊、骆驼、驴、鸡和鸽）耐氟苯尼考肠球菌研究结果显示，分离株对四环素（95.8%）和红霉素（91.6%）耐药率超过90%，98.5%的菌株为多重耐药菌；曹兴旺等^［7］对新疆石河子市部分流浪犬源肠球菌研究显示，分离株对磺胺异噁唑、克林霉素、利福平、泰妙菌素和庆大霉素耐药率超过50.0%，多重耐药菌株占69.32%。然而，在新疆地区贯穿养殖至销售的全链条系统性监测仍显不足，致使肠球菌在此完整链条中的种群动态、耐药谱演变及耐药基因携带情况尚未明晰^［8］。新疆石河子市作为自治区重要的肉鸡养殖与集散地，肠球菌耐药性本底数据的缺失，严重制约该地区耐药性防控策略的制定。为此，本研究选取新疆石河子市肉鸡生产供应链，系统采集孵化场、养殖场、屠宰场及超市终端的样本，旨在通过对鸡生产供应链中肠球菌的耐药情况及耐药基因进行检测，系统性揭示肠球菌的流行分布、耐药表型以及耐药基因的携带状况，以期为产业链中抗生素的合理使用与耐药性防控提供理论支撑。

1　材料与方法

1.1　样品来源

于2025年采集石河子市本地企业的肉鸡生产供应链样品，包括孵化场、养殖场和屠宰场各1家，以及4家超市样品。孵化场、养殖场与屠宰场均隶属于同一全产业链一体化生产体系，屠宰后的鸡肉运往石河子市各市场销售。本研究共计采集样本316份，采集样品放入含有1 mL灭菌BHI的2 mL EP管中，4 ℃冰箱保存。其中孵化场49份（1日龄雏鸡肛拭子）、养殖场100份（禽泄殖腔拭子88份、污水3份、饲料3份、地面3份及笼具表面拭子3份）、屠宰场110份（禽泄殖腔拭子95份、屠宰血3份、屠宰间地面拭子3份、内脏组织3份、刀具拭子3份、案板拭子3份）、A超市15份、B超市18份、C超市12份、D超市12份，超市样品共计57份（鸡翅根、鸡翅中、鸡爪、鸡胸、冷冻鸡胸、冷冻鸡腿、冷冻鸡爪、冷冻鸡小腿、操作案板拭子、周转筐拭子）。所有样品均严格按照无菌操作原则采集，动物源性样本使用无菌棉拭子采集，环境样本使用无菌采样拭子涂抹表面，肉类样本装入无菌采样袋，采样后立即冷藏运送至实验室处理。

1.2　主要试剂

肠球菌培养基、琼脂粉、BHI培养基，MH培养基均购自青岛海博生物技术有限公司；革兰氏染色液，购自北京索莱宝科技有限公司；抗菌药物均为标准品，购自上海源叶生物科技有限公司；DNA分子量标准Marker，购自武汉赛维尔生物科技有限公司；Gold View核酸染料，购自北京博奥拓达科技有限公司；2×Es Taq PCR MasterMix（Dye）、双蒸水，购自北京康为世纪生物科技有限公司。

1.3　细菌分离、纯化及鉴定保存

根据样本来源进行分批处理，拭子样品：拭子样品经涡旋振荡器充分混匀后，吸取100 μL接种至5 mL 6.5%氯化钠BHI培养基中；污水和饲料等环境样品：用接种环取0.25 g样品加入5 mL 6.5%氯化钠BHI培养基中；肉类样本：使用灭菌手术剪取50 g新鲜肉块，剪碎后放入无菌EP管，加无菌钢珠放入组织匀浆机，打碎，然后加入10 mL 6.5%氯化钠BHI培养基。接种后，将培养管置于恒温摇床中，以37 ℃、180 r/min振荡并过夜培养。增菌后的样本划线接种于肠球菌选择性培养基，在37 ℃培养箱内培养18~24 h。根据肠球菌在选择性培养基上的典型菌落特征，挑取大小适中、表面光滑、且使周围培养基变成黑色的单菌落进行纯化。若样本中出现2种或以上不同形态的可疑菌落（如大小、颜色、黑色晕圈差异等），则分别挑取代表性菌落进行纯化与鉴定，以确保尽可能捕获样本中存在的不同肠球菌菌种。纯化2次后，根据文献［9］合成针对E.aecalis（5'-TCAAGTACAGTTAGTCTTTATTAG-3'，5'-ACGATTCAAAGCTAACTGAATCAGT-3'）、E.faecium（5'-TTGAGGCAGACCAGATTGACG-3'，5'-TATGACAGCGACTCCGATTCC-3'）的特异性引物，扩增相应的基因序列，PCR扩增产物用1%琼脂糖凝胶电泳进行检测。将目的片段进行胶回收后送至新疆有康生物科技有限公司进行测序。测序结果经BLAST比对，相似性＞96.0%的则判定为对应菌株。已鉴定菌株用60%灭菌甘油按照2∶1（体积比）混合，使甘油最终浓度为20%，一式2份，-80 ℃保存备用。

1.4　药物敏感性试验

本试验采用2019年美国临床实验室标准协会（CLSI）指南^［10］推荐的琼脂稀释法对分离株进行药物敏感性试验。根据养殖场临床常用抗菌药物及兽医临床重要备选药物对分离鉴定的肠球菌进行氨苄西林（AMP）、四环素（TET）、氟苯尼考（FFC）、红霉素（ERY）、环丙沙星（CIP）、利奈唑胺（LZD）、万古霉素（VAN）、替加环素（TGC）和庆大霉素（GEN）这9种抗菌药物的最小抑菌浓度测定，结果判定以CLSI动物源细菌抗菌药物敏感性试验执行标准为准（表1）。粪肠球菌标准质控菌株为ATCC29212，金黄色葡萄球菌标准质控菌株为ATCC29213，购自青岛海博生物技术有限公司。

1.5　耐药基因检测

依据药敏试验结果及选用抗菌药物对应耐药基因，对不同生产环节的粪肠球菌、屎肠球菌进行耐药基因的检测（表2），包括噁唑烷酮类（optrA、poxtA、cfr）、氨基糖苷类（aac（6'）/aph（2''）、aph（3'）–Ⅲ）、糖肽类（vanA）、四环素类（tetM、tetA）、酰胺醇类（fexA、floR）和大环内酯类（ermB）6类11个耐药基因。参照文献［9］合成上述引物，扩增产物经电泳验证后，送至新疆有康生物科技有限公司进行测序，经BLAST比对后确定测序结果。

1.6　数据分析

采用SPSS 27.0软件，通过交叉表法对鸡生产供应链中不同生产环节粪肠球菌和屎肠球菌耐药率、耐药基因检出率及耐药表型与耐药基因符合率情况进行差异性分析，P<0.05为差异显著，P>0.05为差异不显著。

2　结果与分析

2.1　鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌分离

对孵化场、养殖场、屠宰场及超市4个环节共316份样品进行菌株分离，并对分离株的E. faecalis、E. faecium基因进行特异性扩增（如图1（a）、（b）），所得条带大小与预期一致，且阳性菌经测序比对，相似性＞96%，确定为对应的粪肠球菌或屎肠球菌。分离到粪肠球菌211株，屎肠球菌47株，分离率分别为66.8%和14.9%（表3）。其中，粪肠球菌在孵化场（91.8%）与超市环节（80.7%）中分离率高于养殖场（57.0%）和屠宰场（57.3%）。屎肠球菌在养殖场（16.0%）和屠宰场（20.9%）环节的分离率高于孵化场（2.0%）与超市样本（12.3%）。

2.2　鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌药敏结果

鸡生产供应链中分离的肠球菌对临床抗菌药物耐药情况严重（图2），对TET（98.4%）、FFC（96.1%）和ERY（90.3%）的耐药率高达90.0%以上；对AMP具有较好的敏感性，耐药率为4.3%；未检出对TGC和VAN耐药的肠球菌。

粪肠球菌和屎肠球菌在鸡生产供应链中的耐药率有所不同（表4），粪肠球菌对FFC、ERY和TET的在鸡生产供应链中的前3个环节耐药率超过90.0%而屎肠球菌在鸡生产供应链中的前3个环节对ERY和LZD的耐药率显著高于超市环节的耐药率（P<0.05）；粪肠球菌在鸡生产供应链中不同环节对GEN的耐药率都超过70.0%，但屎肠球菌在养殖场（81.3%）和超市（85.7%）环节对GEN的耐药率显著高于屠宰场环节（13.0%）（P<0.05）；粪肠球菌在孵化场（86.7%）和屠宰场（71.4%）对CIP的耐药率显著高于养殖场（26.3%）（P<0.05），而屎肠球菌在各环节对CIP耐药率差异不显著（P>0.05）。

2.3　鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌多药耐药分析

鸡生产供应链中肠球菌多药耐药情况严重（图3），所有肠球菌分离株至少对2种及以上抗菌药物产生耐药，未发现完全敏感或仅对1种药物耐药的菌株，肠球菌分离株以4~6耐为主，占总分离菌株的88.8%（229/258）。孵化场以6耐谱型FFC-ERY-TET-LZD-GEN-CIP为主（63.0%）；养殖场以FFC-ERY-TET-GEN（38.4%）和FFC-ERY-TET-LZD-GEN（30.1%）为主；屠宰场以FFC-ERY-TET-LZD-GEN-CIP（53.5%）为主；超市耐药谱型最为丰富（17种），并检出7耐菌株（表5）。

粪肠球菌与屎肠球菌在鸡生产供应链中的多药耐药谱也有所不同（表6）。粪肠球菌在孵化场（64.4%）和屠宰场（71.4%）环节以6耐为主，以FFC-ERY-TET-LZD-GEN-CIP谱型占比最高；养殖场环节以4耐（50.9%）和5耐（36.8%）为主，以FFC-ERY-TET-GEN为主要谱型；超市环节多药耐药以4耐（19.6%）、5耐（30.4%）和6耐（23.9%）和为主，且7耐AMP-FFC-ERY-TET-LZD-GEN-CIP耐药谱型菌株占比8.7%。

屎肠球菌在孵化场环节均为4耐菌株，耐药谱型为FFC-ERY-TET-LZD；养殖场环节以5耐（62.5%）FFC-ERY-TET-LZD-GEN谱型为主，屠宰场环节转为以4耐（65.2%）FFC-ERY-TET-LZD为优势耐药谱型；超市环节多药耐药谱以3耐（57.1%）FFC-TET-GEN谱型为主，同时还检出 2耐（14.3%）、5耐（14.3%）和6耐（14.3%）菌株。

2.4　鸡生产供应链中粪肠球菌和屎肠球菌耐药基因检测

鸡生产供应链各环节肠球菌耐药基因检出率较高，除未检出cfr和vanA基因外，其余被检耐药基因均有检出（图4）。粪肠球菌与屎肠球菌在鸡生产供应链中耐药基因检出率有所不同（表7）。粪肠球菌和屎肠球菌在不同环节均以携带噁唑烷酮类耐药基因optrA为主，且在孵化场检出率显著高于其余3个环节（P<0.05）。粪肠球菌在不同环节对氨基糖苷类耐药基因acc（6′）/aph（2″）和aph（3′）-Ⅲ的检出率都高于50.0%，且养殖场环节对这2个基因的检出率显著高于屠宰场和超市（P<0.05）。粪肠球菌和屎肠球菌在鸡生产供应链中的不同环节都以携带四环素耐药基因tetM和酰胺醇类耐药基因fexA为主。此外，粪肠球菌和屎肠球菌在不同环节都检出大环内酯类耐药基因ermB，其中粪肠球菌在养殖场环节检出率（98.2%）显著高于超市（63.0%）和屠宰场（63.5%）（P<0.05），屎肠球菌在屠宰场环节检出率（82.6%）显著高于超市环节（28.6%）（P<0.05）。

2.5　耐药表型与耐药基因符合情况

耐药基因与耐药表型的符合率结果显示（表8），耐四环素类（94.5%）、大环内酯类（86.7%）和氨基糖苷类（94.0%）肠球菌相关耐药基因与耐药表型相符率高达85.0%以上；耐噁唑烷酮类肠球菌相关耐药基因与耐药表型相符率达到69.4%；酰胺醇类抗菌药的耐药表型与耐药基因型符合率也超过55.0%；未检出耐糖肽类肠球菌和相关耐药基因。此外，四环素类、大环内酯类、酰胺醇类和噁唑烷酮类的耐药表型阳性率均显著高于其耐药基因阳性率（P<0.05），而氨基糖苷类的耐药基因阳性率与耐药表型阳性率差异不显著（P>0.05）。

3　讨 论

粪肠球菌和屎肠球菌是肠道的常见共生菌，也是院内感染的重要机会性病原体，对抗生素耐药的防控构成严峻的挑战^［11］。鸡肉产品作为一种低成本、高质量的蛋白质来源，市场需求巨大^［12］，从One Health视角看，人类、动物和环境健康密切相关，抗生素耐药性在动物生产源头的出现与传播，不仅影响畜禽养殖业的健康发展，更可通过食物链、环境排泄物及直接接触等途径向人群扩散^［13］。研究表明，动物使用抗生素是导致人类病原体对抗生素产生耐药性的一个重要因素，特别是常见的肠道病原体，如沙门菌属、大肠杆菌和肠球菌属。因此，在动物生产源头减少耐药菌的出现，是降低耐药菌向环境和人群传播风险的关键环节。本研究对鸡生产供应链各环节的粪肠球菌与屎肠球菌分离情况进行分析，结果显示，粪肠球菌在不同环节的分离率（>55.0%）均高于屎肠球菌，与徐琦琦等^［14］（21.3%）鸡源肛拭子粪肠球菌分离率的报道差异较大，造成这种现象的原因一方面可能是采集的地域不同，以及采样方式及养殖场环境差异等，另一方面也与不同样本类型本身肠球菌携带率差异较大有关；此外，粪肠球菌在孵化场（91.8%）和超市（80.7%）分离率较高，提示其可能存在种蛋表面污染或雏鸡早期定殖；屎肠球菌在养殖场（16.0%）和屠宰场（20.9%）环节的分离率高于孵化场（2.0%）与超市（12.3%）的分离率，可能与屎肠球菌对环境强耐受能力有关。多项研究显示，屎肠球菌对干燥^［15］、热应激^［16］及消毒剂等环境胁迫均表现出较强的耐受能力，使其易于在养殖与加工环境中存活与持续存在。但本研究尚存在一定局限性，采样区域仅局限于新疆石河子地区，且样本量相对有限，未来研究应丰富样品的多样性，加大采样量以更准确地揭示肠球菌在生产链中的传播规律。

本研究所分离的肠球菌菌株对TET、FFC和ERY表现出极高且稳定的耐药率，对AMP具有较好的敏感性，耐药率仅为4.3%，略低于吴帆等^［17］报道的AMP耐药率（12.5%）。在孵化场、养殖场和屠宰场3个环节对TET、FFC和ERY的耐药率均接近或达到100%，研究结果略高于Stępień‑Pyśniak等^［18］所报道的鸡源肠球菌对TET与ERY的耐药率，对FFC的耐药率与蒋逸凡等^［19］研究中的部分地区耐药率相符，结果反映出不同地域养殖业中抗菌药物使用习惯和防控策略的多样化，且四环素类和大环内酯类药物可能面临着更大的选择压力。值得注意的是，分离株对LZD和GEN的耐药率在鸡生产供应链中有所不同，且粪肠球菌与屎肠球菌表现出不同的耐药变化模式。粪肠球菌对LZD的耐药率在孵化场环节、屠宰场环节和超市环节均高于50.0%，但在养殖场环节的耐药率未超过40.0%，而屎肠球菌对LZD的耐药率在孵化场环节、养殖场环节和屠宰场环节均超过65.0%，但在超市环节的耐药率仅为14.3%，上述差异提示，耐药菌在孵化环节可通过垂直传播实现富集与传递，成为全链条耐药性的初始来源；而养殖场的针对性用药、屠宰环节不同来源菌株的交叉污染以及流通环节的环境选择压力，共同驱动耐药表型在供应链中动态演变。需要注意的是，受孵化场生物安全管控所限，本次未能采集孵化场环境样品，样本类型较为单一，在一定程度上可能影响结果的全面性。此外，LZD是噁唑烷酮类代表性药物，可通过干扰细菌核糖体功能、阻断蛋白质合成起始过程，对多种革兰阳性菌具备强效抑菌活性，是临床治疗肠球菌感染的“最后防线”^［20］。目前该药物尚未获批用于我国兽医临床，但替代抗菌药物的临床应用仍会对病原菌产生耐药筛选压力，诱发耐药菌株增殖^［21］。如在中国一直将四环素类、大环内酯类和氟苯尼考等药物用于猪和家禽生产中，所使用的氟苯尼考这类抗菌药物可导致菌株对噁唑烷酮类药物产生耐药^［22-23］。粪肠球菌对GEN的耐药率在鸡生产供应链中的不同环节均高于70.0%，而屎肠球菌在养殖场环节和超市环节对GEN的耐药率超过80.0%，但在屠宰场环节对GEN的耐药率仅为13.0%，造成这种结果的原因可能是庆大霉素耐药性可由不稳定的质粒介导，在传播耐药性的过程中有可能丢失，具体的机制有待进一步揭示。

本研究中多药耐药菌株在供应链中占据绝对主导地位。其中耐4~6种药物的菌株构成多药耐药主体，达到88.8%，孵化场和屠宰场均以6耐为主。相关研究显示，种鸡长期不合理使用抗生素，肠道定植的多重耐药肠球菌可通过种蛋垂直传播给雏鸡，分析这是造成孵化场多药耐药率高的主要原因^［24］；肉鸡养殖场MDR率以4耐（50.9%）和5耐（36.8%）为主，肉鸡经屠宰场浸烫、分割后鸡肉表面MDR率升至71.4%，证明屠宰加工环节会导致耐药性的交叉传播与扩散。超市环节多药耐药谱型多样，可能与样品来源广有关。粪肠球菌的多药耐药复杂程度普遍高于屎肠球菌，特别是在孵化场和屠宰场环节，6耐菌株比例已超过60%。综上所述，遏制鸡生产供应链中细菌耐药性的传播必须采取全链条综合治理策略，尤其需要关注屠宰加工等关键节点对耐药性传播的放大效应。

对鸡生产供应链各环节肠球菌耐药基因的检测结果显示，四环素类耐药基因tetM在各环节的检出率较高，与耐药表型高度相符，与Chen等^［25］鸡源、Li等^［26］鸭源和宋辉辉等^［27］猪源报道中tetM的检出率相差不大，提示tetM基因在四环素耐药性中占主导地位。大环内酯类耐药基因ermB在粪肠球菌中的检出率（78.0%）与屎肠球菌中的检出率（81.0%）均超过70.0%，与韩国^［28］和波兰^［29］等国家ermB检出率相近，这个结果可能是由于tetM和ermB基因常共同位于Tn1545等高度可移动的结合转座子上^［30］，致使对四环素耐药的肠球菌常同时耐受红霉素。值得注意的是，噁唑烷酮耐药基因cfr可介导对酚类、林可酰胺类、截短侧耳素类、噁唑烷酮类和链阳性菌素A化合物耐药^［31］，本研究中虽未检出cfr基因，但鉴于optrA基因的存在，临床使用抗菌药物时仍需警惕其潜在的耐药风险并建议进行相应的耐药性监测。此外，poxtA基因的整体检出率虽然较低，但其检出率从孵化场的2.2%升至超市的9.4%，因此，对poxtA、optrA、cfr等耐药基因进行持续监测有助于评估此类关键药物带来的耐药风险，并及时调整防控策略。同时，耐药基因fexA与optrA的分布高度一致，提示两者可能位于同一可移动遗传元件上，相关研究显示，optrA和fexA能够共同整合于ISVlu1衍生的可移动单元中，作为一个整体在细菌间进行转移^［32］。此外，本研究基于不同环节分离株的耐药表型和基因型符合率较高（均高于50.0%），提示本研究中菌株耐药性的产生主要由特定耐药基因介导，后期应结合全基因组测序和纵向队列设计，以更精确地揭示耐药菌沿食物链的动态传播机制。

4　结 论

本研究对石河子市鸡生产供应链中肠球菌的耐药流行情况进行系统分析。结果提示，供应链各环节肠球菌对TET、FFC及ERY高度耐药，与其对应的tetM、fexA及ermB基因检出率相符，对AMP和VAN具有较好的敏感性，养殖过程中可轮换用药或交叉用药。本研究在屠宰场环节检出较高比例的多药耐药菌株，表明屠宰加工环节极可能是耐药菌及耐药基因传播的关键环节，建议在集约化养殖中规范抗菌药物使用，并加强屠宰过程的生物安全防控，从而最大程度地减少耐药菌及耐药基因通过食物链传播的风险。

参考文献

[1] García-Solache M， Rice L B. The Enterococcus： A maodel of adaptability to its environment［J］. Clinical Microbiology Reviews， 2019， 32（2）： e00058-e00018

[2] Choi J M， Woo G J. Transfer of tetracycline resistance genes with aggregation substance in food-borne Enterococcus faecalis ［J］. Current Microbiology， 2015， 70（4）： 476-484

[3] Ali M， Tipu J H， Islam O， Raquib A， Hossain F M A， Al Mamun M， Rahman M M， Kamal A H M， Noor M. Molecular characterization of multidrug-resistant and extended-spectrum beta-lactamase （ESBL）-producing Escherichia coli isolated from Sonali chicken meat in Bangladesh ［J］. Scientific Reports， 2025， 15： 25350

[4] Que F X， Yuan J C， Xu X Y， Liu C F， Yang Y Y， Ye Y L. Prevalence and characterization of ESBL-producing diarrheagenic Escherichia coli from the poultry industry in Shanghai， China ［J］. Frontiers in Microbiology， 2025， 16： 1573614

[5] 夏盼盼， 吴慧敏， 陈万昭， 张晨晖， 兰佩聪， 刘泽鹏， 田芮， 夏利宁. 新疆某自繁自养猪场人、动物和环境中粪肠球菌、屎肠球菌的分离及耐药表型与耐药基因分析［J］. 中国兽医学报， 2024， 44 （7）： 1430-1437

[6] Xia P P， Wu H M， Chen W Z， Zhang C H， Lan P C， Liu Z P， Tian R， Xia L N. Analysis of drug resistance phenotypes and drug resistance genes of Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium isolates of human-animal-environment sources from a self-breeding pig farm in Xinjiang ［J］. Chinese Journal of Veterinary Science， 2024， 44（7）： 1430-1437 （in Chinese）

[7] 陈万昭. 新疆畜禽源耐噁唑烷酮/酰胺醇肠球菌的流行和传播机制及其肠道定植风险研究［D］. 乌鲁木齐： 新疆农业大学， 2025

[8] Chen W Z. Epidemiology， transmission mechanisms， and gut colonization risk of oxazolidinone/florfenicol-resistant Enterococcus from livestock and poultry in Xinjiang ［D］. Urumqi： Xinjiang Agricultural University， 2025 （in Chinese）

[9] 曹兴旺， 冯麟博， 李志远， 杨子为， 徐道元， 杨吉奥博， 关团， 孙志华. 石河子市部分流浪犬源肠球菌耐药性及耐药基因检测［J］. 山东农业大学学报：自然科学版， 2025， 56（2）： 236-249

[10] Cao X W， Feng L B， Li Z Y， Yang Z W， Xu D Y， Yang J B， Guan T， Sun Z H. Antimicrobial resistance and resistance gene profiling of Enterococcus derived from stray dogs in Shihezi City［J］. Journal of Shandong Agricultural University ：Natural Science Edition， 2025， 56（2）： 236-249 （in Chinese）

[11] Olsen R H， Christensen H， Bisgaard M. Transmission and genetic diversity of Enterococcus faecalis during hatch of broiler chicks［J］. Veterinary Microbiology， 2012， 160（1/2）： 214-221

[12] 陈万昭. 新疆部分地区动物源肠球菌耐药性调查及耐药基因 optrA 传播机制的研究［D］. 乌鲁木齐： 新疆农业大学， 2022

[13] Chen W Z. Antimicrobial resistance survey and study on transmission mechanism of antimicrobial resistance gene optrA of Enterococcus isolated from animals in some regions， Xinjiang［D］. Urumqi： Xinjiang Agricultural University， 2022 （in Chinese）

[14] Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing ［S］. CLSI supplement M100-S29. Wayne， PA： Clinical and Laboratory Standards Institute， 2019

[15] Lu Z X， Mclnnes R S， Allen F， Gadar K， van Schaik W. Resistance to last-resort antibiotics in Enterococci ［J］. FEMS Microbiology Reviews， 2025， 49： fuaf057

[16] Cerqueira-Cézar C K， da Cruz Encide Sampaio A N， Caron E F F， Dellaqua T T， Ribeiro L F M， Tadielo L E， de Figueiredo Pantoja J C， Viana G G F， Rossi G A M， Spanu C， Possebon F S， Pereira J G. Antimicrobial resistance in chicken meat： Comparing Salmonella， Escherichia coli， and Enterococcus from conventional and antibiotic-free productions ［J］. Microorganisms， 2025， 13（10）： 2227

[17] Fu B， Xu J， Yin D D， Sun C T， Liu D J， Zhai W S， Bai R N， Cao Y， Zhang Q， Ma S Z， Walsh T R， Hu F P， Wang Y， Wu C M， Shen J Z. Transmission of bla_NDM in Enterobacteriaceae among animals， food and human ［J］. Emerging Microbes & Infections， 2024， 13（1）： 2337678

[18] 徐琦琦， 陈月月， 李宏博， 陈万昭， 秦蕾， 王东， 夏利宁. 新疆伊犁昭苏不同动物源粪肠球菌耐药性及耐药基因检测［J］. 中国农业科技导报， 2023， 25（9）： 140-146

[19] Xu Q Q， Chen Y Y， Li H B， Chen W Z， Qin L， Wang D， Xia L N. Detection of drug resistance and drug resistance genes of Enterococcus faecalis from different animal sources in Zhaosu，Yili，Xinjiang ［J］. Journal of Agricultural Science and Technology， 2023， 25（9）： 140-146 （in Chinese）

[20] Kramer A， Schwebke I， Kampf G. How long do nosocomial pathogens persist on inanimate surfaces？ A systematic review ［J］. BMC Infectious Diseases， 2006， 6（1）： 130

[21] Laport M S， da Silva M R， Silva C C， do Carmo de Freire Bastos M， Giambiagi-deMarval M. Heat-resistance and heat-shock response in the nosocomial pathogen Enterococcus faecium ［J］. Current Microbiology， 2003， 46（5）： 313-317

[22] 吴帆， 陈程， 王桂琴. 银川地区不同动物源肠球菌耐药性比较［J］. 黑龙江畜牧兽医， 2017 （6）： 106-108

[23] Wu F， Chen C， Wang G Q. Comparison of drug resistance of Enterococcus isolated from different animal sources in Yinchuan area［J］. Heilongjiang Animal Science and Veterinary Medicine， 2017（6）： 106-108 （in Chinese）

[24] Stępień-Pyśniak D， Hauschild T， Dec M， Marek A， Brzeski M， Kosikowska U. Antimicrobial resistance and genetic diversity of Enterococcus faecalis from yolk sac infections in broiler chicks［J］. Poultry Science， 2021， 100（12）： 101491

[25] 蒋逸凡， 李岱霞， 鲍翔宇， 黎满香. 湖南省部分地区猪、鸡源粪肠球菌耐药性及多位点序列分型分析［J］. 中国动物传染病学报， 2020， 28（6）： 102-107

[26] Jiang Y F， Li D X， Bao X Y， Li M X. Drug resistance and multi-locus sequence typing of Enterococcus faecalis strains isolated from pigs and chickens in Hunan Province［J］. Chinese Journal of Animal Infectious Diseases， 2020， 28（6）： 102-107 （in Chinese）

[27] 陈杰， 唐可京， 舒文莹. 噁唑烷酮类抗菌药物临床应用指引［J］. 今日药学， 2025， 35（7）： 481-492

[28] Chen J， Tang K J， Shu W Y. Guidance and suggestions on clinical application of oxazolidinone antibacterial agents［J］. Pharmacy Today， 2025， 35（7）： 481-492 （in Chinese）

[29] Wang Y Y， Li X W， Fu Y L， Chen Y Q， Wang Y， Ye D Y， Wang C F， Hu X， Zhou L， Du J J， Shen J Z， Xia X. Association of florfenicol residues with the abundance of oxazolidinone resistance genes in livestock manures［J］. Journal of Hazardous Materials， 2020， 399： 123059

[30] Kang Z Z， Lei C W， Kong L H， Wang Y L， Ye X L， Ma B H， Wang X C， Li C， Zhang Y， Wang H N. Detection of transferable oxazolidinone resistance determinants in Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium of swine origin in Sichuan Province， China［J］. Journal of Global Antimicrobial Resistance， 2019， 19： 333-337

[31] Nüesch-Inderbinen M， Biggel M， Haussmann A， Treier A， Heyvaert L， Cernela N， Stephan R. Oxazolidinone resistance genes in florfenicol-resistant enterococci from beef cattle and veal calves at slaughter［J］. Frontiers in Microbiology， 2023， 14： 1150070

[32] Lin C， Feng Y X， Xie X J， Zhang H Y， Wu J， Zhu Y X， Yu J， Feng J Y， Su W， Lai S M， Zhang A Y. Antimicrobial resistance characteristics and phylogenetic relationships of pleuromutilin-resistant Enterococcus isolates from different environmental samples along a laying hen production chain［J］. Journal of Environmental Sciences， 2024， 137： 195-205

[33] Chen W Z， Wang Q J， Wu H M， Xia P P， Tian R， Li R C， Xia L N. Molecular epidemiology， phenotypic and genomic characterization of antibiotic-resistant enterococcal isolates from diverse farm animals in Xinjiang， China ［J］. Science of The Total Environment， 2024， 912： 168683

[34] Li J K， Yang L， Huang X L， Wen Y P， Zhao Q， Huang X B， Xia J， Huang Y， Cao S J， Du S Y， Wu R， Zou L K， Yan Q G， Han X F. Molecular characterization of antimicrobial resistance and virulence factors of Enterococcus faecalis from ducks at slaughterhouses［J］. Poultry Science， 2022， 101（4）： 101646

[35] 宋辉辉， 孙志华， 洪娟， 赖华敏， 任子宁， 易灵娴， 林欣， 俞道进. 猪源性肠球菌耐药性与抗锌性的相关性［J］. 福建农林大学学报：自然科学版， 2025， 54（1）： 100-109

[36] Song H H， Sun Z H， Hong J， Lai H M， Ren Z N， Yi L X， Lin X， Yu D J. Correlation analysis between drug and zinc resistance of porcine Enterococcus ［J］. Journal of Fujian Agriculture and Forestry University ：Natural Science Edition， 2025， 54（1）： 100-109 （in Chinese）

[37] Noh E B， Bin Kim Y B， Seo K W， Son S H， Ha J S， Lee Y J. Antimicrobial resistance monitoring of commensal Enterococcus faecalis in broiler breeders［J］. Poultry Science， 2020， 99（5）： 2675-2683

[38] Ahmad A， Ghosh A， Schal C， Zurek L. Insects in confined swine operations carry a large antibiotic resistant and potentially virulent enterococcal community［J］. BMC Microbiology， 2011， 11（1）： 23

[39] Bender J K， Fleige C， Klare I， Fiedler S， Mischnik A， Mutters N T， Dingle K E， Werner G. Detection of a cfr（B） variant in german Enterococcus faecium clinical isolates and the impact on linezolid resistance in Enterococcus spp .［J］. PLoS One， 2016， 11（11）： e0167042

[40] Brenciani A， Morroni G， Schwarz S， Giovanetti E. Oxazolidinones： Mechanisms of resistance and mobile genetic elements involved［J］. Journal of Antimicrobial Chemotherapy， 2022， 77（10）： 2596-2621

[41] Yang Q， Wang X， Schwarz S， Zhu Y， Zhang W. Identification of ISVlu1-derived translocatable units containing optrA and/or fexA genes generated by homologous or illegitimate recombination in Lactococcus garvieae of porcine origin［J］. Veterinary Microbiology， 2024， 292： 110048

基金资助

新疆维吾尔自治区人才发展基金-天池英才培养计划(CZ004309)

石河子大学校级高层次人才项目(RCZK202455)

新疆维吾尔自治区人才发展基金-天池英才培养计划(CZ004312)

石河子大学校级高层次人才项目(RCZK202454)