传染性造血器官坏死病（infectious hematopoietic necrosis, IHN）是由传染性造血器官坏死病毒（infectious hematopoietic necrosis virus, IHNV）引起的急性、败血性、高致死性传染病，主要感染大西洋鲑、虹鳟、银鲑等多种鲑鳟鱼类，鱼苗感染后3~7 d内发生大量死亡，死亡率高达90%以上
[1]。该病于20世纪40年代在美国首次报道，此后在欧洲、亚洲多个国家和地区暴发流行
[2]。我国自20世纪80年代从国外引进虹鳟苗种以来，辽宁、青海、甘肃、新疆等地养殖场均有该病发生，造成重大经济损失
[3]。随着我国鲑鳟鱼养殖规模不断扩大，该病已成为制约产业健康发展的重要因素之一。
目前针对IHN尚无有效的治疗药物，防控需坚持“预防为主，综合防治”的原则。本文系统梳理了IHN的诊断方法及综合防治措施，旨在为水产养殖一线技术人员和养殖从业者提供技术参考。
1 病原特征
IHNV属于弹状病毒科（Rhabdoviridae）、诺拉弹状病毒属（
Novirhabdovirus），为有囊膜的单股负链RNA病毒，病毒粒子呈子弹状；其基因组全长约为11 kb，编码核蛋白（N）、磷蛋白（P）、基质蛋白（M）、糖蛋白（G）和RNA依赖的RNA聚合酶（L）共6种蛋白
[4]。其中，糖蛋白（G）是IHNV的主要抗原蛋白，基于G基因系统发育分析，IHNV分为5个主要基因型（U、M、L、E、J），不同的基因型具有明显的地域聚集性。我国既往流行株以J基因型为主，但西南地区已分离到U基因型毒株，提示外源毒株输入和本土流行株并存的分子流行病学特征
[5]。此外，有研究从白斑红点鲑（
Salvelinus leucomaenis）中分离到1种IHNV新型毒株（H202217），并证实其对虹鳟具有中等致病力，提示IHNV的宿主谱与毒力谱仍在持续演化
[6]。
环境适应性方面，IHNV对酸和有机溶剂敏感，但在低温淡水环境中可长时间保持感染性。这一特性与其在鲑鳟养殖水体中的持续存在和传播密切相关，也增加了养殖环境消毒和净化的难度。
2 流行病学特征
2.1 宿主易感性
IHN是一种高度接触性传染病，主要易感宿主为鲑科鱼类，其中鱼苗和幼鱼最为易感，且死亡率较高；成鱼多呈隐性感染，在运输、分级、倒池等应激条件下可发病并排毒。IHNV感染后主要靶向肾脏、脾脏等造血组织，并在其中增殖，这些器官是现场采样与监测的重点部位。
2.2 传播途径
IHN以水平传播为主，感染鱼在发病前后可通过排泄物或黏液向水体排毒，健康鱼经鳃和体表接触污染水体而感染。养殖过程中，共用孵化用水、不同批次混养、器具与运输工具交叉使用等高风险操作，会扩大IHN的传播，可能导致不同养殖单元之间的交叉污染和跨池扩散。
此外，IHNV也可经亲鱼精卵或附着于卵表发生垂直传播，使病毒在子代中持续存在。
2.3 流行特点
IHN的流行具有明显的温度与年龄依赖性：该病在鱼苗和幼鱼中更易暴发且死亡率高；低温环境可延长病毒在水体中的感染性及鱼体的带毒时间。研究表明，在6、10、15 ℃条件下，IHNV感染硬头鳟后95 d的累计死亡率分别为55.8%、39.5%和24.0%
[7]。IHNV感染后可在鱼体（如皮肤）中持续存在长达215 d，这也是部分养殖场IHN疫情反复暴发的重要原因
[8]。
遗传变异方面，1项对四川虹鳟IHNV SCCD分离株与国内99株IHNV流行株的遗传分析表明，SCCD分离株与四川当地毒株YZH140529遗传距离最近，与辽宁U型株遗传距离较远，表明我国不同养殖区域的IHNV存在明显的区域分化及持续演化特征
[9]。
3 临床症状
IHN发病早期，病鱼表现为离群、反应迟钝、食欲减退。中期典型症状包括体色发黑、眼球突出、鳃丝贫血发白、腹部膨大（腹水）、肛门红肿并拖有黏液状假管（伪粪）；部分病鱼出现异常游泳行为，如间歇性狂游、打转或螺旋式游动。疾病后期，病鱼衰弱，常漂浮于水面或聚集池边，继而迅速死亡
[5]。
4 病理剖检
病鱼剖检可见内部器官出现显著病变：肝脏、肾脏、脾脏因贫血和坏死而颜色苍白；腹腔内充满淡黄色或血色腹水；肠道内无食物残留，但有黏液、肌肉、脂肪组织，且腹膜可见点状出血
[10]。头肾和脾脏是IHNV攻击的主要靶器官，病变更为显著，在剖检时应重点观察和采样。
需要强调的是，上述临床和病理表现并非IHN所独有，易与其他鲑鳟病毒病混淆，例如病毒性出血性败血症（VHS）和传染性胰脏坏死病（IPN）也可引起类似的出血和死亡。因此，现场观察只能作为初步诊断的疑似依据，确诊必须结合病毒分离培养或分子生物学检测等进行进一步鉴别，以制定精准的防控策略。
5 实验室诊断
5.1 病毒分离培养
病毒分离培养是诊断IHN的“金标准”。通常将病鱼的组织匀浆液接种到EPC、FHM等敏感细胞系，于15 ℃下培养，观察特征性细胞病变效应（CPE），并结合免疫学或分子生物学方法进行病毒鉴定。受感染细胞通常在2~5 d内出现典型的CPE，表现为细胞变圆、聚集、脱落
[11]。该方法特异性高，但耗时较长，且对操作人员技术和实验室条件要求较高，难以满足大规模快速监测的需求。
5.2 组织病理学检查
组织病理学检查可作为IHN的辅助诊断手段，通过组织切片观察造血组织坏死情况，为诊断提供支持性依据。IHN的典型病变主要包括肾脏、脾脏等组织变性坏死，造血细胞减少或崩解，可见核固缩、核碎裂等坏死改变。该方法可为病毒分离和分子检测结果提供形态学佐证，但时效性差、对样品质量依赖性强，难以满足现代水产养殖业快速、高通量的诊断需求。
5.3 分子生物学检测
分子生物学诊断技术以逆转录聚合酶链式反应（RT-PCR）及实时荧光定量PCR（RT-qPCR）为核心。其中，RT-qPCR是世界动物卫生组织（WOAH）推荐的标准方法，具有较高灵敏度和特异性，适用于苗种检疫、疑似病例确诊和流行病学监测。Batts等
[12]建立的U/M多重RT-rPCR在北美成体鲑中的诊断敏感性超过94%、诊断特异性超过97%，且可同步区分U和M基因型，为流行株的快速分型提供了有效依据。
近年来，等温扩增技术和基于CRISPR/Cas的检测技术发展迅速。基于逆转录交叉引物扩增的侧向层析试纸条检测法（RT-CPA-LFA）操作简便，可于5 min内实现结果可视化，但其检测限（LOD）为3.28×10⁵ copies/μL，灵敏度相对较低，建议用于现场初筛，且阳性样本需复核
[13]。RT-RPA+CRISPR/Cas12a的检测流程约1 h，LOD可达9.5 copies/μL，对牙鲆弹状病毒（HIRRV）与病毒性出血性败血症病毒（VHSV）无交叉反应，临床样本检测结果与常规RT-PCR具有较高的一致性
[14]。RT-RAA联合侧向层析试纸条（RT-RAA-LFD）也可应用于IHNV的快速检测，作为基层快速初筛的补充技术路线
[15]。
5.4 血清学与免疫学检测
酶联免疫吸附试验（ELISA）和免疫荧光抗体技术（IFAT）可分别用于抗体检测和抗原定位，在成鱼隐性感染筛查、流行病史追溯及免疫效果评价中具有重要价值。2025年报道的IHNV抗原特异性DAS-ELISA以N蛋白单克隆抗体为基础，检测限为10
3 TCID
50/mL，对多种IHNV分离株无交叉反应；在293份临床样品的检测中，该方法与WOAH参考方法比对的一致率为92.83%，说明免疫学方法正从辅助调查向临床高通量筛查拓展
[16]。然而，抗体形成存在时间窗，因此急性早期病例仍应以RT-qPCR或病毒分离培养为主要诊断手段，血清学结果宜作为辅助参考。
6 防治措施
IHN目前缺乏经监管批准的特效抗IHNV药物，因此其防控核心在于苗种来源控制、生物安全分区、环境消毒、科学饲养管理等综合预防措施。
6.1 苗种引进与消毒
严禁从疫区引进苗种。苗种引进前应查验检疫证明、IHNV检测报告及来源场地的流行病学记录；引进后应隔离暂养或孵化，并在放养前抽检采集肝、脾、肾、脑等组织或整鱼匀浆进行IHNV检测，确认无异常且检测结果为阴性后方可进入生产区。
新引进的鱼卵建议采用聚维酮碘进行表面消毒，按WOAH推荐流程操作：先使用无病原0.9%~1.1%生理盐水预冲洗30~60 s，去除有机物；随后将鱼卵浸入含100 mg/L有效碘的碘伏溶液中浸泡10 min以上，卵与碘液体积比应≤1∶4；再用无病原生理盐水冲洗30~60 s，最后置于无病原水体中孵化
[17]。所有溶液均应以无病原水配制，pH偏低可用NaHCO
3调节。此外，由于卵表面消毒无法完全阻断垂直传播风险，应同时配合亲鱼净化、分区生产等措施。
6.2 生物安全管理
养殖生产中应重点落实车辆消毒、防鸟网设置及分区管理与器具专用等关键控制点，严控外源病原输入与内部交叉传播。场区水源建议采用过滤与紫外线照射相结合的处理方式，以降低病原经水体输入的风险。WOAH指出，IHNV在水环境中可被紫外线快速灭活，如日照UV-A/UV-B条件下在数小时内即可显著失活。此外，网具、容器、运输用具等设备按消毒规程进行浸泡消杀，并建立进出场消毒闭环管理制度。
6.3 疫苗免疫
基于我国分离株构建的DNA疫苗（含自设计CpG佐剂）在虹鳟中可诱导IgM等抗体及Mx-1、IFN等抗病毒免疫因子的免疫应答，相对保护率（RPS）约为94.74%
[18]，可作为苗种培育阶段的免疫方案参考。但其在不同养殖模式下的适用性、免疫持续期及推广可行性仍有待进一步验证。
6.4 饲养管理
1）水质与温度调控。养殖过程中需对水温、溶解氧、pH、氨氮、亚硝酸盐及悬浮物等水质指标进行综合调控，并通过换水、清除残饵等措施降低水体有机负荷，减少环境胁迫。其中，溶解氧与水温管理尤为关键，溶解氧宜维持在（8.5±0.5） mg/L。研究显示，低温环境更有利于IHNV存活，而温度升高可显著限制不同分离株的复制，并影响体内毒力试验结果，提示温度管理与季节性风险评估应纳入防控方案
[19]。鱼体在12~13 ℃易感性较高，而在16~17 ℃更有利于维持免疫稳态、降低易感性。因此，应将养殖水温尽可能稳定至≥15 ℃，优选16~17 ℃，以降低发病风险
[20]。
2）养殖密度控制。针对IHNV感染的养殖密度试验显示，将幼虹鳟在20~40 kg/m³高密度与4~8 kg/m³低密度下饲养21 d，部分应激指标在第14天出现差异，但对IHNV暴露后的死亡率影响不显著，提示养殖密度管理应以减少慢性应激与损伤为目标，而不应简单认为降低密度即可显著降低IHNV致死风险
[21]。在半集约化虹鳟池塘养殖中，体重100 g以上虹鳟的养殖密度建议控制在10~25 kg/m³；IHN高风险季节或发病地区，养殖场不宜盲目提高养殖密度，应在保障水质和供氧的基础上适当降载。同时，应减少分筛、捕捞、转池、称重和运输等人为操作频次，以降低机械损伤和应激反应。
3）免疫增强与应激缓解。在运输、分级、倒池等操作前后，可采用饲料免疫调节方案来缓解应激并提升抗病毒能力。研究表明，在日粮中添加1%或2%香菇多糖，连续投喂28 d后再进行攻毒，可显著降低肠道IHNV相关基因表达并提高存活率
[22]；添加20 g/kg中草药复方，连续投喂35 d后攻毒，IHNV G蛋白基因相对表达最低，抗氧化与免疫指标明显改善
[23]。但上述结果多基于试验条件获得，生产应用效果仍需结合养殖环境、投喂管理和毒株差异进一步评估。
6.5 药物防治
目前尚无针对IHNV感染的特效治疗药物。该病可引起肠道黏膜损伤与菌群失衡，存在继发细菌感染风险，因此药物防治的重点在于抗病毒制剂的辅助应用以及对继发感染的控制。
抗病毒方面，近年来出现有应用前景的候选小分子药物千金藤碱（tetrandrine），其体外抑制IHNV的半数抑制浓度（IC
50）=0.327 4 μmol/L；体内按5 mg/kg口服预处理，可降低IHNV载量并提高虹鳟存活率
[24]。
确诊或高度怀疑继发细菌感染时，应严格遵循兽药说明书使用抗菌药物，避免经验性滥用导致耐药风险。推荐药物包括：①氟苯尼考粉/注射液。10~15 mg/（kg·d）拌饵投喂，连用3~5 d，休药期375（℃·d）；②恩诺沙星粉（水产用）。10~20 mg/（kg·d）拌饵投喂，连用5~7 d，休药期500（℃·d）；③盐酸多西环素粉（水产用）。20 mg/（kg·d）拌饵投喂，连用3~5 d，休药期750（℃·d）。实际生产中应建立完整用药记录，并按水温准确计算休药期，休药期天数＝度日÷平均水温，以此确保水产品质量安全
[25-26]。
7 结 语
IHN是鲑鳟鱼类苗种阶段的重要病毒性疫病，目前缺乏特效治疗手段，以预防为主。其防控核心在于构建涵盖引种检疫、鱼卵消毒、水源与器具消毒、饲养管理等环节的全流程生物安全体系。生产上应从源头把控苗种与亲鱼健康，规范临床检查、剖检及采样流程，并建立以死亡率和摄食变化为核心的监测预警机制。一旦出现疑似疫情，应立即隔离封控、无害化处理并彻底消毒；同时结合实验室检测结果，指导继发细菌感染的规范用药。未来应进一步推动现场快速检测技术标准化，推进适配主流基因型的国产疫苗研发及生物安全体系建设，在降低发病和死亡风险的同时，提高我国鲑鳟产业对IHN的持续防控能力。
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