基于TLR4/MyD88/NF-κB通路的β-石竹烯对小鼠结肠损伤的保护机制研究

Protective effects of β-caryophyllene on the colon in a water immersion restraint stress-induced mouse model

摘要

目的 探讨β-石竹烯（β-caryophyllene， BCP）对水浸束缚应激（water immersion restraint stress， WIRS）诱导的小鼠结肠损伤的保护作用及其机制。 方法 将40只雄性KM小鼠随机分为四组：对照组、模型组、低剂量BCP组（120 mg/kg）和高剂量BCP组（240 mg/kg）。所有小鼠每日进行两次灌胃给药，连续7 d。通过WIRS建立结肠炎模型，检测血清中炎症因子［白细胞介素-6（interleukin-6， IL-6）、肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α， TNF-α）、白细胞介素-1β（interleukin-1β， IL-1β）］、肝功能指标［天门冬氨酸氨基转移酶（aspartate aminotransferase， AST）、丙氨酸氨基转移酶（alanine aminotransferase， ALT）］以及结肠组织中氧化应激指标［丙二醛（malondialdehyde， MDA）、总超氧化物歧化酶（total superoxide dismutase， T-SOD）］。同时，采用苏木精-伊红染色（hematoxylin and eosin staining， HE）和过碘酸-Schiff染色（periodic acid-schiff staining， PAS）观察结肠组织结构和隐窝深度，统计杯状细胞数量，并使用Western blotting分析Toll样受体4（toll-like receptor 4， TLR4）/髓样分化因子88（myeloid differentiation primary response 88， MyD88）/核因子κB（nuclear factor kappa-B， NF-κB）信号转导通路相关蛋白的表达情况。 结果 模型组小鼠结肠隐窝结构紊乱，腺体减少，杯状细胞数量和黏液分泌显著下降，炎症因子水平显著升高（P<0.01）。低剂量和高剂量BCP处理显著改善结肠隐窝深度、腺体结构及杯状细胞数量，并降低血清炎症因子和氧化应激指标（P<0.05）。高剂量BCP组的保护作用尤为显著，接近对照组水平。此外，BCP显著抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路的激活（P<0.05）。 结论 β-石竹烯可能通过调节TLR4/MyD88/NF-κB信号通路发挥抗炎和抗氧化作用，从而减轻WIRS诱导的小鼠结肠损伤，提示其具有潜在的保护作用和临床应用前景。

Abstract

Objective To investigate the protective effects and underlying mechanisms of β-caryophyllene （BCP） against water immersion restraint stress （WIRS）-induced colonic injury in mice. Methods Forty male KM mice were randomly assigned to four groups： control， WIRS model， low-dose BCP （120 mg/kg）， and high-dose BCP （240 mg/kg）. BCP was administered via oral gavage twice daily for seven consecutive days. Colitis was induced by WIRS. Serum inflammatory cytokines： interleukin-6（IL-6）， tumor necrosis factor-α（TNF-α）， interleukin-1β（IL-1β）， liver enzymes： aspartate aminotransferase（AST）， alanine aminotransferase（ALT）， and oxidative stress markers in colonic tissue： malondialdehyde（MDA）， total superoxide dismutase（T-SOD） were quantified. Histological assessments included hematoxylin and eosin （HE） and periodic acid-Schiff （PAS） staining to evaluate crypt architecture， goblet cell density， and mucus secretion. Expression of proteins in the toll-like receptor 4（TLR4）/myeloid differentiation primary response 88（MyD88）/nuclear factor kappa-B（NF-κB） signaling pathway was analyzed by western blotting. Results WIRS induced marked colonic damage characterized by crypt distortion， reduced glandular density， goblet cell depletion， and elevated serum inflammatory markers （P<0.01）. Both low- and high-dose BCP significantly ameliorated crypt depth， glandular architecture， goblet cell numbers， and reduced inflammatory and oxidative stress markers （P<0.05）， with high-dose BCP showing effects comparable to the control group. Mechanistically， BCP suppressed activation of the TLR4/MyD88/NF-κB signaling cascade （P<0.05）. Conclusion BCP may attenuate WIRS-induced colonic injury by modulating the TLR4/MyD88/NF-κB pathway， suggesting its potential protective role and therapeutic value in stress-related intestinal disorders.

Graphical abstract

关键词

β-石竹烯 / 水浸束缚应激 / 结肠损伤 / 抗炎 / TLR4/MyD88/NF-κB信号通路

Key words

β-caryophyllene / Water immersion restraint stress / Colonic injury / Anti-inflammatory / TLR4/MyD88/NF-κB signaling pathway

应激性肠病（irritable bowel disease， IBD）是一组由多因素引起的慢性消化道炎症性疾病，主要累及小肠末端和结肠，可导致肠道结构和功能受损^［1］。氧化应激^［2］和炎症反应^［3］在IBD的病理学过程中起着重要作用，TLR4/MyD88/NF-κB信号转导通路在调节肠道炎症反应和氧化应激中发挥着关键作用，过度激活会加剧结肠损伤^［4-5］。尽管目前针对IBD的治疗方法有所进展，但由于现有药物的不良反应、耐药性以及长期使用的局限性，亟待探索具有更高安全性和有效性的替代治疗方案。

β-石竹烯（β-caryophyllene， BCP）是一种源自多种天然植物的倍半萜类化合物，常作为食品添加剂使用，因其在抗炎^［6-8］、抗氧化^［9］和免疫调节^［10］等方面的潜在健康效益而备受关注。近年来，研究^［11］发现BCP在多种炎症性疾病，尤其在缓解氧化应激^［12］和炎症^［13］引发的组织损伤显示出显著的保护作用。然而，BCP在应激性肠病中的保护作用及其作用机制仍需进一步研究，尤其是其对由水浸束缚应激（water immersion restraint stress， WIRS）模型引发的结肠损伤的影响。

本研究通过建立WIRS小鼠模型，评估不同剂量的BCP对结肠损伤的保护作用，重点探讨其可能通过TLR4/MyD88/NF-κB信号转导通路调控炎症反应和氧化应激的机制。通过检测炎症因子水平、氧化应激指标、结肠组织结构和杯状细胞分泌功能，系统性分析BCP的保护作用及潜在临床应用价值，为其作为安全有效的IBD辅助治疗提供科学依据。

1 材料

1.1 动物

昆明种（KM）雄性小鼠40只，6~8周龄，平均体重（20±2）g，购自南方医科大学［SYXK（粤）2022-0125］。小鼠在20~25 ℃、45%~55%湿度、12 h光暗循环条件下适应1周。本研究获伦理批准（gdpulacSPF2022456）。

1.2 药物与试剂

β-石竹烯（CAS号： 87-44-5，质量分数>98%），由MCE（MedChemExpress）公司生产，批号： HY-N1415；丙氨酸氨基转移酶（alanine aminotransferase， ALT）、天门冬氨酸氨基转移酶（aspartate aminotransferase， AST）检测试剂盒（南京建成生物，批号：C009-2-1、C010-2-1）；总超氧化物歧化酶（T-SOD）和丙二醛（MDA）检测试剂盒（Servicebio，批号：MPC2401003、MPC2405084）；小鼠TNF-α和IL-6 ELISA试剂盒（酶免，批号：MM-0132M2、MM-0163M1）；小鼠IL-1β ELISA试剂盒（江莱生物，货号：JL18442）等。

1.3 仪器

设备包括：HistoCore Arcadia C石蜡包埋机，Leica公司的DMI3000B电子显微镜，艾肯水精灵公司生产的AK-RO-C2实验室超纯水机，Servicebio公司的MX-F涡旋混合器等。

2 方法

2.1 分组、模型制备及给药处理

选取40只雄性KM小鼠，随机分为四组，每组10只：对照组、模型组、低剂量BCP组（120 mg/kg）和高剂量BCP组（240 mg/kg）。低剂量组和高剂量组小鼠每日灌胃BCP（10 mL/kg）2次，连续7 d；模型组和对照组小鼠每日灌胃等量生理盐水。在给药第7天，小鼠禁食12 h后，模型组及BCP处理组小鼠接受水浸束缚应激（WIRS）造模。具体方法为：将小鼠固定于束缚装置上，置入（15±2）℃的水中，水深至胸部，持续12 h（图1）。对照组小鼠不进行水浸束缚造模，仅常规饲养。

2.2 监测体重

在实验开始时，记录所有小鼠的初始体重（第1天）。在整个实验过程中（第2至第7天），每天定时监测并记录小鼠的体重变化，造模12 h后，进行最后一次体重测量，以便评估造模前后的体重变化。

2.3 结肠长度测量

实验结束后，对小鼠进行麻醉并处死，迅速解剖获取结肠。将结肠从盲肠至直肠进行完整分离并平铺测量其长度。使用直尺（精度1 mm）测量各组小鼠的结肠长度，并记录各组的平均值。

2.4 结肠组织HE、PAS染色及隐窝深度测量与杯状细胞计数

取结肠固定于10%福尔马林液24 h，取材、脱水，常规石蜡包埋，切片5 μm。切片脱蜡、脱水复水后，分别进行苏木精-伊红染色（hematoxylin and eosin staining， HE）和过碘酸-Schiff染色（periodic acid-Schiff staining， PAS）。HE染色为切片用苏木精染色，盐酸酒精分化，伊红染色，脱水透明封片，PAS染色为切片用1%过碘酸溶液处理，蒸馏水漂洗后，Schiff试剂染色，复染苏木精，最后脱水封片。染色后，通过显微镜观察结肠黏膜结构、炎症细胞浸润、组织损伤及杯状细胞分布。杯状细胞和黏液呈紫红色，细胞核染蓝色。隐窝深度用Image J软件测量，每张切片随机选取5~10个隐窝，计算平均值。杯状细胞计数随机选择5~10个完整隐窝，统计每个隐窝的杯状细胞数量，并计算组间比较。

2.5 血清及结肠组织生化指标测定

实验结束后，采集小鼠眼球血，以3 000 rpm离心10 min，分离得到血清。根据试剂盒说明，测定血清中的ALT和AST，并通过ELISA法检测血清中TNF-α、IL-6及IL-1β水平。取结肠组织，用生理盐水制备10%组织匀浆，4 000 rpm离心10 min，取上清。使用试剂盒检测结肠组织中的丙二醛（MDA）和总超氧化物歧化酶（T-SOD）含量，按说明操作。

2.6 蛋白质免疫印迹（Western Blot）分析

收集小鼠结肠组织，使用RIPA裂解液提取总蛋白，通过BCA法测定蛋白浓度。蛋白样品经SDS-PAGE电泳后转膜至PVDF膜，5%脱脂奶粉封闭1小时，4 ℃过夜孵育TLR4、MyD88、NF-κB p65和β-actin一级抗体。之后，室温孵育二级抗体1 h，使用ECL显色并成像，利用Image J分析蛋白表达，β-actin作为内参进行归一化。

2.7 统计学方法

数据以（\overline{x}±s）表示，使用SPSS22.0进行分析，组间差异通过单因素方差分析（One-way ANOVA）比较，事后分析采用LSD或Dunnett's T3检验（根据方差齐性选择）。P<0.05表示差异具有统计学意义。

3 结果

3.1 各组小鼠的体重变化

实验期间，各组小鼠体重逐渐增加。第1天时各组初始体重无显著差异。随着实验进行，模型组体重增长缓慢，而BCP低、高剂量组体重增长显著，尤其在第6至第7天。到第8天时，BCP高剂量组的小鼠体重相比模型组有所改善，表明BCP能够缓解水浸束缚应激模型小鼠的体重变化（图2）。

3.2 血清AST、ALT与结肠MDA、T-SOD水平结果

模型组小鼠血清中的AST和ALT水平显著高于对照组（P<0.01），显示出明显的应激性损伤。与模型组相比，低剂量和高剂量BCP组的血清AST和ALT水平显著降低（P<0.01），表明BCP能够有效地减轻WIRS模型小鼠结肠炎引起的肝脏功能损伤，具有潜在的抗炎和保护作用（图3、4）。

同时，模型组小鼠结肠MDA水平显著升高（P<0.01），提示氧化应激增加。BCP处理后，MDA水平显著下降（P<0.05，P<0.01），显示其减轻氧化应激的效果。模型组T-SOD活性显著高于对照组（P<0.01），而BCP处理组的T-SOD活性显著下降（P<0.05，P<0.01），表明BCP能够调节抗氧化应激反应，缓解组织损伤（图5、6）。

3.3 结肠长度结果

模型组小鼠结肠长度显著缩短（P<0.01），低剂量组无明显改善（P>0.05），而高剂量组显著增加结肠长度（P<0.01），接近对照组水平（P<0.01）。这表明高剂量BCP对WIRS诱导的结肠损伤具有明显的修复作用（图7）。

3.4 结肠组织HE与PAS染色结果及隐窝深度、杯状细胞数量分析

HE染色结果显示，模型组小鼠结肠组织结构紊乱，绒毛缩短，腺体受损，伴大量炎症细胞浸润。低剂量BCP组结肠组织结构部分恢复，腺体排列较规整，炎症减轻；高剂量BCP组结构接近正常，绒毛整齐，腺体修复良好，炎症显著减少。隐窝深度分析显示，模型组隐窝深度显著低于对照组（P<0.01），低剂量和高剂量BCP组均有所增加，且高剂量组接近对照组水平（P<0.01，图8）。

PAS染色结果表明，对照组杯状细胞数量丰富且分布均匀，模型组杯状细胞数量和黏液分泌显著减少（P<0.01），腺体结构紊乱。低剂量BCP组杯状细胞数量有所恢复（P<0.05），但分布不均，高剂量BCP组杯状细胞数量和黏液分泌接近对照组水平（P<0.05），腺体结构完整，炎症明显减少。总体结果表明，β-石竹烯干预，尤其高剂量，可有效地改善结肠组织损伤，恢复隐窝结构及杯状细胞分泌功能（图9）。

3.5 血清ELISA检测结果

模型组小鼠血清中IL-6、TNF-α和IL-1β水平显著升高（P<0.01），表明WIRS引发明显炎症反应。与模型组相比，低剂量和高剂量BCP组炎症因子水平均显著下降（P<0.05或P<0.01），其中高剂量组下降幅度更大（P<0.01）。结果提示，β-石竹烯可有效地抑制WIRS诱导的炎症反应，且高剂量组抗炎作用更为明显（图10~12）。

3.6 Western Blot结果

Western Blot分析显示，模型组小鼠结肠组织中TLR4、MyD88和NF-κB p65蛋白表达显著增加（P<0.01），提示WIRS诱导了结肠炎症反应的激活。相比之下，BCP处理组，高剂量BCP组显著抑制了TLR4、MyD88和NF-κB p65的表达（P<0.05），其蛋白水平接近对照组。这表明BCP通过抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路的激活，发挥了抗炎作用（图13）。

4 讨论

随着生活节奏的加快，胃肠道疾病的发病率逐渐上升，尤其是与压力相关的消化系统功能障碍^［14］。应激反应会导致机体稳态失衡^［15］，胃肠道作为应激反应的主要靶器官之一^［16］，容易受到影响，进而引发包括消化性溃疡在内的多种胃肠疾病^［17］。BCP是一种天然倍半萜类化合物，具有抗炎和抗氧化作用^［18］，能够通过激活CB₂受体减轻胃肠道损伤，减少炎症细胞浸润，促进组织修复和功能恢复^［19］。

本研究发现，结肠长度显著缩短是结肠炎和其他肠道炎症模型中的典型特征^［20］。炎症通过诱导结肠平滑肌持续痉挛、黏膜下层纤维化和组织坏死，最终导致结肠显著收缩^［21］。在结肠炎模型中，结肠长度的缩短常用于评估肠道炎症的严重性^［22-23］。本研究中，模型组小鼠的结肠长度显著缩短，且与血清中炎症因子（如IL-6、TNF-α、IL-1β）水平的升高密切相关。炎症因子通过破坏黏膜屏障、诱导纤维化并促进炎症细胞浸润，加剧了结肠的收缩^［24］。BCP处理组，尤其是高剂量组，显著恢复了结肠长度，表明BCP通过抑制炎症反应和组织损伤发挥了保护作用。

BCP在改善结肠组织损伤方面的作用也体现在组织结构和屏障功能的修复上。模型组小鼠表现出腺体破坏、隐窝深度显著降低以及杯状细胞数量减少，这些病理学变化反映了结肠屏障功能的显著损伤。隐窝深度的降低通常与肠道黏膜萎缩、屏障完整性损害以及黏膜上皮细胞更新能力下降密切相关^［25］。杯状细胞数量的减少会导致黏液分泌减少，进而削弱黏膜屏障的防御能力^［26］。BCP处理后，尤其是高剂量组，小鼠结肠腺体结构恢复良好，隐窝深度显著增加，杯状细胞数量也显著恢复，并伴有黏液分泌功能的提升。黏液分泌作为肠道屏障功能的重要组成部分，其恢复表明BCP在保护屏障完整性、减少炎症扩散和阻止进一步组织损伤方面具有重要作用。研究^［27］表明，隐窝深度的恢复和杯状细胞数量的增加是肠道屏障功能重建的关键指标，能够显著改善炎症性肠病中的病理学表现。这种屏障功能的改善与结肠长度的恢复相辅相成，进一步表明BCP的多重保护作用。

炎症因子的升高是WIRS模型中炎症反应的核心特征^［28］。本研究发现，模型组小鼠血清中IL-6、TNF-α和IL-1β水平显著升高，而BCP处理显著降低了这些炎症因子的水平。高剂量BCP组的炎症因子水平接近对照组，这表明BCP能够通过显著抑制促炎因子的释放，减轻结肠炎症反应。这种抑制作用不仅有助于缓解腺体破坏和屏障功能损伤，还可能通过减少平滑肌的异常收缩反应，进一步缓解结肠长度的缩短。

此外，炎症因子的减少与氧化应激的改善密切相关^［29］。氧化应激是WIRS诱导结肠损伤的另一个重要机制^［30］。本研究发现，模型组小鼠结肠MDA水平显著升高，提示脂质过氧化加剧，T-SOD活性升高可能是机体对氧化应激的代偿性反应。BCP处理显著降低了MDA水平，同时恢复了T-SOD活性，尤其是高剂量组在改善氧化应激指标上表现尤为显著。这可能与BCP作为天然抗氧化剂的特性有关，其能够清除多余自由基并提高内源性抗氧化酶活性，从而降低氧化负荷，保护组织免受进一步的氧化应激损伤^［31］。炎症因子水平的下降和氧化应激的减轻共同作用，为肠道屏障和组织的修复提供了有利条件。

TLR4/MyD88/NF-κB信号通路在调控炎症和氧化应激过程中发挥了关键作用^［32］。本研究发现，模型组小鼠结肠组织中TLR4、MyD88和NF-κB的表达显著升高，提示该信号转导通路在WIRS诱导的结肠损伤中被过度激活。BCP处理显著抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路激活，尤其在高剂量组中，相关蛋白表达接近对照组。结果表明，BCP可能通过阻断该通路的激活，抑制促炎因子释放，缓解炎症反应，从而发挥保护作用。此外，TLR4/MyD88/NF-κB信号转导通路的抑制作用与氧化应激指标和炎症因子的改善相一致，进一步支持BCP的多重机制。

尽管BCP的多种生物学活性已得到广泛关注^［33］，但其抗炎^［34］和抗氧化^［35］作用近年来才逐渐受到重视。本研究首次系统评估了BCP在WIRS诱导的结肠炎症中的保护作用，结果显示BCP通过抗炎和抗氧化作用，显著缓解了WIRS诱导的小鼠结肠损伤，其机制可能与抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路和调节氧化应激相关。本研究结果为BCP作为安全有效的食品添加剂在IBD的辅助治疗中提供了实验依据。然而，仍需进一步研究BCP在其他IBD模型中的作用及其临床应用的安全性和有效性，以支持其在未来治疗策略中的潜在应用价值。

参考文献

[1] LACY B E， PIMENTEL M， BRENNER D M，et al. ACG clinical guideline：Management of irritable bowel syndrome［J］. The American Journal of Gastroenterology，2021，116（1）：17-44．

[2] SAHOO D K， HEILMANN R M， PAITAL B，et al. Oxidative stress，hormones，and effects of natural antioxidants on intestinal inflammation in inflammatory bowel disease［J］. Frontiers in Endocrinology，2023，14：1217165．

[3] GREUTER T， VAVRICKA S R. Extraintestinal manifestations in inflammatory bowel disease-epidemiology，genetics，and pathogenesis［J］. Expert Review of Gastroenterology & Hepatology，2019，13（4）：307-317．

[4] 朱涛，冀来喜，任佳，等. 麦粒灸调控TLR4/MyD88/NF-κB信号通路减轻溃疡性结肠炎小鼠结肠损伤的机制研究［J］. 针刺研究，2024，49（8）：836-844．

[5] JIN B R， CHUNG K S， HWANG S，et al. Rosmarinic acid represses colitis-associated colon cancer：A pivotal involvement of the TLR4-mediated NF-κB-STAT3 axis［J］. Neoplasia，2021，23（6）：561-573．

[6] 刘胜伟，沈正泽，任忠洋，等. β-石竹烯抗脑缺血/再灌注损伤的网络药理学研究及在体验证［J］. 西部中医药，2024，37（11）：63-69．

[7] HERNANDEZ-LEON A， GONZÁLEZ-TRUJANO M E， NARVÁEZ-GONZÁLEZ F，et al. Role of β-caryophyllene in the antinociceptive and anti-inflammatory effects of Tagetes lucida cav. essential oil［J］. Molecules，2020，25（3）：675．

[8] MANNINO F， PALLIO G， IMBESI C，et al. Beta-caryophyllene，a plant-derived CB2 receptor agonist，protects SH-SY5Y cells from cadmium-induced toxicity［J］. International Journal of Molecular Sciences，2023，24（20）：15487．

[9] MAMDOUH HASHIESH H， SHEIKH A， MEERAN M F N，et al. β-caryophyllene，a dietary phytocannabinoid，alleviates diabetic cardiomyopathy in mice by inhibiting oxidative stress and inflammation activating cannabinoid type-2 receptors［J］. ACS Pharmacology & Translational Science，2023，6（8）：1129-1142．

[10] JHA N K， SHARMA C， HASHIESH H M，et al. β-caryophyllene，A natural dietary CB2 receptor selective cannabinoid can be a candidate to target the trinity of infection，immunity，and inflammation in COVID-19［J］. Frontiers in Pharmacology，2021，12：590201．

[11] MAZZANTINI C， BOURJI Z EL， PARISIO C，et al. Anti-inflammatory properties of cannabidiol and beta-caryophyllene alone or combined in an in vitro inflammation model［J］. Pharmaceuticals，2024，17（4）：467．

[12] ULLAH H， DI MINNO A， SANTARCANGELO C，et al. Improvement of oxidative stress and mitochondrial dysfunction by β-caryophyllene：A focus on the nervous system［J］. Antioxidants，2021，10（4）：546．

[13] LI W Y， YANG F， CHEN J H，et al. β-caryophyllene ameliorates MSU-induced gouty arthritis and inflammation through inhibiting NLRP3 and NF-κB signal pathway：In silico and in vivo ［J］. Frontiers in Pharmacology，2021，12：651305．

[14] SHALER C R， PARCO A A， ELHENAWY W，et al. Psychological stress impairs IL22-driven protective gut mucosal immunity against colonising pathobionts［J］. Nature Communications，2021，12（1）：6664．

[15] JOSEPH D N， WHIRLEDGE S. Stress and the HPA axis：Balancing homeostasis and fertility［J］. International Journal of Molecular Sciences，2017，18（10）：2224．

[16] MORYS J， MAŁECKI A， NOWACKA-CHMIELEWSKA M. Stress and the gut-brain axis：An inflammatory perspective［J］. Frontiers in Molecular Neuroscience，2024，17：1415567．

[17] KONTUREK P C， BRZOZOWSKI T， KONTUREK S J. Stress and the gut：Pathophysiology，clinical consequences，diagnostic approach and treatment options［J］. Journal of Physiology and Pharmacology，2011，62（6）：591-599．

[18] FRANCOMANO F， CARUSO A， BARBAROSSA A，et al. β-caryophyllene：A sesquiterpene with countless biological properties［J］. Applied Sciences，2019，9（24）：5420．

[19] BENTO A F， MARCON R， DUTRA R C，et al. β-caryophyllene inhibits dextran sulfate sodium-induced colitis in mice through CB2 receptor activation and PPARγ pathway［J］. The American Journal of Pathology，2011，178（3）：1153-1166．

[20] YAN Y T， KOLACHALA V， DALMASSO G，et al. Temporal and spatial analysis of clinical and molecular parameters in dextran sodium sulfate induced colitis［J］. PLoS One，2009，4（6）：e6073．

[21] XIN S Z， LIU X H， HE C W，et al. Inflammation accelerating intestinal fibrosis：From mechanism to clinic［J］. European Journal of Medical Research，2024，29（1）：335．

[22] SOLOMON L， MANSOR S， MALLON P，et al. The dextran sulphate sodium （DSS） model of colitis：An overview［J］. Comparative Clinical Pathology，2010，19（3）：235-239．

[23] SILVA I， PINTO R， MATEUS V. Preclinical study in vivo for new pharmacological approaches in inflammatory bowel disease：A systematic review of chronic model of TNBS-induced colitis［J］. Journal of Clinical Medicine，2019，8（10）：1574．

[24] BOROWCZAK J， SZCZERBOWSKI K， MANIEWSKI M，et al. The role of inflammatory cytokines in the pathogenesis of colorectal carcinoma-recent findings and review［J］. Biomedicines，2022，10（7）：1670．

[25] KONOPKA A， GAWIN K， BARSZCZ M. Hedgehog signalling pathway and its role in shaping the architecture of intestinal epithelium［J］. International Journal of Molecular Sciences，2024，25（22）：12007．

[26] NYSTRÖM E E L， MARTINEZ-ABAD B， ARIKE L， et al. An intercrypt subpopulation of goblet cells is essential for colonic mucus barrier function［J］. Science，2021，372（6539）：eabb1590．

[27] WANG Z C， SHEN J. The role of goblet cells in Crohn' s disease［J］. Cell & Bioscience，2024，14（1）：43．

[28] LOPES A L F， SILVA ARAÚJO A K DA， DE SOUSA CHAVES L，et al. Protective effect of alpha-ketoglutarate against water-immersion restraint stress-induced gastric mucosal damage in mice［J］. European Journal of Pharmacology，2023，960：176118．

[29] BOEING T， DE SOUZA P， BONOMINI T J，et al. Antioxidant and anti-inflammatory effect of plumieride in dextran sulfate sodium-induced colitis in mice［J］. Biomedicine & Pharmacotherapy，2018，99：697-703．

[30] XU X Y， HU H M， ZENG H Z，et al. Sinisan ameliorates colonic injury induced by water immersion restraint stress by enhancing intestinal barrier function and the gut microbiota structure［J］. Pharmaceutical Biology，2023，61（1）：598-609．

[31] 何佩宜，李思咏，黄诚宇，等. β-石竹烯的药理学研究进展［J］. 广东药科大学学报，2024，40（5）：154-158．

[32] SEIF M， DEABES M， EL-ASKARY A，et al. Ephedra sinica mitigates hepatic oxidative stress and inflammation via suppressing the TLR4/MyD88/NF-κB pathway in fipronil-treated rats［J］. Environmental Science and Pollution Research International， 2021， 28（44）：62943-62958．

[33] SCANDIFFIO R， GEDDO F， COTTONE E，et al. Protective effects of （E）-β-caryophyllene （BCP） in chronic inflammation［J］. Nutrients，2020，12（11）：3273．

[34] VIVEIROS M M H， SILVA M G， COSTA J G M DA，et al. Anti-inflammatory effects of α-humulene and β-caryophyllene on pterygium fibroblasts［J］. International Journal of Ophthalmology，2022，15（12）：1903-1907．

[35] REFAAT B， EL-BOSHY M. Protective antioxidative and anti-inflammatory actions of β-caryophyllene against sulfasalazine-induced nephrotoxicity in rat［J］. Experimental Biology and Medicine，2022，247（8）：691-699．

基金资助

广东省自然科学基金(2017A030313856)