氧是人类生存所必需的,但越来越多的证据表明氧毒性的存在,高氧可导致机体损害
[1]。新生儿作为发育中的个体,对高氧更为敏感,现已明确,不恰当地给予氧疗导致的高氧血症与新生儿不良预后密切相关
[2-4]。既往研究多聚焦于早产儿视网膜病、慢性肺疾病与高氧的相关性
[5-6]。近年研究则证实,高氧对发育中的脑可造成不可逆的损伤,其损伤程度和易感部位与吸入氧浓度、高氧暴露的时间及脑成熟程度等因素相关,是导致新生儿神经系统不良预后的重要因素之一
[7-9]。高氧不仅可造成神经细胞死亡,还会干扰脑发育过程,破坏发育中脑的神经可塑性及髓鞘发育
[10-12]。本研究组既往研究发现,高氧暴露导致新生大鼠海马区mRNA表达谱发生显著变化,这与包括突触形成在内的多条信号通路相关
[13]。
突触是神经元之间实现功能联系的关键部位,也是信息传递的核心结构。在脑发育过程中,正常突触的建立是神经系统构筑的基础,而突触发育异常将造成脑发育和功能的异常。根据突触传导的性质,分为兴奋性突触和抑制性突触,在脑发育早期,以兴奋性突触占优势。海马作为参与学习、记忆及定向转换的重要脑区,有密集的突触
[14]。在发育中的海马区,N-甲基-D-天冬氨酸受体(N-methyl-D-aspartate receptor, NMDAR)作为兴奋性神经递质谷氨酸的主要受体之一,除参与兴奋性突触传导之外,还与神经元网络活动和认知、神经系统的发育、学习和记忆密切相关
[15-17],NMDAR1是构成NMDAR的基础亚单位,而大麻素受体1(cannabinoid receptor 1, CB1R)、突触后致密物(postsynaptic density, PSD)95及突触素(synapsin, SYN)等突触相关分子则与NMDAR1功能调节密切相关,深度参与脑发育过程
[18]。高氧是否直接影响这些分子的表达,从而参与高氧性脑损伤,其机制尚不清楚。本研究通过建立新生大鼠高氧暴露模型,研究上述分子在新生大鼠海马区的表达变化,旨在进一步阐明高氧所致发育中脑损伤的机制。
1 材料与方法
1.1 新生大鼠高氧暴露模型的建立及实验分组
取1日龄新生Sprague-Dawley大鼠(湖南斯莱克景达实验动物有限公司),制作新生大鼠高氧暴露模型
[19-22],依据是否吸入高氧,将大鼠分为高氧组和对照组,每组各8只。高氧组持续吸入高浓度氧气(医用制氧机:欧格斯,型号OZ-5-01TWO),氧浓度维持在80%±5%(v/v)(氧浓度测定仪:艾普,型号CY-12C),对照组为同日龄吸入空气的新生大鼠。每组取4只新生大鼠分离海马组织,分别提取蛋白和RNA,用于蛋白印迹和实时定量PCR实验;每组另取4只新生大鼠的脑组织用于苏木精-伊红(hematoxylin-eosin, HE)和免疫组织化学染色。
1.2 HE染色
于高氧吸入后1、3、7 d断头取脑,每组大脑半球经4%多聚甲醛固定24 h,冲洗后脱水、透明、石蜡包埋。切片机切取4 μm厚切片,干燥后先后置于二甲苯Ⅰ、二甲苯Ⅱ中脱蜡,再经梯度乙醇水化。采用HE染色试剂盒(北京索莱宝科技有限公司)对切片进行染色。
1.3 实时荧光定量PCR
采用RNA提取试剂盒(湖南艾科瑞生物工程有限公司)提取总RNA,Nanodrop 2000超微量分光光度计(Thermo,美国)测定总RNA的浓度和纯度,所有样本的光密度(optical density, OD)260/OD280比值为1.8~2.0。按照EvoM-MLV反转录试剂盒(湖南艾科瑞生物工程有限公司)说明书进行反转录。
定量PCR操作按照SYBR Green Premix Pro TaqHS试剂盒(湖南艾科瑞生物工程有限公司)说明书进行,反应体系(20 μL):10 μL SYBR Green Premix Pro TaqHS Premix(Rox Plus)、上、下游引物各0.4 μL、0.5 μL ROX参比染料、2 μL cDNA模板、6.7 μL灭菌用水,引物序列见
表1。应用实时荧光定量PCR仪(ABI QuantStudio 6 Flex, ThermoFisher, 美国)进行定量PCR,循环参数为95℃预变性30 s,95℃变性5 s,55℃、72℃退火延伸30 s,共40个循环。以GAPDH为内参,计算双孔Ct值均值,采用2
-ΔΔCt法计算相对表达量。实验独立重复3次。
1.4 蛋白质印迹法
海马标本剪碎后置于RIPA裂解液(1% Triton X-100、1% sodium deoxycholate、0.1% SDS),冰上裂解20 min;粉碎打匀后再次冰上裂解30 min,4℃、13 000 r/min离心10 min,取上清。采用紫外吸收法测定蛋白浓度,按比例加入5×加样缓冲液后,经10% SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳分离,每条泳道上样30 μg(15 μL),两侧泳道加蛋白marker。用半干法转蛋白至PVDF膜,5%脱脂奶封闭1 h后,加入一抗[兔抗大鼠NMDAR1(长沙艾碧维生物科技有限公司)、CB1R(Protein Tech,美国为)、PSD95(Protein Tech,美国)(均1∶500),兔抗SYN(Protein Tech,美国;1∶200),兔抗大鼠β-actin(Protein Tech,美国;1∶3 000)],4℃孵育过夜;用TBST洗膜后,加入辣根过氧化物酶标记二抗[山羊抗兔多克隆抗体(Protein Tech,美国);1∶1 000],室温孵育2 h。TBST洗膜后加ECL发光液,数字凝胶成像系统扫描,运用Image J软件分析条带灰度值,以目的蛋白与内参蛋白β-actin灰度值比值表示目的蛋白相对表达量。实验独立重复3次。
1.5 免疫组化染色
取双侧大脑半球制作石蜡切片,经3%过氧化氢灭活内源性过氧化物酶、正常山羊血清封闭1 h后,滴加一抗[兔抗大鼠NMDAR1、CB1R(均1∶500),PSD95(1∶200)、SYN(1∶100)],4℃孵育过夜;加入辣根过氧化物酶标记二抗(山羊抗兔,1∶1 000),室温孵育30 min。DAB显色法显色后树胶封片。于光学显微镜下选取海马区细胞分布均匀的视野(每只大鼠选取2个)进行观察。采用Image J软件测定平均光密度(average optical density, AOD)值,代表目的蛋白表达水平。
1.6 统计学分析
采用GraphPad Prism 10.2.3、SPSS 27.0统计软件进行数据分析,计量资料以均数±标准差()表示,两组间比较采用独立样本t检验。P<0.05表示差异有统计学意义。
2 结果
2.1 高氧对新生大鼠海马区病理改变的影响
对照组和高氧组大鼠在实验过程中无死亡,无惊厥发作,无运动异常。HE染色结果显示,高氧暴露7 d时,高氧组海马区神经元密度降低,排列紊乱。见
图1。
2.2 高氧暴露对新生大鼠海马区NMDAR1表达的影响
实时荧光定量PCR结果显示,高氧暴露3 d时,高氧组NMDAR1 mRNA表达水平明显低于对照组(
P<0.05);高氧暴露1 d、7 d时,对照组与高氧组NMDAR1 mRNA表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。蛋白质印迹法结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组NMDAR1蛋白表达水平低于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,高氧组NMDAR1蛋白表达水平高于对照组(
P<0.05)。免疫组化结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组NMDAR1 AOD值低于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,高氧组NMDAR1 AOD值高于对照组(
P<0.05)。见
表2、
图2。
2.3 高氧暴露对新生大鼠海马区CB1R表达的影响
实时荧光定量PCR结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组CB1R mRNA表达水平低于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,两组CB1R mRNA表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。蛋白质印迹法结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组CB1R蛋白表达水平低于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,高氧组CB1R蛋白表达水平高于对照组(
P<0.05)。免疫组化结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组CB1R AOD值低于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,高氧组CB1R AOD值高于对照组(
P<0.05)。见
表3、
图3。
2.4 高氧暴露对新生大鼠海马区SYN表达的影响
实时荧光定量PCR结果显示,高氧暴露3 d时,高氧组SYN mRNA表达水平低于对照组(
P<0.05),高氧暴露1 d、7 d时,两组SYN mRNA表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。蛋白质印迹法结果显示,高氧暴露1 d、3 d时,高氧组SYN蛋白表达水平高于对照组(
P<0.05);高氧暴露7 d时,两组SYN蛋白表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。免疫组化结果显示,3个时间点高氧组SYN AOD值高于对照组(
P<0.05)。见
表4、
图4。
2.5 高氧暴露对新生大鼠海马区PSD95表达的影响
实时荧光定量PCR结果显示,与对照组相比,3个时间点高氧组PSD95 mRNA表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。蛋白质印迹法结果显示,高氧暴露3 d时,高氧组PSD95蛋白表达水平高于对照组(
P<0.05);高氧暴露1 d、7 d时,两组PSD95蛋白表达水平比较差异无统计学意义(
P>0.05)。免疫组化结果显示,高氧暴露3 d、7 d时,高氧组PSD95 AOD值高于对照组(
P<0.05),高氧暴露1 d时,两组PSD95 AOD值比较差异无统计学意义(
P>0.05)。见
表5、
图5。
3 讨论
高氧对发育中脑的损害,在早产儿中与脑室周围白质软化、颅内出血发生率增高密切相关
[7-9];而足月儿应用高氧复苏时,长期不良神经系统预后的发生率明显高于应用空气复苏者
[23]。将体外培养的少突胶质细胞前体细胞暴露于高氧下,其增殖、分化受阻,死亡增加,会导致脑白质发育障碍
[24-25]。本研究中,HE染色结果显示,持续高氧暴露7 d时海马区神经元密度明显降低,进一步证实了高氧对发育中脑损伤的影响。
高氧引起发育中脑损伤的机制复杂,目前研究认为氧自由基损伤、发育中脑抗氧化能力不足、炎症过程、细胞活动及基因表达调控的异常等均可能参与其中
[26-28]。研究发现,NMDAR1及其突触相关分子在对高氧敏感的海马区表达,与兴奋性突触功能、脑发育及脑功能密切相关
[29-31]。在发育中的海马区,突触前膜释放谷氨酸,可激活突触后膜的NMDAR1,诱导突触后电位产生。同时,NMDAR1激活会使突触后膜内环氧化酶-2表达上调,后者催化花生四烯醇甘油产生内源性大麻素;内源性大麻素通过突触前膜的CB1R,下调细胞内钙离子浓度,从而抑制谷氨酸释放,负反馈调节NMDAR1活性
[32-33]。研究表明,当NMDAR1表达低下或功能受抑时,会损害认知功能,引发癫痫发作、神经系统炎症等
[34-37],而NMDAR1过度激活时,会引发精神疾病、亨廷顿舞蹈病等,导致肌肉协调能力和认知能力下降,造成不可逆的脑损伤
[38-39]。生理状态下,CB1R的表达可增强情绪与学习的可塑性
[40],而CB1R过度激活则可能影响N-甲基-D-天冬氨酸(N-methyl-D-aspartate, NMDA)能突触的持续重塑,扰乱大脑的发育与成熟
[41]。本研究显示,高氧暴露1 d和3 d时,新生大鼠海马区NMDAR1蛋白表达下调,这会抑制NMDAR1的功能;但不排除在高氧暴露下,谷氨酸释放增加可过度激活突触后膜的NMDAR1并产生兴奋毒性损害,机体通过下调NMDAR1的表达以减轻损害。高氧暴露1 d和3 d时,CB1R蛋白和mRNA表达下调,可能是机体对NMDA能突触功能的自我调节。高氧暴露7 d时,NMDAR1和CB1R蛋白表达同步上调,可能为代偿性调整。
SYN是存在于轴突末梢的纤维状磷酸蛋白,与突触小泡之间及突触小泡与细胞骨架之间的交联相关,可促进突触前膜谷氨酸突触囊泡的运动和释放,进而调控突触功能
[42]。本研究显示,高氧暴露1 d和3 d时,SYN蛋白表达上调,这会促进突触前膜释放谷氨酸,其意义与CB1R蛋白表达下调相似,即通过促进谷氨酸释放,拮抗因NMDAR1下调导致的NMDA能突触功能降低。
PSD95蛋白主要定位于神经元突触后膜的PSD区,通过与突触后膜的NMDAR1结合,调节抑制性和兴奋性突触数量的平衡,增加突触稳定性,是突触成熟的关键调节因子
[43]。本研究发现,高氧暴露3 d时,PSD95蛋白表达上调,但由于NMDAR1表达下调,其未必能增强突触功能;此外,PSD95蛋白还可与其他蛋白质相互作用,形成信号复合物,从而调控突触功能。
研究发现,上述分子除参与调节突触功能外,还可通过调控突触可塑性参与海马区的正常发育,且这一过程具有时空特异性
[44-45]。本研究发现,长期高氧暴露可改变上述蛋白的表达水平,其是否会对脑发育产生长期影响,仍需进一步深入研究。
本研究中,高氧暴露下新生大鼠海马区NMDAR1、CB1R、PSD95及SYN的mRNA与蛋白表达在相同时间点变化不完全一致,这可能因高氧对这些分子的影响不仅作用于转录水平,还涉及mRNA翻译及修饰过程,体现其对脑内蛋白表达调节的复杂性;亦可能因所选时间点局限导致结果偏倚。
综上所述,持续高氧暴露可影响新生大鼠海马区NMDAR1及其突触相关分子CB1R、PSD95及SYN的表达,且呈时间依赖性,这一变化可能参与高氧所致的发育期脑损伤,提示应避免发育中脑组织长期处于高氧环境。
湖南省自然科学基金(2022JJ30068)