0 引 言
香溪河是三峡库区的典型支流,其消落带周期性水位涨落形成了独特的水陆交替环境,目前已表现出一定的镉(Cd)污染风险
[1]。Cd是一种广泛存在于陆地和水生生态系统中的有毒微量重金属元素,对动植物具有严重的毒害作用
[2]。Cd在土壤环境中具有较低的吸附亲和力与较强的解吸潜能,土壤中赋存的Cd被认为是极不稳定的有毒元素之一
[3]。土壤酸度增强导致活性Cd增加,提高了植物对Cd的吸收能力,同时加剧Cd溶解对地表水和地下水的污染,进而增加人体对Cd的暴露风险
[4]。土壤酸缓冲容量(Acid Buffer Capacity,ABC)指单位质量土壤的pH值降低1个单位所需酸量,是衡量土壤酸缓冲能力的关键参数,决定了土壤在酸化过程中pH值变化的速度和幅度
[5]。香溪河消落带土壤表现出酸缓冲容量异质性,其酸缓冲容量主要由初始pH值、碳酸钙(CaCO
3)含量和有机质含量决定,并通过影响Cd的吸附-解吸过程及其生物活性驱动Cd在土壤-植被中的迁移和转化
[6]。
磷石膏(Phosphogypsum,PG)作为一种工业固废资源化利用产物,被用于土壤改良,能够调节土壤pH值、补充土壤养分并促进作物的生长
[7]。一方面,PG含有大量残留的磷酸和硫酸,具有强酸性(pH≈3.00),可有效降低土壤pH值,促进土壤Cd溶出;另一方面,磷石膏中的钙和硫酸根沉淀物可通过吸附和共沉淀作用抑制土壤中Cd的活性
[8]。磷石膏中的SO
42-离子还可被硫酸盐还原菌还原为S
2-,进而与Cd
2+离子形成沉淀,抑制土壤Cd的释放
[9]。土壤含有植物来源的溶解性有机质(Dissolved organic matter,DOM),DOM中的官能团对Cd具有较高的亲和力,易与Cd发生络合反应,促进Cd的迁移
[10]。DOM和磷石膏均会影响土壤Cd的迁移和转化,两者协同对土壤Cd的活性呈现出拮抗或促进作用。目前,DOM和磷石膏同时作用于不同酸缓冲容量的Cd污染土壤时,土壤系统的理化性质改变和Cd的活动特征及相互驱动关系尚不明确,土壤Cd溶出、再稳定以及生物有效性需要进一步深入研究。
本文通过向采自香溪河消落带的两种不同酸缓冲容量土壤中添加DOM和磷石膏,考察土壤/水体的理化性质、DOM特征和Cd浓度等的变化,旨在探究DOM和磷石膏共同作用下不同酸缓冲容量土壤Cd的溶出与再稳定过程及其机制,揭示Cd溶出再稳定和生物有效性的主要驱动因子及其相互关系。
1 实验部分
1.1 实验材料
于2022年6月,在湖北省宜昌市兴山县峡口镇香溪河消落带采集两个位点(H土壤:110°46′12″E, 31°59′34″N;L土壤:E 110°46′00″E,32°00′00″N )的表层土壤(0~20 cm)。两个位点土壤在形成消落带前均为水稻田土壤,其pH值存在明显差异,土壤理化性质见
表1。土壤风干后研磨过筛(孔径2 mm),与硝酸镉充分混匀,保持持水量70%,钝化90 d,得到Cd含量1.39 mg/kg的污染土壤。采集样点附近新鲜的杂草,洗净后用蒸馏水浸泡3 d,经0.45 μm醋酸纤维滤膜过滤,得到植物浸提液,将其浓度调节至11.43 mg/L,作为DOM溶液。
磷石膏购自湖北宜化化工公司,其理化性质见
表2[1]。磷石膏研磨后过0.075 mm孔径筛,采用X射线荧光光谱(XRF)与X射线衍射光谱(XRD)分别对其化学成分和矿物成分进行分析。磷石膏中检出元素
[1]包含:钙(Ca,54.360%)、硫(S,36.993%)、硅(Si,6.625%)、铁(Fe,0.637%)、锶(Sr,0.622%)、钾(K,0.351%)、钡(Ba,0.219%)、钛(Ti,0.159%)、铜(Cu,0.033%),共9种。磷石膏的主要晶相为二水合硫酸钙(CaSO
4·2H
2O)和二氧化硅(SiO
2)。Ca与S是CaSO₄·2H₂O的关键组成元素,化学性质稳定,无毒无害,是磷石膏资源化利用的基础成分。Si、Fe、K、Ti为常见地壳元素,含量低且环境迁移性极弱,无污染风险。磷石膏中Sr的毒性远低于其他重金属,当前含量无显著风险。重金属Ba和Cu在磷石膏中总量极低,浸出风险小。
1.2 实验方法
1.2.1 土壤溶出实验
分别设置以下4个处理:①蒸馏水(空白对照);②DOM溶液(11.43 mg/L);③磷石膏(30 g/kg);④DOM溶液(11.43 mg/L)+磷石膏(30 g/kg)。两组土壤分别记为H组(H-CK、H-DOM、H-PG、H-DOM/PG)和L组(L-CK、L-DOM、L-PG、L-DOM/PG),每个处理设置3个重复(图1(a)(b))。预实验结果表明,水土比为10∶1并淹水12 h,土壤Cd的溶出量最大。随着磷石膏添加量的增加,土壤Cd溶出量相应增多,但过量添加会对土壤造成负面影响。称取120 g风干老化土壤样品至1.5 L容器中,加入1.2 L蒸馏水/DOM溶液进行淹水培养。淹水共设置3个周期,每个周期24 h,前12 h处于淹水状态,后12 h处于落干状态。每次淹水结束时测定上覆水理化性质,并收集全部上覆水。50 mL上覆水用于测定DOM特征和Cd浓度,剩余部分用于水体Cd再稳定实验。3次淹水结束后,保持水土共存状态进行水稻栽培实验。
1.2.2 水体Cd再稳定实验
将各处理的上覆水混合,用定性滤纸过滤除去杂质,共得到8个不同处理水样。将水样置于透明玻璃瓶中进行水体培养,分别标记为HW组(HW-CK、HW-DOM、HW-PG、HW-DOM/PG)和LW组(LW-CK、LW-DOM、LW-PG、LW-DOM/PG),每个处理3重复(图1(c)(d))。在第1、5、15、25、40、60 d测定水体理化性质,同时采集水样用于DOM特征和Cd浓度测定。
1.2.3 水土共存Cd再稳定及生物有效性实验
反复淹水后的土壤用于水土共存水稻栽培,分别标记为HR组(HR、HR-DOM、HR-PG、HR-DOM/PG)和LR组(LR、LR-DOM、LR-PG、LR-DOM/PG)。两个原始土壤(H土壤、L土壤)作为对照,分别标记为HR-CK和LR-CK。共10个处理,每个处理3重复(图1(e)(f))。将水稻种子经过浸种催芽后播种到土壤中,培养至分蘖期结束,持续75 d。在第1、5、25、40、65 d测定土壤理化性质及有效态Cd含量。培养结束后,收集水稻植株进行Cd含量测定。第5~40 d为水土共存期,依次在第5、25、40 d测定上覆水理化性质,并采集上覆水用于DOM特征和Cd含量测定。
1.3 测定指标和方法
1.3.1 土壤酸缓冲容量
土壤酸缓冲能力通过土壤酸缓冲容量来确定。采用无CO
2蒸馏水浸提法
[11]:取8支50 mL离心管并依次编号。每支离心管添加5.0 g土壤样品。1号加入20.0 mL无CO
2蒸馏水,2~8号分别加入0.5、1.0、2.0、3.0、4.0、5.0、6.0 mL 0.1 mol/L HCl,补充无CO
2蒸馏水使总体积达到20.0 mL。将所有离心管摇匀,静置72 h,每间隔24 h连续摇动7、8次,最后1次摇动后放置2 h,测定上覆水的pH值。以pH值为纵坐标、酸加入量为横坐标作图,进行线性拟合。土壤酸缓冲容量计算参照成杰民等
[12]的方法:
式中:ABC(cmol/kg)为酸缓冲容量;a为线性方程的斜率。
1.3.2 土壤和水体的理化性质
pH值使用笔式酸度计(pH-100B型,力辰科技公司)测定;溶氧(DO)采用溶氧仪(HQ1130型,哈希公司)测定;氧化还原电位(ORP)采用氧化还原仪(SX712型,上海三信公司)测定;总氮(TN)采用自动凯式定氮仪(SKD-200,海能仪器)测定;总磷(TP)采用碱熔-钼锑抗分光光度法(HJ632-2011)测定;有机质含量采用重铬酸钾氧化-分光光度法(HJ 615-2011)测定,土壤CaCO3含量采用中和滴定法测定。
1.3.3 DOM含量及光学特征
水样经0.45 μm醋酸纤维滤膜过滤得到DOM样品。采用总有机碳仪(multi N/C 2100型,耶拿公司)测定溶解性有机碳(DOC)浓度,用于表征水中DOM含量;使用荧光分光光度计(FS5型,爱丁堡公司)扫描三维荧光(EEM)光谱,表征水样DOM组分。
1.3.4 重金属Cd含量
土壤Cd用硝酸-氢氟酸全分解法提取;土壤Cd形态采用连续提取法进行提取;土壤有效态Cd使用0.1 mol/L CaCl2溶液提取;水稻植株Cd用硝酸-过氧化氢法消解。所有提取液/消解液的Cd浓度均采用原子吸收石墨炉法测定。
1.4 统计分析
选择SPSS 26.0软件,采用方差分析检验DOM和磷石膏添加对各指标差异的显著性(p=0.05),用Origin 2024软件绘图。采用Matlab软件的DOMFluor工具箱进行平行因子分析(PARAFAC),计算DOM光谱指数。用R语言vegan/ggplot2包对各处理的指标解释度进行相关性分析。
2 结果与分析
2.1 土壤酸缓冲容量
土壤样品的酸缓冲曲线见
图2(a)。H土壤的酸缓冲曲线相对平缓,L土壤的酸缓冲曲线变化较大,表明H土壤抵抗酸的能力较强。对pH值与酸加入量进行线性拟合(
图2(b))。结果表明,H土壤的酸缓冲容量为7.30 cmol/kg,L土壤的酸缓冲容量为3.12 cmol/kg。土壤酸缓冲容量主要受土壤初始pH值和CaCO
3含量影响。当外源酸进入土壤时,会优先与土壤中的碳酸盐发生中和反应,减缓土壤pH值的降低的速度
[13]。从
表1可见,H土壤初始pH值较高(约8.47),CaCO
3含量约为L土壤的2.5倍,因此表现出比L土壤更高的酸缓冲容量。
2.2 Cd的溶出与再稳定
在土壤中添加DOM和磷石膏后进行3次反复淹水-溶出,不同处理组Cd浓度变化见图3(a)(d)。第1次淹水-溶出的Cd浓度显著高于后两次(
p<0.05)。第1次淹水时,H组溶出Cd浓度分别为:H-CK 0.032 μg/L、H-DOM 0.137 μg/L、H-PG 0.878 μg/L、H-DOM/PG 0.512 μg/L。H-PG溶出Cd浓度显著高于H-DOM(
p<0.05),两者均显著高于对照H-CK(
p<0.05)。第1次淹水时,L组溶出Cd浓度分别为:L-CK 0.674 μg/L、L-DOM 1.169 μg/L、L-PG 6.285 μg/L、L-DOM/PG 6.277 μg/L。L-PG和L-DOM/PG溶出Cd浓度显著高于L-DOM(
p<0.05)和对照L-CK(
p<0.05)。相同处理下,L组溶出Cd浓度显著高于H组(
p<0.05)。结果表明:单独添加DOM或磷石膏促进了H土壤和L土壤Cd的溶出。这是由于DOM中的金属结合官能团(如羧酸盐、酚类、胺类、硫醇类)与Cd
2+形成了溶解性DOM-Cd络合物,促进了土壤Cd向水体迁移
[14]。磷石膏中的Ca进入土壤后,在淹水条件下解离为Ca
2+,其与Cd
2+竞争土壤颗粒上的吸附点位,促进了土壤Cd溶出
[15]。同时添加DOM和磷石膏时,DOM与受磷石膏促进而溶出的Cd
2+进行络合并使其滞留于土壤孔隙中,抑制了Cd向上覆水迁移,该抑制效应在H土壤中表现显著。
水体单独培养条件下,Cd浓度总体呈下降趋势见图3(b)(e)。在HW组中,HW-CK和HW-DOM的Cd浓度无明显变化;HW-PG、HW-DOM/PG的Cd浓度在第60 d分别下降了45.90%和46.28%。在LW组中,LW-CK、LW-DOM和LW-DOM/PG的Cd浓度均从第1 d开始下降,至第60 d分别下降了86.09%、95.76%和63.77%;LW-PG的Cd浓度从第25 d开始下降,至第60 d下降了58.53%。
水土共存条件下,水体Cd浓度总体呈下降趋势(图3(c)(f))。HR各处理组Cd浓度在第40 d均下降近100%。在LR组中,LR-CK、LR、LR-DOM、LR-PG的Cd浓度在第40 d分别下降了73.39%、87.98%、48.05%和56.87%,LR-DOM/PG的Cd浓度在第40 d下降近100%。上述结果表明,磷石膏处理可在前25 d内维持水体单独培养条件下Cd浓度的相对稳定。磷石膏溶解提供的离子(Ca
2+、
等)通过离子交换、吸附等作用,延缓了Cd的沉降。25 d后,磷石膏中的SO
42-被微生物还原为S
2-,与Cd
2+反应生成硫化物沉淀
[16]。在LW组中,DOM抑制了磷石膏对水体Cd的稳定作用。微生物可以利用DOM作为碳源进行生物降解,改变DOM的活性与组成,间接影响Cd的浓度
[17]。水土共存条件下的Cd下降速率普遍高于水体单独培养条件。此外,水体单独培养和水土共存条件下,H土壤处理组(HW组/HR组)的水体Cd下降速率高于L土壤处理组(LW组/LR组)。
2.3 土壤Cd的生物有效性
淹水处理后,以H土壤和L土壤为对照,测定各处理土壤Cd不同化学形态。H组与L组土壤中的Cd均以碳酸盐结合态(CA)为主,残渣态(RES)和可交换态(EXC)次之,铁锰氧化物结合态(Fe-Mn)和有机结合态(OM)的占比较低。与H土壤相比,H-CK、H-DOM、H-PG、H-DOM/PG的残渣态Cd分别增加了0.76、1.48、4.60和6.35个百分点,见
图4(a)。与L土壤相比,L-CK、L-DOM、L-PG、L-DOM/PG的残渣态Cd分别降低了5.78、5.56、5.46和4.56个百分点,见
图4(b)。结果表明,H土壤中添加磷石膏促使Cd从可交换态向残渣态转化。磷石膏具有较强的吸附能力,可以通过表面吸附及沉淀的方式固定Cd,提高了残渣态比例。L土壤经不同处理后残渣态Cd占比均下降,是由于L土壤添加DOM和磷石膏后,pH值降低,酸性条件破坏了Cd的稳定化学键,从而增强其迁移性
[18]。
以氯化钙法提取的有效态Cd含量(CaCl
2-Cd)表征水稻模拟种植过程中土壤Cd活性的变化。
图5(a)显示,HR组有效态Cd变化范围为0.40~1.24 mg/kg;HR-CK有效态Cd在第40 d达到峰值,HR、HR-DOM、HR-PG、HR-DOM/PG有效态Cd在第65 d达到峰值。
图5(b)显示,LR组有效态Cd变化范围为0.46~1.20 mg/kg;LR、LR-DOM/PG有效态Cd在第40 d达到峰值,LR-CK、LR-DOM、LR-PG有效态Cd在第65 d达到峰值。HR组和LR组的有效态Cd含量和变化趋势相近,主要因为土壤经过相同的老化处理,受到相似Cd污染源影响。第5~40 d为淹水期,土壤中铁(Fe)、锰(Mn)被还原,与Cd
2+竞争土壤颗粒吸附点位,有效态Cd含量升高
[19]。第65 d处于不完全落干阶段,土壤水分减少,孔隙水离子强度升高,竞争吸附作用增强,进一步促进Cd释放。至第75 d时,土壤完全落干,ORP升高,促使溶解态Fe生成铁氧化物,其可通过吸附与共沉淀作用有效固定Cd
2+[20]。
2.4 水稻Cd含量
HR组水稻Cd含量为0.78~1.30 mg/kg,处理组与对照组HR-CK的Cd含量差异不显著(
图6)。LR组水稻Cd含量为4.40~8.31 mg/kg,LR-PG的Cd含量显著低于对照LR-CK及其他处理(
p<0.05)。结果表明,土壤的初始Cd含量相同,HR组的水稻Cd含量显著低于LR组(
p<0.05)。H土壤CaCO
3含量高,对Cd的固定作用较强,水稻中Cd的累积量较低;L土壤初始pH值低,淹水后Cd溶解度显著增加,导致水稻Cd污染更严重。L土壤中单独添加磷石膏处理组(L-PG)的Cd释放量最大,Cd进入到水体后被收集取出,减轻了水稻的Cd污染。
2.5 DOM特征
利用EEM光谱结合PARAFAC分析,对水体的DOM组分进行表征。H组和L组上覆水中各识别出4个荧光组分:在H组中(
图7a~d),C1(激发态/发射态:335 nm/455 nm)和C4(395 nm/460 nm)为腐殖质样
[21-22],C2(280 nm/310 nm)为蛋白质样,C3(340 nm/400 nm)为腐殖酸样
[23];在L组(
图7e~h)中,C1(340 nm/455 nm)为腐殖质样
[21],C2(340 nm/405 nm)为海洋腐殖质样
[24],C3(395 nm/470 nm)为陆地腐殖酸样
[25],C4(280 nm/305 nm)为蛋白质样。
HW组和LW组上覆水中各识别出3个荧光组分:在HW组(
图7i~k)中,C1(360 nm/460 nm)为腐殖质样
[26],C2(340 nm/400 nm)为海洋腐殖质样
[24],C3(285 nm/305 nm)为蛋白质样
[27];在LW组(
图7l~n)中,C1(345 nm/415 nm)为腐殖质样
[28],C2(360 nm/480 nm)为陆地腐殖质样
[[25],C3(320 nm/320 nm)为水体腐殖质样
[29]。
HR组和LR组上覆水中分别识别出2个和3个荧光组分:在HR组(
图7o~p)中,C1(340 nm/405 nm)和C2(360 nm/470 nm)为腐殖质样
[22,30];在LR组(
图7q~s)中,C1(340 nm/405 nm)、C2(360 nm/465 nm)和C3(355 nm/455 nm)均为腐殖质样
[21-22]。
结果表明,H组与L组、HW组与LW组的DOM荧光组分数量均相同,但具体组成存在差异。这是由于:1)二者DOM组分分别来源于不同比例的植物降解产物、微生物代谢产物或原有土壤有机质的溶出,导致其荧光组分结构不同
[31];2)随着实验持续进行,蛋白质因富含氮源、结构简单,易被微生物优先利用,含量逐步下降,而腐殖质因结构复杂、稳定性高,难以被降解而保持稳定
[32]。
2.6 影响Cd溶出和稳定的机制
运用Pearson相关性分析水体的理化性质、DOM特征和Cd的相关关系,并分析Cd溶出与再稳定的影响因子。在淹水-溶出实验中:H组的理化性质(pH、DO、ORP)、DOC含量、DOM组分与Cd含量无显著相关性(
图8(a))。H土壤中的CaCO
3淹水后溶解生成Ca
2+和HCO
,HCO
进一步水解为OH
-,OH
-与Cd
2+反应生成氢氧化物沉淀;另一方面CaCO
3可以与Cd
2+反应生成不溶性的碳酸盐沉淀,稳定了H土壤的Cd溶出量
[33]。L组的DOC含量、C1、C2、C3、C4与Cd浓度显著正相关(
p<0.01,
图8(d))。添加DOM和磷石膏会影响DOC含量和DOM组分,进而促进L土壤Cd溶出。DOM主要由腐殖质和蛋白质构成,腐殖质中的酚类化合物和羧酸可以通过羟基、羧基和羰基等官能团与Cd结合,形成可溶性DOM-Cd复合物。水体Cd再稳定实验中:HW组的自生源指数(BIX)与Cd浓度显著正相关(
p<0.01),pH值与Cd浓度极显著负相关(
p<0.001),荧光指数(FI)、DOC、C1、C2与Cd浓度显著负相关(
p<0.01,
图8(b))。水体中的有机质被微生物分解为腐殖质。腐殖质与Cd的络合作用逐渐趋于饱和,同时腐殖质某些组分与Cd形成不溶性沉淀,导致水体Cd浓度下降
[34]。LW组中,ORP、FI与Cd浓度显著正相关(
p<0.05),pH、腐殖化指数(HIX)与Cd浓度极显著负相关(
p<0.001,
图8(e))。ORP持续下降导致水体pH值升高,OH
-与Cd
2+结合形成沉淀,进一步降低水体Cd浓度
[7]。在水土共存Cd再稳定实验中:HR组的理化性质(pH、DO、ORP)、DOC含量、DOM组分与Cd浓度无显著相关性(
图8(c))。LR组中,FI、C3与Cd浓度显著正相关(
p<0.05),ORP与Cd浓度显著负相关(
p<0.05,
图8(f))。还原条件下,微生物代谢活跃,将DOM中的蛋白质分解为氨基酸等小分子有机物,络合Cd的能力较弱,导致Cd更容易形成沉淀或被土壤吸附
[35]。上述结果表明:相对于酸缓冲容量低的土壤,磷石膏与DOM对酸缓冲容量高的土壤Cd的溶出、再稳定及生物有效性的影响显著降低。
3 结 论
向土壤中加入DOM和磷石膏,在室内环境下进行溶出实验、水体Cd再稳定实验和水土共存Cd再稳定及生物有效性实验,探讨了DOM和磷石膏对不同酸缓冲容量的土壤、上覆水以及水稻中Cd含量变化的影响,得到以下结论:
1)DOM通过络合作用,以及磷石膏引起的离子交换、竞争吸附作用,均可促进土壤Cd的释放;但DOM抑制了磷石膏促溶出作用;
2)低酸缓冲容量土壤淹水时,DOM特征与Cd溶出显著相关;而Cd后续的再稳定,受到水体pH值、ORP和DOM特征的综合影响;
3)通过施用磷石膏并配合反复淹水和排水的管理措施,能够有效地降低低酸缓冲容量Cd污染土壤中Cd的活性,显著减少水稻对Cd的吸收,具有良好的控制水稻Cd污染的潜力。