茶树新梢不同叶位细胞壁合成的比较转录组分析

Comparative transcriptomic analysis of cell wall synthesis at different leaf positions on new shoots of tea plant

摘要

目的 筛选与茶树新梢叶片嫩度密切相关的细胞壁合成关键基因，为解析茶树叶片嫩度的分子调控机制提供理论基础。 方法 以‘舒茶早’茶树当年生新梢不同嫩度叶片（芽、第一叶、第五叶）为试验材料，运用透射电镜和比较转录组学技术，测定叶片细胞壁结构变化及其合成相关基因的表达情况。 结果 随着叶片发育进程的推进，其细胞壁厚度在芽、第一叶、第五叶中分别为154.8，248.2和960.82 nm，第五叶比前两者显著增加，并在第五叶中观察到明显的次生壁沉积。转录组学分析发现，芽vs第五叶中差异表达基因数量（11 699）明显多于芽vs第一叶（4 591）和第一叶 vs 第五叶（7 203）。同时，共鉴定出16类与细胞壁代谢及转录调控相关的核心基因家族。从中进一步筛选出12个纤维素合成以及部分果胶、蛋白合成相关基因，其中10个基因的表达量随叶片嫩度的降低而显著上升，并与细胞壁厚度呈正相关，其中CsCesA2、CsPME1及CsBURP14等基因的响应尤为显著。 结论 ‘舒茶早’茶树叶片的细胞壁厚度与嫩度呈显著负相关，且多数细胞壁合成相关基因的表达量随叶片成熟进程的推进而显著上调。

Abstract

Objective This research aims to screen the key genes related to cell wall synthesis that are closely associated with leaf tenderness，thereby providing a theoretical basis for elucidating the molecular regulatory mechanism of leaf tenderness. Method Using current-year shoots of Camellia sinensis cv.‘Shuchazao’ as experimental materials，leaves with different tenderness （bud，first leaf，and fifth leaf） were sampled.Transmi-ssion electron microscopy （TEM） and comparative transcriptomics were applied to determine changes in cell wall structure and analyze the expression levels of genes involved in cell wall synthesis. Result With leaf deve-lopment，cell wall thickness increased significantly，reaching 154.8，248.2，and 960.82 nm in the bud， first leaf，and fifth leaf，respectively.The fifth leaf exhibited a marked increase compared to the former two，with obvious secondary wall deposition observed.Transcriptomic analysis revealed that the number of differentially expressed genes between bud vs.fifth leaf （11 699） was markedly higher than that between bud vs.first leaf （4 591） and first leaf vs.fifth leaf （7 203）.Meanwhile，16 core gene families related to cell wall metabolism and transcriptional regulation were identified.From these，12 genes were screened，including those involved in cellulose synthesis， as well as some involved in pectin and protein synthesis.Among them，10 showed significantly increased expression levels with decreasing leaf tenderness and a positive correlation with cell wall thickness. Notably，genes such as CsCesA2，CsPME1 and CsBURP14 exhibited particularly pronounced responses. Conclusion Cell wall thickness showed a significant negative correlation with tenderness in ‘Shuchazao’ leaves， and the expression levels of most cell wall synthesis-related genes were significantly up-regulated during leaf maturation.

Graphical abstract

关键词

茶树 / 叶片嫩度 / 细胞壁 / 纤维素 / 果胶 / 转录组学 / BURP基因 / PME基因

Key words

Camellia sinensis / leaf tenderness / cell wall / cellulose / pectin / transcriptomics / BURP gene / PME gene

茶树［Camellia sinensis （L.） O.Kuntze］为我国重要的经济作物，茶是世界三大无酒精饮料之一^［1］。茶树新梢作为茶叶加工的重要原料，其嫩度是决定茶叶品质的关键因素^［2-3］。茶树新梢持嫩性可以表征新梢在特定时期内保持嫩度的能力。在生产应用中，持嫩性优良的茶树品种具有芽叶不易老化、原料品质更佳等特点，因而该性状已成为茶树新品种选育过程中的重要考察指标^［4］。嫩度是开展持嫩性相关研究的前提与基础，同时也是我国茶叶等级划分的核心参考依据。茶树鲜叶嫩度对茶叶成品品质的形成具有决定性作用，且直接影响茶叶加工过程中的成型工艺与产品最终品质。嫩度较高的鲜叶细胞壁结构更为柔韧，在揉捻与造型过程中可塑性更强，更易加工形成外形优美的成品；反之，嫩度较低的鲜叶会显著增加加工难度，对成茶的外形与匀整度产生不利影响。

目前，已有研究证实，茶树新梢嫩度与茶叶感官品质及化学成分之间存在密切关联。针对红茶的研究显示，随着茶鲜叶原料嫩度的降低，所制备红茶的干茶及茶汤在甜度、鲜爽度和果味上均呈下降趋势，而苦涩味则显著增强^［5］；绿茶的相关研究亦得出类似结论，同一茶树品种新梢不同嫩度原料（芽、一芽一叶、一芽二叶及一芽三叶）加工而成的绿茶样品，原料嫩度越高，茶样中咖啡因、酯型儿茶素、总儿茶素及没食子酸等次生代谢产物的含量也越高^［6］。此外，不同嫩度的鲜叶在加工过程中，其香气前体物质的转化路径及手性香气成分的组成均存在显著差异，该差异直接决定了茶叶最终的香气风格^［7］。木质素、纤维素、半纤维素及果胶的过度积累会显著降低新梢嫩度，其中，纤维素和木质素的含量均与新梢嫩度呈负相关关系^［8］。由于纤维素、果胶及木质素均为植物细胞壁的主要组成成分，据此可推测，新梢嫩度与细胞壁结构及组成密切相关^［9］。植物细胞壁结构复杂，同时兼具一定的弹性与硬度，其核心功能是维持植物细胞的形态结构稳定^［10］。在分子机制层面，细胞壁的合成与分解过程涉及多种转录因子及基因的协同调控。WRKY^［11］、MYB^［12-13］、bHLH^［14］、NAC^［15-16］等转录因子通过调控下游基因（如纤维素合成酶编码基因等）间接参与细胞壁的合成与重塑。Li等^［17］的研究鉴定到一个R2R3-MYB转录因子CsMYB192，该转录因子可直接结合并激活调控次生细胞壁纤维素合成的CsCesAs基因，进而促进纤维素的生物合成及次生细胞壁的形成。另外，果胶甲酯酶（pectin methylesterases，PME）^［18-19］、果胶甲酯酶抑制剂（pectin methylesterase inhibitor，PMEI）^［20］、细胞壁关联蛋白激酶（wall-associated kinases，WAK）^［21-23］、LAC基因^［24-25］、木葡聚糖相关基因（xyloglucan synthase gene，XTH）^［26］、扩展蛋白基因家族（expansin gene family，EXP）^［27］、β-葡萄糖苷酶基因家族（β-glucosidase gene family，BGLU）^［28］、BURP基因家族^［29］以及纤维素合成酶（cellulose synthase，CesA）^［30-31］等直接参与细胞壁合成与降解过程。上述研究初步揭示了新梢嫩度形成的细胞学与分子生物学基础。

已有研究尝试采用多种方法对细胞壁参与茶树新梢嫩度形成的机制进行判定与解析，另有研究通过解剖结构观察的间接方式，实现了茶树新梢嫩度的初步判定^［32］，但上述各类方法均存在固有的局限性。目前，茶树新梢嫩度的传统判定方式仍以感官评价为主，该方法具有较强的主观性，易出现判定概念模糊、评价标准不统一等问题，难以保证判定结果的客观性与准确性。此外，为实现茶树新梢嫩度的快速无损测定，红外光谱、拉曼成像等物理技术已逐步应用于嫩度鉴别研究^［33］。如Zhang等^［34］开发了一种原位超快速拉曼显微镜技术，依据类胡萝卜素含量随叶片发育进程的推进而逐渐升高的规律，通过检测茶叶中类胡萝卜素的含量来进行鲜叶嫩度的判定。透射电子显微镜（transmission electron microscopy，TEM）可凭借高分辨率优势，清晰揭示细胞壁的超微结构特征，包括微纤维排列模式及分层结构等，已有相关研究利用该技术观察了茶叶细胞壁在发酵过程中的结构变化^［35］。然而，上述物理及显微观测方法大多侧重于嫩度的定性判定与现象描述，未能系统揭示茶树新梢嫩度形成的动态分子调控机制；同时，目前关于茶树新梢不同叶位间细胞壁合成关键基因的表达特征及其调控网络的相关研究仍较为匮乏，存在明显研究空白。

转录组学分析是挖掘重要功能基因的有效手段之一^［36-37］。为探究细胞壁合成介导茶树新梢嫩度形成的分子机制，本研究以茶树新梢的芽、第一叶和第五叶为试验材料，采用比较转录组学方法，系统鉴定与嫩度性状相关的差异表达基因，并重点聚焦细胞壁合成通路相关基因的筛选与分析。同时，结合TEM观测不同材料的细胞壁厚度差异，辅以实时荧光定量PCR（RT-qPCR）技术验证关键基因的表达水平。最后，通过关联分析，明确细胞壁合成相关基因的表达模式与茶树新梢嫩度表型之间的内在关联，进而阐明细胞壁合成调控茶树新梢嫩度的分子机理，以期为茶树嫩度性状的分子水平研究提供全新见解与理论支撑。

1 材料与方法

1.1 试验材料采集和保存处理

2025年4月20日，选取种植于安徽省农业科学院茶叶研究所品种园中的10年生‘舒茶早’茶树，采集当年生长势优良且无病害的枝条，选择带有一芽五叶的新鲜嫩梢，取其芽（Bud）、第一叶（L1）和第五叶（L5）样品，分别使用液氮和戊二醛固定。液氮固定的样品保存于-80 ℃超低温冰箱，用于后续转录组分析及相关基因表达量测定。戊二醛固定的样品用于茶树叶片显微结构观察。

1.2 细胞壁显向微结构观察

参考前人方法^［38］进行透射电镜样品的前处理，具体步骤如下：用预冷蒸馏水清洗叶片，置于培养皿中用0.025 g/mL戊二醛完全浸没样品，随后用刀片切取1 mm×3 mm的长方形叶片片段，转移至含戊二醛的离心管中并抽真空。戊二醛固定过夜后，加入等体积的0.1 mol/L磷酸盐缓冲液（PB，pH 7.4）。去除样品中戊二醛和磷酸盐缓冲液后，加入0.01 g/mL锇酸，在4 ℃下固定2 h。随后去除锇酸，用缓冲液清洗3次，每次15 min。使用不同浓度的PB缓冲液进行降盐处理，随后依次用体积分数30%和50%的乙醇水溶液进行脱水处理。之后加入300 μL以体积分数70%乙醇配制的0.02 g/mL醋酸双氧铀，置于4 ℃冰箱中过夜染色。染色完成后，用70%乙醇清洗，并依次用体积分数90%和100%乙醇继续脱水。随后用不同比例丙酮（3∶1，1∶1，1∶3）置换样品里的乙醇，再用树脂置换丙酮。最后，向每个样品中加入200 μL纯树脂，室温下渗透过夜。将样品放进胶囊，在70 ℃下聚合24 h。利用切片机制备超薄切片（60~80 nm），而后使用柠檬酸铅（1.76 g柠檬酸钠和1.33 g硝酸铅溶于50 mL超纯水，随后加入8 mL的0.1 mol/L氢氧化钠）避光染色8 min，先用体积分数70%乙醇清洗，再用超纯水清洗后滤纸吸干，最后通过日立HT-7800（HITACHI，日本）透射电镜进行细胞超微结构观察。

1.3 转录组测序分析

采集液氮中保存的一芽五叶新鲜嫩梢样品的芽、第一叶和第五叶，分别记为Bud、L1和L5，用于转录组测序分析，测序工作由生工生物工程（上海）股份有限公司完成。使用Illumina Nova Seq平台对cDNA文库进行测序，获得原始测序数据（raw data），经过质量控制后，对原始数据进行过滤，得到洁净读段（clean reads）。使用HISAT2将洁净读段比对到‘舒茶早’茶树参考基因组，并用String-Tie进行重新组装。表达丰度采用TPM（transcripts per million）方法进行标准化处理，随后使用DESeq2进行差异表达基因（differentially expressed genes，DEGs）筛选，设定筛选条件如下：q值<0.05，并且|log₂（fold change）|>1.0。使用Hiplot在线平台（https：//hiplot.com.cn/cloud-tool/data-analysis/list）对DEGs进行聚类分析。

1.4 DEGs的RT-qPCR分析

使用天根公司DNA提取试剂盒提取芽叶样品的RNA，测定RNA浓度与纯度后，反转录合成cDNA第一链，用于测定细胞壁相关基因的相对表达量，试验以茶树的β-actin（登录号KJ946252）作为内参基因。利用NCBI Primer-BLAST在线软件（http：//www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/）设计所选基因的荧光定量引物（表1），引物由生工生物科技有限公司（上海）合成。反应体系为20 μL，反应程序如下：95 ℃ 30 s；95 ℃ 5 s，60 ℃ 30 s，40个循环；95 ℃ 5 s，65 ℃ 60 s，95 ℃ 1 s。

1.5 数据分析及处理

所有试验均进行至少3次生物学重复。细胞壁厚度使用Image J测定，至少观察5张图，得到10个随机测量值。RT-qPCR试验采用2^-ΔΔCt 法计算基因相对表达量，对照组设定为1，Ct>35视为未检出。使用IBM SPSS Statistics 21进行统计分析。细胞壁厚度数据经Kolmogorov-Smirnov检验和Levene检验确认符合正态分布与方差齐性后，采用单因素方差分析（ANOVA）进行组间比较。RT-qPCR相对表达量数据直接采用ANOVA进行组间比较，并用Duncan新复极差法进行两两多重比较分析。数据均以“平均值±标准差（Mean±SD）”表示。

2 结果与分析

2.1 不同嫩度茶树叶片细胞壁厚度的测定与分析

对茶树新梢的芽、第一叶及第五叶的形态结构进行系统观察，精准测算细胞壁厚度，并检验芽叶样品间差异显著性，结果见图1。

由图1可知，芽、L1、L5间细胞壁厚度存在显著差异，分别为154.8，248.2和960.82 nm。进一步观察发现：芽部细胞壁最薄，仅由初生细胞壁构成；第一叶细胞壁较芽略有增厚；第五叶细胞壁则显著增厚，并可清晰观察到次生细胞壁的沉积。上述结果表明，随着茶树新梢的发育（芽→第一叶→第五叶），细胞壁厚度逐步增加，并伴随次生细胞壁的形成，提示细胞壁物质的积累是一个渐进且动态的过程。

2.2 茶树新梢不同组织的比较转录组学分析

以‘舒茶早’茶树的芽、第一叶（L1）和第五叶（L5）为试验材料进行转录组测序分析，使用Illumina Nova Seq对cDNA文库进行测序。原始数据经过滤后，每个样品平均获得6.1 G洁净数据（clean data），Q30碱基比例≥95.59%，GC含量为46.59%~47.88%。读段（reads）与SCZ2基因组的比对率≥91.51%，具体结果如表2所示。所有指标包括比对率、Q30和GC含量均符合转录组学分析要求。

对芽、L1和L5 3个不同嫩度组织的DEGs进行统计，结果见图2。

图2-A显示，芽 vs L1、芽 vs L5和L1 vs L5的DEGs数量分别为4 591，11 699和7 203个。

为明确不同嫩度组织DEGs的分布特征，进一步通过韦恩图分析基因的重叠和特异表达模式。韦恩图分析表明，无论是上调基因还是下调基因，芽 vs L5的DEGs数量均明显高于芽 vs L1的DEGs数量（图2-B、C），推测这一现象可能与茶树芽和第一叶分化程度均较低、发育阶段差异较小，而芽与第五叶发育阶段差异较大密切相关。

转录因子与激酶是调控植物生长发育的核心组分。为解析茶树新梢持嫩性的分子调控机制，本研究进一步统计了不同嫩度组织中转录因子与激酶相关DEGs表达的变化特征。结果（图2-D）显示，与芽相比，L1中上调和下调的转录因子及激酶相关DEGs数量分别为285和355个，L5中上调与下调DEGs数量分别达731和824个，而L1与L5之间的上调和下调DEGs数量则分别为545和539个。上述结果表明，芽与L5间的发育差异更显著，导致其差异基因数量相对较多。此外，芽 vs L1与L1 vs L5两组比较中，除三者共有的DEGs外，未检测到该组间存在特异DEGs（图2-E~F）。该结果表明，茶树芽与叶片在发育进程中呈现出明显的阶段特异性差异。

2.3 茶树叶片细胞壁合成和降解相关基因的筛选

为进一步解析茶树新梢嫩度调控的内在规律，该研究对上述DEGs展开深度挖掘和分析。首先将所有DEGs数据集进行整合，去除转录本每千碱基长度的每百万映射读数（TPM）<10的低表达丰度基因；随后，借助在线工具HIPLOT进一步开展基因表达模式的聚类分析，并绘制聚类图（图3）。图3结果表明，绝大多数DEGs呈现持续上调或持续下调的表达模式，暗示上述基因表达的变化趋势与茶树新梢嫩度性状呈显著正相关或负相关。

将‘舒茶早’不同嫩度新梢所有DEGs进行汇总，并结合‘舒茶早’基因结构域注释数据库，重点筛选与细胞壁合成及降解密切相关的候选基因。结果表明，上述DEGs共涉及16个功能类别，其中转录因子相关基因包括MADS-box（AGL8）、MYB（MYB170）、AP2/ERF（2个DEGs）、bHLH（4个 DEGs）、WRKY（WRKY22）和NAC（NAC29）等6类，这些转录因子在植物生长发育和逆境响应过程中，参与调控细胞壁合成与降解通路基因的表达，调控细胞壁组分的修饰和重构。其余10类细胞壁相关基因，如WAK基因家族（2个DEGs）、果胶甲酯酶基因（PME，2个DEGs）、果胶甲酯酶抑制剂基因（PMEI，2个DEGs）、木糖聚糖合酶基因（XTH7）、CesA相关基因（6个DEGs）、扩展蛋白基因家族（2个DEGs）、β-葡萄糖苷酶基因（BGLU，2个DEGs）、BURP基因家族（2个DEGs）、漆酶基因（LAC25）和糖苷水解酶基因（GH18）等，均参与细胞壁多糖的合成与修饰、结构蛋白的调控，并在维持细胞壁完整性与动态稳定性方面发挥着重要作用。结合表达热图（图4）发现，在3种不同嫩度新梢样本中，多个细胞壁相关基因（如CsEXPA8、BURP家族基因等）呈现出差异化的表达模式。其中，CsBURP14（红色）及CsPME1、CsPEMI31、CsXTH7（黄色）在第五叶中表达量均高于芽和第一叶。

2.4 茶树叶片细胞壁代谢相关DEGs的RT‐qPCR分析

为验证转录组数据中细胞壁相关基因的表达模式，并明确其在不同嫩度新梢中的表达差异，本研究从候选基因中挑选12个核心基因开展RT‑qPCR验证，结果如图5所示。图5表明，在12个核心基因中，仅CsCesA10的表达量呈持续下降趋势（芽期嫩度最高，第五叶期嫩度最低），但组间差异不显著；而其余基因在3个组织中的表达变化趋势高度一致，均随新梢嫩度的降低呈现持续上升特征。其中，CsCesA2的表达差异最为显著，其在第五叶中的基因表达量较芽期提升约335倍，暗示其对新梢嫩度下降的响应更为敏感；CsCesA1、CsCesA3、CsCesA6、CsCesA8基因的表达量增幅介于10~30倍，变化幅度相对温和，但仍呈现随嫩度降低而上升的趋势，进一步证明纤维素合成相关基因与新梢嫩度的负相关性。

其余6个基因（包含2个果胶甲酯酶（PME基因）、1个果胶甲酯酶抑制剂（PMEI基因）、2个BURP基因和1个漆酶（LAC）基因）的表达模式同样与新梢嫩度密切关联。具体而言，PME、BURP及PMEI基因均随新梢嫩度降低而呈现持续上升的表达模式，且第五叶期表达量显著高于芽期，增幅达171~578倍，变化幅度大于CesA家族基因，表明这类基因对新梢嫩度变化的响应更为强烈。值得注意的是，CsPMEI31基因在芽期的3个生物学重复样本中，循环阈值（Ct值）均大于35，可判定为未检测到有效表达；而该基因在第一叶（嫩度中等）和第五叶中呈现逐步上升的表达趋势，此类“嫩度越高、表达量越低”的表达特征，进一步印证了基因表达与嫩度呈负相关的整体趋势。尽管CsPMEI31属于果胶甲酯酶抑制剂家族基因，理论上应与果胶甲酯酶表达呈负相关，但基因家族成员普遍存在功能分化，因此该现象具有合理性，可在后续基因功能研究中进行深入剖析。

综上，除CsCesA10外，其余11个基因表达量均随新梢生长（嫩度降低）呈上升趋势，表明多数细胞壁代谢相关基因的表达与新梢嫩度呈负相关，其中，纤维素合成相关基因以及部分果胶、蛋白合成相关基因的贡献尤为突出，这些基因可能通过协同调控细胞壁的合成与修饰过程，共同参与新梢嫩度的动态调控。

3 讨论

茶树新梢嫩度因与茶叶经济效益密切相关，因而受到广泛关注^［39］。本研究以‘舒茶早’茶树为材料，从细胞超微结构、转录组及关键基因表达三个层面系统探究了新梢发育过程中嫩度变化的细胞与分子基础。通过TEM观察发现，随着新梢嫩度的下降，不同叶位的芽叶细胞壁厚度逐渐增大，而这一过程可能受到由CesA、BURP等关键基因家族构成的协同转录网络的调控。透射电镜观察清晰显示，从芽到第一叶、第五叶，其细胞壁厚度呈显著递增趋势；与此同时，细胞壁类型也发生转变，由以初生壁为主逐渐发育出次生壁。因此，本研究从解剖结构学层面证实，茶树细胞壁的结构性增厚与次生壁形成是新梢嫩度下降的直接结构基础。

在分子机制层面，从比较转录组数据中筛选鉴定出包括MYB、NAC、WRKY等转录因子及CesA、PME、BURP、LAC^［40］等多个细胞壁代谢相关基因家族，这些基因可能共同构成细胞壁合成与修饰的协同调控网络。在茶树中，CesA、PME和XTH等基因表达水平与细胞壁稳定性显著相关^［41］，而CsNAC25参与叶片次生细胞壁合成过程^［16］。综合本研究结果发现，茶树新梢组织细胞壁纤维素合成酶基因家族的表达模式值得重点探讨。大多数CsCesA基因（如CsCesA1、CsCesA2等）表达量随茶树新梢嫩度的降低而显著上升，该结果进一步佐证了CesA基因具有保守功能，可同时参与次生壁形成和组织嫩度调控。然而，CsCesA10的表达未呈现相同趋势，推测其可能主要参与幼嫩组织初生细胞壁的合成，在新梢快速伸长、细胞壁较为疏松的阶段发挥作用；而随着新梢逐渐木质化、细胞壁加厚硬化，其功能被其他参与次生壁合成的CesA基因所替代，因此表达量呈下降趋势。这一特异表达模式表明，CsCesA10并非简单参与细胞壁加厚，而是更倾向于维持新梢幼嫩状态，与其他CesA基因在细胞壁发育进程中形成时序性互补调控，共同决定新梢嫩度差异，在后续研究中可重点关注。

另一方面，本研究首次将茶树BURP基因家族与茶树新梢嫩度建立关联，2个BURP基因CsBURP7和CsBURP14的表达量均与嫩度呈显著负相关。目前，茶树BURP蛋白的具体功能尚未见报道。在水稻中，冷胁迫会激活OsBURP16，该基因通过促进果胶降解酶前体的产生来介导果胶降解，从而降低细胞壁完整性^［42］。在大豆中，BURP domain protein RD22促进叶片木质素的产生^［43］。这些研究结果均表明，BURP蛋白与细胞壁形成密切相关。此外，叶片成熟过程中，果胶代谢的核心方向是从可溶性高甲酯化状态向不溶性低甲酯化状态转变^［44］。PME高表达驱动果胶去甲酯化，使果胶更易通过钙离子交联形成刚性结构，并为下游细胞壁修饰酶提供适宜的作用底物^［45］。本研究发现，CsPME1和CsPME40的表达水平均随叶片发育进程的推进而显著升高，尤其是CsPME40表现出更为明显的上调趋势。本研究发现，PME和BURP基因表达趋势高度一致。已有研究结果表明，BURP能调控果胶降解相关酶活性^［42］。因此推测，CsBURP可能与CsPME协同参与果胶基质的动态重塑与结构优化，促进果胶形成致密且高度交联的刚性网络，从而降低叶片柔嫩性。

综上所述，本研究初步揭示了细胞壁厚度变化与茶树叶片嫩度之间的潜在关联机制，为解析茶树新梢嫩度形成的细胞结构基础提供了重要线索。然而，本研究未进行直接的功能验证试验，因而存在一定局限性。未来研究可选取不同持嫩性表型的茶树品种作为试验材料，开展系统的比较分析，从细胞壁组分、果胶甲酯化水平、细胞壁力学性质及相关基因表达等多个层面进行综合验证，以增强机制推断的可靠性。同时，应围绕关键候选基因（如CsCesA、CsPME、CsBURP等）开展深入的功能研究，通过构建过表达和基因敲除（或沉默）材料，结合细胞壁相关生理数据，明确其在调控细胞壁发育、果胶重塑及嫩度形成过程中的具体分子作用机制，以系统阐明茶树嫩度形成的分子调控网络，并为优质茶树品种选育提供理论支撑。

4 结论

研究以‘舒茶早’茶树不同发育阶段芽叶为材料，发现叶片细胞壁厚度与新梢嫩度显著负相关，细胞壁结构加厚是限制新梢持嫩性的关键结构因素。在分子层面，CsCesA（除CsCesA10）、CsPME及CsBURP等细胞壁代谢相关基因在叶片发育进程中持续上调，表明细胞壁组分合成增强与果胶重塑过程协同推进。本研究首次将细胞壁超微结构特征与细胞壁合成调控基因表达动态结合，从细胞与基因双重层面阐释了茶树新梢嫩度形成的结构基础与调控特征，为通过分子育种方法定向改良茶树叶片持嫩性提供了重要的候选基因资源与潜在调控靶点。

参考文献

[1] 游小妹，李鑫磊，陈志辉，等.‘一路香’和‘叶来香’茶树品系多茶类适制性鉴定及香气特征［J］.西北农林科技大学学报（自然科学版），2025，53（11）：169-180.

[2] You X M， Li X L， Chen Z H，et al.Identification and aroma characteristics of various tea types produced from ‘Yiluxiang’ and ‘Yelaixiang’ tea varieties［J］.Journal of Northwest A&F University （Natural Science Edition），2025，53（11）：169-180.

[3] 曹诗雨，吴转容，廖凯丽，等.日光萎凋对不同鲜叶嫩度与茶树品种加工红茶品质的影响［J］.华中农业大学学报，2024，43（6）：270-281.

[4] Cao S Y， Wu Z R， Liao K L，et al.Effects of sunlight withering on the quality of processed black tea with different fresh leaf tenderness and tea plant varieties［J］.Journal of Huazhong Agricultural University，2024，43（6）：270-281.

[5] 刘璇，殷雨心，李天吉，等.原料嫩度差异对青砖茶品质的影响［J］.华中农业大学学报，2021，40（2）：237-244.

[6] Liu X， Yin X Y， Li T J，et al.Effects of raw materials with different tenderness on quality of Qingzhuan tea［J］.Journal of Hua-zhong Agricultural University，2021，40（2）：237-244.

[7] 吴淑华，毛凯权，陈家铭，等.茶小绿叶蝉侵害对茶鲜叶持嫩性及其制成乌龙茶品质相关代谢物浸出速率的影响研究［J］. 茶叶科学，2023，43（6）：806-822.

[8] Wu S H， Mao K Q， Chen J M，et al.Study on the influence of tea green leafhopper infestation on the tenderness of fresh tea leaves and the extraction rate of metabolites related to Oolong tea quality［J］.Journal of Tea Science，2023，43（6）：806-822.

[9] Chen R H， Lai X F， Wen S，et al.Analysis of tea quality of large-leaf black tea with different harvesting tenderness based on metabolomics［J］.Food Control，2024，163：110474.

[10] Xu C H， Liang L， Li Y H，et al.Studies of quality development and major chemical composition of green tea processed from tea with different shoot maturity［J］.LWT，2021，142：111055.

[11] Chen Q C， Zhu Y， Yan H，et al.Identification of aroma composition and key odorants contributing to aroma characteristics of white teas［J］.Molecules，2020，25（24）：6050.

[12] Wang W D， Gao T， Yang H B，et al.The balance between lignin and flavonoid metabolism has a central role in the changes of quality in young shoots of the tea plant （Camellia sinensis）［J］.Scientia Horticulturae，2024，338：113788.

[13] Lin S J， Yang Y Z， Teng R M，et al.Identification and expre-ssion analysis of caffeoyl-coenzyme A-O-methyltransferase family genes related to lignin biosynthesis in tea plant （Camellia sinensis）［J］.Protoplasma，2021，258（1）：115-127.

[14] Zhang L， Wen X P， Chen X，et al.GhCASPL1 regulates se-condary cell wall thickening in cotton fibers by stabilizing the cellulose synthase complex on the plasma membrane［J］.Journal of Integrative Plant Biology，2024，66（12）：2632-2647.

[15] Teng R M， Wang Y X， Lin S J，et al.CsWRKY13，a novel WRKY transcription factor of Camellia sinensis，involved in lignin biosynthesis and accumulation［J］.Beverage Plant Research，2021，1：12.

[16] Guo H Y， Wang Y C， Wang L Q，et al.Expression of the MYB transcription factor gene BplMYB46 affects abiotic stress tolerance and secondary cell wall deposition in Betula platyphylla ［J］.Plant Biotechnology Journal，2017，15（1）：107-121.

[17] Huang J F， Chen F， Guo Y J，et al.GhMYB7 promotes se-condary wall cellulose deposition in cotton fibers by regulating GhCesA gene expression through three distinct cis-elements［J］.New Phytologist，2021，232（4）：1718-1737.

[18] Liu R J， Wang Y Y， Tang S，et al.Genome-wide identification of the tea plant bHLH transcription factor family and discovery of candidate regulators of trichome formation［J］.Scientific Reports，2021，11（1）：10764.

[19] 刘子洋，柯瑾，程远志，等.苦荞转录因子FtNAC16在调控次生壁加厚中的功能研究［J］.陕西师范大学学报（自然科学版），2026，54（1）：39-51.

[20] Liu Z Y， Ke J， Cheng Y Z，et al.Functional validation of the transcription factor FtNAC16 in regulating secondary wall thickening in Tartary buckwheat［J］.Journal of Shaanxi Normal University （Natural Science Edition），2026，54（1）：39-51.

[21] Peng K L， Xiao G X， Shi Y，et al.Transcription factor CsNAC25 mediating dual roles in tea plant secondary cell wall formation and trichome development［J］.Plant Science，2025，356：112499.

[22] Li M Z， Zhang X P， Zhang Z L，et al.Transcription factor CsMYB192 regulates cellulose biosynthesis and secondary cell wall formation in Camellia sinensis ［J］.Plant Journal，2025，124（4）：e70596.

[23] Jeong H Y， Nguyen H P， Eom S H，et al.Integrative analysis of pectin methylesterase （PME） and PME inhibitors in tomato （Solanum lycopersicum）：identification，tissue-specific expre-ssion，and biochemical characterization［J］.Plant Physiology and Biochemistry，2018，132：557-565.

[24] Xue C， Guan S C， Chen J Q，et al.Genome wide identification and functional characterization of strawberry pectin methylesterases related to fruit softening［J］.BMC Plant Biology，2020，20（1）：13.

[25] Wang M J， Yuan D J， Gao W H，et al.A comparative genome analysis of PME and PMEI families reveals the evolution of pectin metabolism in plant cell walls［J］.PLoS One，2013，8（8）：e72082.

[26] Zhong X T， Li J P， Yang L L，et al.Genome-wide identification and expression analysis of wall-associated kinase （WAK） and WAK-like kinase gene family in response to tomato ye-llow leaf curl virus infection in Nicotiana benthamiana ［J］.BMC Plant Biology，2023，23（1）：146.

[27] 焦小雨，吴琼，刘丹丹，等.茶树细胞壁关联蛋白激酶基因家族的鉴定与表达分析［J］.农业生物技术学报，2023，31（9）：1816-1831.

[28] Jiao X Y， Wu Q， Liu D D，et al.Identification and expression analysis of the wall-associated kinase gene family in Camellia sinensis ［J］.Journal of Agricultural Biotechnology，2023，31（9）：1816-1831.

[29] Wu Q， Jiao X Y， Liu D D，et al. CsWAK12，a novel cell wall-associated receptor kinase gene from Camellia sinensis，promotes growth but reduces cold tolerance in Arabidopsis ［J］.Frontiers in Plant Science，2024，15：1420431.

[30] Zhu J X， Zhang H X， Huang K L，et al.Comprehensive analysis of the laccase gene family in tea plant highlights its roles in development and stress responses［J］.BMC Plant Biology，2023，23（1）：129.

[31] Yang H B， Xia L X， Li J S，et al.CsLAC4，regulated by CsmiR397a，confers drought tolerance to the tea plant by enhan-cing lignin biosynthesis［J］.Stress Biology，2024，4（1）：50.

[32] Kim S J， Chandrasekar B， Rea A C，et al.The synthesis of xyloglucan，an abundant plant cell wall polysaccharide，requires CSLC function［J］.Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2020，117（33）：20316-20324.

[33] Cosgrove D J.Plant expansins： diversity and interactions with plant cell walls［J］.Current Opinion in Plant Biology，2015，25：162-172.

[34] Opassiri R， Maneesan J， Akiyama T，et al.Rice Os4BGlu12 is a wound-induced β-glucosidase that hydrolyzes cell wall-β-glucan-derived oligosaccharides and glycosides［J］.Plant Science，2010，179（3）：273-280.

[35] Park J， Cui Y， Kang B H.AtPGL3 is an Arabidopsis BURP domain protein that is localized to the cell wall and promotes cell enlargement［J］.Frontiers in Plant Science，2015，6：412.

[36] Li Q Q， Zhao Q， Yao X Z，et al.Genome-wide characterization of the cellulose synthase gene superfamily in tea plants （Camellia sinensis）［J］.Phyton，2022，91（10）：2163-2189.

[37] Wang J J， Li J， Lin W，et al.Genome-wide identification and adaptive evolution of CesA/Csl superfamily among species with different life forms in Orchidaceae［J］.Frontiers in Plant Science，2022，13：994679.

[38] 李美凤，彭叶，温贝贝，等.贞丰野生茶树叶表特征及解剖结构分析［J］.南方农业学报，2022，53（6）：1674-1684.

[39] Li M F， Peng Y， Wen B B，et al.Leaf surface characteristics and anatomical structure analysis of Zhenfeng wild tea trees ［J］.Journal of Southern Agriculture，2022，53（6）：1674-1684

[40] 张曼，张叶卓，何其邹洪，等.植物细胞壁结构及成像技术研究进展［J］.生物技术通报，2023，39（7）：113-122.

[41] Zhang M， Zhang Y Z， He Q Z H，et al.Advances in plant cell wall structure and imaging technology ［J］.Biotechnology Bulletin，2023，39（7）：113-122.

[42] Zhang Y Y， Gao W J， Cui C J，et al.Development of a method to evaluate the tenderness of fresh tea leaves based on rapid， in-situ Raman spectroscopy scanning for carotenoids［J］.Food Chemistry，2020，308：125648.

[43] Pang B W， Huang L， Teng J W，et al.Effect of pile fermentation on the cells of Chinese Liupao tea：the first record of cell wall of Liupao tea on transmission electron microscope［J］.Food Chemistry，2021，361：130034.

[44] 李程勋，徐晓俞，林威鹏，等.豌豆耐高温种质筛选及其响应高温胁迫的转录组分析［J］.西北农林科技大学学报（自然科学版），2026，54（7）：96-108.

[45] Li C X， Xu X Y， Lin W P，et al.Identification of heat⁃tolerant pea germplasm and transcriptome analysis under heat stress［J］. Journal of Northwest A&F University （Natural Science Edition），2026，54（7）：96-108.

[46] 刘春妮，宋明桂，陈思远，等.干旱耐受型和敏感型玉米应答干旱的比较转录组学分析［J］.西北农林科技大学学报（自然科学版），2021，49（4）：29-39.

[47] Liu C N， Song M G， Chen S Y，et al.Comparative transcriptome analysis of drought stress responses in drought-tolerant and drought-sensitive maize inbred lines［J］.Journal of Northwest A&F University （Natural Science Edition），2021，49（4）：29-39.

[48] 张亚真，钟思彤，陈志辉，等.不同黄化茶树种质中咖啡碱合成部位的研究［J］.茶叶科学，2024，44（4）：575-584.

[49] Zhang Y Z， Zhong S T， Chen Z H，et al.Study on the synthetic site of caffeine in different etiolated tea germplasms［J］.Journal of Tea Science，2024，44（4）：575-584.

[50] Zhang Z L， Zhao X X， Zhang Z Q，et al.Cellulose accumulation in the secondary cell walls is negatively correlated with the tenderness of new shoots in Camellia sinensis ［J］.Physiologia Plantarum，2021，172（3）：1700-1710.

[51] 高童.茶树新梢嫩度变化过程中的转录组分析及CsLAC3介导木质素合成的功能研究［D］.陕西杨凌：西北农林科技大学，2023.

[52] Gao T.Transcriptome analysis of tea shoot tenderness and functional study of CsLAC3 involved in lignin synthesis ［D］.Yangling，Shaanxi：Northwest A&F University，2023.

[53] Luo J L， Huang S J， Chang Y L，et al.Physiological and transcriptomic analyses reveal tea plant （Camellia sinensis L.） adapts to extreme freezing stress during winter by regulating cell wall structure［J］.BMC Genomics，2023，24（1）：558.

[54] Xu Y， Hu D， Hou X，et al.OsTMF attenuates cold tolerance by affecting cell wall properties in rice［J］.New Phytologist，2020，227（2）：498-512.

[55] Wang H M， Zhou L， Fu Y P，et al.Expression of an apoplast-localized BURP-domain protein from soybean （GmRD22） enhances tolerance towards abiotic stress［J］.Plant， Cell & Environment，2012，35（11）：1932-1947.

[56] Weraduwage S M， Kim S J， Renna L，et al.Pectin methylesterification impacts the relationship between photosynthesis and plant growth［J］.Plant Physiology，2016，171（2）：833- 848.

[57] Shin Y S， Chane A， Jung M J，et al.Recent advances in understanding the roles of pectin as an active participant in plant signaling networks［J］.Plants，2021，10（8）：1712.

基金资助

安徽省茶叶产业技术体系项目(AHCYJSTX-11)

安徽省农业科学院科研计划项目(2025YL018)