东方田鼠自发性卵巢癌的生物学特性

Biological characteristics of spontaneous ovarian cancer in Microtusfortis

摘要

目的 在野生东方田鼠实验动物化培育过程中，9~15月龄东方田鼠在自然条件下能发生与人类上皮性卵巢癌相似的单一上皮性卵巢癌，但其病理类型和生物学特性尚不清楚。本研究对东方田鼠自发性卵巢癌的生物学特性进行分析，以期将东方田鼠发展成为人类上皮性卵巢癌的动物模型。 方法 选取3只9~15月龄自发卵巢癌的雌性东方田鼠作为卵巢癌组，并选取与患病动物同窝的健康东方田鼠作为对照组。解剖2组东方田鼠，观察其卵巢病理变化；采用生化分析方法测定东方田鼠血常规和血液生化指标，苏木精-伊红(hematoxylin and eosin，HE)染色观察东方田鼠卵巢癌组织的病理变化，免疫组织化学染色检测卵巢癌常见免疫组织化学标志的蛋白质表达，实时反转录聚合酶链反应(real-time reverse transcription PCR，real-time RT-PCR)检测卵巢癌致病相关基因的转录水平。 结果 东方田鼠自发性卵巢癌以双侧发病为主，肿瘤呈实性或囊实性；经HE染色及组织病理学分析，证实东方田鼠卵巢肿瘤来源为卵巢表面上皮组织。与对照组相比，卵巢癌组血红蛋白水平(P<0.01)、红细胞压积水平(P<0.05)、白蛋白水平(P<0.05)、血糖水平(P<0.01)显著下降，而淋巴细胞水平(P<0.05)、单核细胞百分比(P<0.05)、胆固醇水平(P<0.01)、孕酮水平(P<0.01)显著上升。卵巢癌组中卵巢癌致病相关基因ID3、CDC42、RHOA、RB1CC1、NF1、PIN1、MIB1、PDS5A、MCM7和MLH1表达均显著下调(均P<0.05)，PAX8基因表达显著上调(P<0.05)。免疫组织化学染色结果显示WT1蛋白主要分布在整个细胞中，其在卵巢癌东方田鼠中表达水平相较于健康东方田鼠显著升高；肿瘤蛋白53(tumor protein 53，TP53)在健康东方田鼠和卵巢癌东方田鼠中均表达，分布在整个细胞中；而肝细胞核因子1β、孕激素受体蛋白在健康东方田鼠卵巢中高表达，在卵巢癌东方田鼠中表达水平显著降低，但均分布在细胞质中。 结论 东方田鼠自发性卵巢癌为浆液性卵巢癌，与健康东方田鼠相比，卵巢组织形态、生物化学指标、卵巢癌致病相关基因及蛋白质表达均有显著差异，与人类浆液性卵巢癌生物学特性具有相似性，提示东方田鼠有望成为研究人类浆液性卵巢癌的理想动物模型。

Abstract

Objective Wild-caught Microtus fortis (M. fortis) at the age of 9-15 months can develop epithelial ovarian cancers similar to human epithelial ovarian cancers under natural conditions during experimental animal breeding, but its pathological types and biological characteristics remain unclear. This study aims to analyze the biological characteristics of spontaneous ovarian cancer in M. fortis, intending to develop M. fortis as an animal model for human epithelial ovarian cancer. Methods The female M. fortis (9-15 months old) with spontaneous ovarian cancer were selected as the experimental group, and healthy M. fortis from the same litter were selected as the control group. The ovarian pathological changes of the two groups were observed by dissection. Blood routine and biochemical indicators were measured by biochemical analysis. Hematoxylin and eosin (HE) staining was performed to observe the pathological changes in the ovarian cancer tissue of M. fortis. Immunohistochemical staining was used to detect the protein expression of common ovarian cancer markers, and real-time RT-PCR was used to analyze the transcription levels of ovarian cancer-related genes. Results Spontaneous ovarian cancer in M. fortis mainly affects both ovaries, with tumors appearing solid or cystic. HE staining and histopathological analysis confirmed that the ovarian tumors originated from ovarian surface epithelium. Compared to the control group, the experimental group showed significantly decreased hemoglobin (P<0.01), hematocrit (P<0.05), albumin (P<0.05), and blood glucose levels (P<0.01), while lymphocyte percentage (P<0.05), monocyte percentage (P<0.05), cholesterol (P<0.01), and progesterone (P<0.01) levels were significantly increased. Expression of ovarian cancer-related genes, including ID3, CDC42, RHOA, RB1CC1, NF1, PIN1, MIB1, PDS5A, MCM7, and MLH1, was significantly downregulated (all P<0.05), while PAX8 gene expression was significantly upregulated (P<0.05). Immunohistochemical results showed that Wilms’ tumor gene 1 (WT1) protein was mainly distributed throughout the cell, with significantly higher expression in ovarian cancer M. fortis. Tumor protein 53 (TP53) was expressed in both healthy and ovarian cancer M. fortis and was distributed throughout the cell. Hepatocyte nuclear factor 1 beta (HNF1B) and progesterone receptor (PR) protein were highly expressed in the ovarian tissue of healthy M. fortis but were significantly reduced in the ovarian cancer M. fortis, though both were located in the cytoplasm. Conclusion Spontaneous ovarian cancer in M. fortis is serous ovarian cancer. Compared to healthy M. fortis, significant differences were observed in ovarian tissue morphology, biochemical indicators, ovarian cancer-related gene expression, and protein expression, which show similarity to the biological characteristics of human serous ovarian cancer. This suggests that M. fortis could be an ideal animal model for studying human serous ovarian cancer.

Graphical abstract

关键词

东方田鼠 / 卵巢上皮癌 / 浆液性癌 / 免疫组织化学染色 / 基因表达

Key words

Microtus fortis / ovarian epithelial cancer / serous carcinoma / immunohistohemical staining / gene expression

卵巢癌(ovarian cancer，OVC)不仅是女性生殖系统三大恶性肿瘤之一，还是妇科肿瘤中病死率最高的肿瘤，严重威胁妇女健康^[1]。卵巢癌病理类型极其复杂，上皮性肿瘤是最常见的卵巢癌类型，约占卵巢肿瘤的90%，易发生广泛的腹腔内转移，且预后较差，病死率较高^[2]。但由于卵巢位置特殊，发病隐匿，初期临床症状不明显，临床研究开展受诸多条件限制，缺乏有效的早期筛查手段和防治方法^[3-4]。因此，开展卵巢癌动物模型研究，对了解卵巢癌的发生、发展机制，认识其复杂的组织病理学和生理学特性，建立早期筛查和诊断方法，推进卵巢癌防治具有重要的理论意义与实验研究价值。

东方田鼠(Microtus fortis，M. fortis)属于哺乳纲、啮齿目、仓鼠科、田鼠亚科、田鼠属，主要分布在中国、俄罗斯、朝鲜和蒙古，是一种重要的新型实验动物资源^[5]。前期本课题组发现9~15月龄的雌性东方田鼠能自然发生卵巢癌，经临床与病理组织学分析发现东方田鼠自发性卵巢癌均为单一上皮性卵巢癌，且与人类上皮性卵巢癌的发展进程非常接近^[6]。目前，自然环境下哺乳动物自发性卵巢癌十分罕见，东方田鼠自发性卵巢癌可能是研究人类卵巢癌的理想模型，值得进一步深入研究。

因此，本研究从病理组织学、生物化学、基因水平、蛋白质水平等方面，对东方田鼠自发性卵巢癌的生物学特性进行分析，旨在将东方田鼠自发性卵巢癌模型更好地应用于人类卵巢癌的临床前研究。

1 材料与方法

1.1 伦理声明

本研究已获得中南大学湘雅医学院伦理委员会批准(审批号：2021sydw0346)。

1.2 动物及分组

东方田鼠为中南大学湘雅医学院实验动物学部所培养繁育的具有较高卵巢癌患病风险的东方田鼠群体，饲养于中南大学湘雅医学院实验动物学部。东方田鼠严格按照相关标准进行饲养繁殖，其饲养环境为普通环境，温度(22±1) ℃，相对湿度60%，噪音≤60 dB，明暗周期12 h/12 h，动物光照强度15 lx，氨浓度≤14 mg/m³，风速0.2 m/s，自由进食，饲料为东方田鼠专用饲料(江苏美迪森生物医药有限公司)；饮用水为净化后再经高温高压处理冷却的自来水^[7]。

选取3只9~15月龄自发卵巢癌的雌性东方田鼠(体重为60~80 g)作为卵巢癌组，并选取与患病动物同窝的3只健康东方田鼠(体重为60~80 g)作为对照组。2组动物均使用1.5%异氟烷(货号：R510-22-16，深圳市瑞沃德生命科技股份有限公司)麻醉后进行病理解剖并拍照记录，通过肝门静脉采集血液样本。随后采用颈椎脱臼法对2组东方田鼠进行安乐死，并采集卵巢组织等病理样本。东方田鼠卵巢组织样本分为两部分：一部分用4%多聚甲醛溶液(货号：LA0427，英国LABCOMS公司)固定，常温保存；另一部分用液氮快速冷冻后，-80 ℃冰箱保存。血液样本一部分置于EDTA-K2抗凝管中立即进行血常规检测，另一部分于室温静置，离心收集血清进行血液生化指标检测。

1.3 东方田鼠临床特征观察

观察并记录自发卵巢癌东方田鼠的临床特征，包括体重、行为变化、发病时间、肿瘤生长情况及其他异常症状。

1.4 病理组织学特征观察

采用苏木精-伊红(hematoxylin and eosin，HE)染色观察东方田鼠卵巢癌组织病理变化。固定在4%多聚甲醛溶液中的卵巢组织样本经酒精脱水、浸蜡包埋后制作成石蜡切片(4 μm)。根据常规HE染色法，对组织切片进行HE染色，在光学显微镜下观察组织病理学变化。

1.5 血液生化分析

分别采集卵巢癌组与对照组的全血和血清，利用自动血细胞分析设备(XN-1000-B1，日本Sysmex公司)和自动生化分析设备(Catalyst One^®，美国IDEXX公司)进行血常规检测和血液生化分析。血常规检测指标包括白细胞(white blood cell，WBC)、红细胞(red blood cell，RBC)、血小板(platelet，PLT)、血红蛋白(hemoglobin，HGB)、红细胞压积(hematocrit，HCT)、平均红细胞体积(mean corpuscular volume，MCV)、平均红细胞血红蛋白含量(mean corpuscular hemoglobin，MCH)、平均红细胞血红蛋白浓度(mean corpuscular hemoglobin concentration，MCHC)、有核红细胞百分比(nucleated red blood cell percentage，NRBC%)、中性粒细胞百分比(neutrophil percentage，NEUT%)、淋巴细胞百分比(lymphocyte ratio，LYMPH%)、单核细胞百分比(monocyte ratio，MONO%)、嗜酸性粒细胞百分比(eosinophil ratio，EO%)和嗜碱性粒细胞百分比(basophil ratio，BASO%)。血液生化检测指标包括白蛋白、碱性磷酸酶(alkaline phosphatase，ALP)、丙氨酸转氨酶(alanine aminotransferase，ALT)、胰淀粉酶、天冬氨酸转氨酶(aspartate aminotransferase，AST)、血尿素氮(blood urea nitrogen，BUN)、钙离子、胆固醇、肌酐(creatinine，Cr)、谷氨酰转移酶(gamma-glutamyl transferase，GGT)、球蛋白、血糖、脂肪酶、磷离子、总胆红素(total bilirubin，TBil)、总蛋白(total protein，TP)、白蛋白/球蛋白、BUN/Cr、孕酮。

1.6 Real-time RT-PCR检测卵巢癌致病相关基因的表达

基于前期转录组测序结果^[8]，使用RNAsimple Total RNA试剂盒[天根生化科技(北京)有限公司]提取卵巢组织的总RNA。利用PrimeScript^TM RT试剂盒(Perfect Real Time，日本TaKaRa公司)进行反转录，获得cDNA模板。以cDNA为模板，进行real-time RT-PCR反应。反应体系为10 μL，正向引物与反向引物各0.5 μL，cDNA模板1 μL。反应条件为：95 ℃预变性30 s；95 ℃变性5 s，60 ℃退火延伸30 s，40个循环。采用2^-ΔΔCt法计算目的基因mRNA相对表达量。通过Primer5.0软件设计引物，引物序列见表1，东方田鼠GAPDH基因为内参基因。

1.7 免疫组织化学染色

选择东方田鼠正常卵巢组织与卵巢癌肿瘤组织石蜡组织切片样本，对组织切片进行脱蜡处理，酒精浓度梯度降序复水，高温水浴条件下用EDTA缓冲液进行抗原修复，加入10% BSA-PBS封闭非特异性结合位点。随后分别用兔抗肿瘤蛋白53(tumor protein 53，TP53)单克隆抗体(货号：ab62376，英国Abcam公司)、兔抗孕激素受体(progesterone receptor，PR)单克隆抗体(货号：790-4296，瑞士Roche公司)、鼠抗WT1(Wilms’ tumor gene 1)单克隆抗体(货号：ZM-0269，中国中杉金桥生物技术有限公司)、兔抗肝细胞核因子1β(hepatocyte nuclear factor 1 beta，HNF1B)多克隆抗体(货号：ZA-0129，中国中杉金桥生物技术有限公司)进行孵育，37 ℃孵育1 h，4 ℃孵育过夜(总时间>18 h)。清洗多余抗体后与辣根过氧化物酶(horseradish peroxidase，HRP)标记的羊抗鼠或羊抗兔二抗在37 ℃孵育20~30 min，经二氨基联苯胺(3,3’- diaminobenzidine，DAB)显色，苏木精复染，脱水风干中性树胶封片后在光学显微镜下观察。

1.8 统计学处理

所有数据使用GraphPad Prism 8软件进行分析。血常规、血液生化指标及靶基因表达量等计量资料以均数±标准差(\overline{x}±s)表示，2组比较采用独立样本t检验，以P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结 果

2.1 自发性卵巢癌东方田鼠临床体征

与对照组相比，发生卵巢癌的东方田鼠出现腹部增大(图1)，精神萎靡，活动能力减弱。解剖后发现东方田鼠自发性卵巢癌以双侧发病为主，肿瘤呈实性或囊实性，卵巢癌肿瘤组织体积为1 000~3 500 mm³，有转移，常有血性腹水(图2)。

2.2 组织病理学变化

正常东方田鼠卵巢组织无明显病理学改变。卵巢卵泡的多个发育阶段清晰可见，在未成熟的原始卵泡中可见1个卵母细胞和单层扁平细胞，在次级和成熟的卵泡中，卵母细胞周围有多层颗粒细胞和透明带(图3A~3C)。

发生卵巢癌东方田鼠的卵巢组织无正常卵巢结构形态，未见皮质各级卵泡，肿瘤细胞致密成片生长，有较不明显的条索样或被挤压的腔隙样(图3G)。边缘细胞呈极性，栅栏状整齐排列，扁平或立方状；局部细胞质明显空泡化，胞核较为稀疏(图3D、2E)。肿瘤细胞异型性中等，有病理性核分裂象，核质比高，核深染(图3F)。肿瘤细胞向外或腔内树状突出，为单层或多层立方柱状细胞，部分肿瘤细胞的胞质内含有较多蛋白质样物质(图3H)。局部见增生肿瘤细胞形成囊腔，腔内见明显钙化灶、脱落坏死细胞碎片和蛋白质样物质(图3I)。

2.3 血常规和血液生化结果

与健康东方田鼠相比，发生卵巢癌的东方田鼠的HGB水平(P<0.01)、HCT水平(P<0.05)显著下降，LYMPH%(P<0.05)、MONO%(P<0.05)显著上升(表2)。此外，卵巢癌东方田鼠血清中的白蛋白水平(P<0.05)、血糖水平(P<0.01)显著下降，胆固醇水平(P<0.05)、孕酮水平(P<0.01)显著上升，其他指标变化均不显著(均P>0.05，表3)。

2.4 东方田鼠卵巢组织中卵巢癌致病相关基因的表达

对与卵巢癌致病相关基因的转录进行验证，结果发现：与健康东方田鼠相比，发生卵巢癌东方田鼠的卵巢组织中ID3、CDC42、RHOA、RB1CC1、NF1、PIN1、MIB1、PDS5A、MCM7、MLH1基因的转录水平均显著下调(均P<0.05)、PAX8基因的转录水平显著上调(P<0.05，图4)。

2.5 免疫组织化学染色结果

免疫组织化学染色结果(图5)显示：WT1蛋白在卵巢癌组中相较于对照组显著升高，主要分布在整个细胞中，TP53蛋白在健康东方田鼠和卵巢癌东方田鼠中均表达，且分布在整个细胞中。而HNF1B、PR蛋白在健康东方田鼠卵巢中高表达，在卵巢癌东方田鼠中表达水平显著降低，且均分布在细胞质中，细胞核中不表达。

3 讨 论

本研究的HE染色结果表明自然发生卵巢癌的东方田鼠，卵巢肿瘤来源为卵巢表面上皮组织，进一步分析其组织病理变化、血液生化指标及卵巢癌相关基因的表达水平，发现其与人类上皮浆液性卵巢癌具有相似性。参考人类卵巢癌分型标准^[9]和免疫组织化学结果认为东方田鼠自发性卵巢癌为上皮浆液性卵巢癌。

孕酮是体内主要的孕激素，参与调节人类或其他物种的月经周期、妊娠和胚胎发生^[10]。孕激素在调节乳腺癌和子宫内膜癌等肿瘤的发生和发展中的作用一直存在争议，部分研究认为孕激素可以降低卵巢癌风险，但最新观点认为孕激素介导的信号通路可能促进肿瘤发展^[11]。然而，不可否认的是，在卵巢癌的发展过程中，孕酮水平的升高与卵巢癌的进展显著相关^[12]。此外，HGB是红细胞内主要负责输送氧气的蛋白质，其浓度的降低可能预示着肿瘤相关贫血的存在^[13]。白蛋白是血浆蛋白中最主要的成分，有助于维持血管内渗透压的稳定，促进物质运输和清除自由基^[14]。卵巢癌是与低白蛋白血症关系最为密切的妇科恶性肿瘤之一^[15]，白蛋白水平的降低可能引起血浆渗透压降低从而形成腹水。淋巴细胞和单核细胞属于白细胞，在卵巢癌的进程中，可能参与癌症的免疫反应^[16-17]。胆固醇在维持细胞膜的刚性和信号转导方面起重要作用，其水平的变化可能在卵巢癌细胞增殖、转移和化疗耐药中发挥作用^[18]。综上，相较于健康东方田鼠，卵巢癌东方田鼠的血液生化指标发生了明显变化，这些指标的变动可能是监测卵巢癌进展的重要指标，同时有助于理解卵巢癌对机体关键生理与代谢过程平衡机制的影响。

卵巢癌的发生和发展是多基因综合作用的结果，基因与基因间相互调控复杂的信号通路和细胞行为，从而影响卵巢癌的发生和发展^[19]。本课题组前期通过转录组测序分析发现发生卵巢癌的东方田鼠和正常东方田鼠卵巢组织中有3 434个差异表达基因，其中一些差异表达基因与卵巢癌的发生密切相关^[8]。比如，ID3基因属于分化抑制因子家族，其编码一种螺旋-环-螺旋(helix-loop-helix，HLH)蛋白质，缺乏基因的DNA结合结构域。ID3蛋白通过与其他的HLH蛋白形成异二聚体，阻止其与DNA结合，进而抑制其功能，在胚胎发育和细胞生长、增殖、分化的调控中起重要作用^[20]。ID3是相关信号通路的重要组成部分，激活素A受体1(activin receptor type 1，ACVR1)通过其下游的Smad同源物1(recombinant mothers against decapentaplegic homolog 1，Smad1)蛋白，最终影响ID3基因表达，ACVR1-Smad1-ID3信号转导与鸡卵巢排卵前颗粒细胞的增殖、凋亡相关^[21]。研究^[22]表明ID3基因在多种人类卵巢癌细胞系中表达下调，可能导致细胞增殖失控或其他致癌过程的激活。这与本研究结果一致，表明ID3基因可能直接参与东方田鼠卵巢癌的发生，并且通过序列分析比对发现东方田鼠源和人源ID3蛋白序列仅有1个氨基酸不同，结合其生物学功能，提示东方田鼠源ID3极有可能影响细胞周期、增殖等过程，值得进一步深入研究。细胞分裂周期蛋白42(cell division cycle protein 42，CDC42)与Ras同源基因家族成员A(Ras homolog family member A，RHOA)是Rho小GTPase蛋白家族的一员，参与调节多种细胞过程，包括细胞周期进程的调节、细胞迁移、增殖、运输和黏附等^[23]。CDC42通过调节颗粒细胞的增殖和凋亡过程，在卵母细胞成熟过程中发挥主导作用^[24]。RHOA与卵巢癌的发生和凋亡抑制有关，在人类卵巢癌中表达水平低，被认为是卵巢癌潜在的肿瘤发生、分化和进展的生物标志物^[25]。本研究也发现RHOA在患卵巢癌的东方田鼠中的表达水平降低，表明RHOA有很大潜力发展成为东方田鼠自发性卵巢癌的标志物，直接参与卵巢癌的发生和分化。RB1CC1基因编码一种肿瘤抑制因子，参与调控RB1的表达，与细胞增殖和细胞周期有关^[26]。RB1CC1功能缺失与乳腺癌患者病死率高、预后差密切相关^[27]。因此，本研究推测卵巢癌东方田鼠中RB1CC1的表达水平显著下降与预后密切相关。NF1基因缺陷在人卵巢浆液性癌中常见，并且常与TP53突变共发生，2种抑癌蛋白调控的通路在浆液性卵巢癌的发生、发展中存在协同作用^[28]。此外，肽基脯氨酰顺反异构酶(peptidyl-prolyl cis-trans isomerase，NIMA-interacting 1，PIN1)蛋白是一种维持肿瘤进展的脯氨酸异构酶，在不同类型的恶性肿瘤中过度表达，据报道，PIN1是人类高级别浆液性卵巢癌的一个重要治疗靶点^[29]，然而在本研究中，PIN1在东方田鼠卵巢癌组织中的表达水平显著降低，表明PIN1在人类卵巢癌和东方田鼠卵巢癌中的作用机制可能有显著差异，其功能值得进一步深入研究。MCM7基因属于微小染色体维持家族。WW结构域结合蛋白11(WW domain binding protein 11，WBP11)的过表达可导致卵巢癌细胞增殖能力和恶性行为的增加，WBP11作为一种致癌剪接因子，可能通过抑制卵巢癌细胞中MCM7表达促进卵巢癌细胞恶性进展^[30]。MCM7基因表达水平的降低可能增加卵巢癌发生的风险^[30]，与本实验结果一致，表明MCM7基因低表达极有可能促进了东方田鼠卵巢癌的发生。

人类卵巢癌的类型复杂多样，通过综合分析多种蛋白质标志物的表达情况，可以更准确地确定卵巢癌的具体类型，评估疾病的进展和预后，并指导相应的治疗策略。WT1基因是负责编码细胞生长和分化的重要转录因子，能与多种生长调控因子及其受体结合，对性腺的结构和功能发育进行调节，正常成熟卵巢的间质细胞及颗粒细胞中均可观察到WT1蛋白的表达^[31]。在人类卵巢上皮性癌中，WT1蛋白主要在浆液性亚型中表达，有助于区分浆液性肿瘤与其他肿瘤类型^[32]。TP53蛋白是由TP53基因编码的一种重要抑癌蛋白，在细胞周期控制、DNA修复、凋亡和基因组稳定性维护中发挥关键作用^[33]。通常TP53突变型在高级别浆液性癌中广泛存在^[34]，而在低级别浆液性癌中少见^[35]。HNF1B基因在细胞核中的过表达已被证明是透明细胞肿瘤的特征^[36]。PR作为一种类固醇激素受体，主要在细胞核和细胞质中表达，对保持卵巢组织的正常功能具有重要作用，包括调控细胞增殖、分化和重建等过程^[37]。此外，real-time RT-PCR的结果显示卵巢癌组织中PAX8基因的表达上调。通常PAX8基因表达的转录因子在甲状腺、肾脏和苗勒氏细胞分化中发挥关键作用，在人类各种类型的卵巢肿瘤中广泛表达，特别是浆液性癌、透明细胞癌和子宫内膜样癌亚型^[38]。本研究结果表明东方田鼠卵巢癌组织中WT1的表达水平显著升高。TP53蛋白在健康东方田鼠和卵巢癌东方田鼠中均表达，分布在整个细胞中，HNF1B、PR蛋白在健康东方田鼠卵巢中高表达，但在卵巢癌东方田鼠中表达水平显著降低。结合免疫组织化学染色、HE染色及部分卵巢癌相关基因的表达水平的结果，可以判断东方田鼠自发性卵巢癌为上皮浆液性卵巢癌。

在自然情况下哺乳动物自发卵巢癌极为罕见，产蛋母鸡是目前唯一一种自发卵巢癌较高的动物，发病率为5%~35%^[39]。流行病学证据^[40]表明排卵率与人类卵巢癌的风险高度相关，母鸡排卵频繁，但2岁以下的产蛋母鸡中并不常见卵巢癌。此外，禽类与人类生物学特点相差悬殊，解剖和生理与人类存在本质区别，基因与人类基因相似度不到60%，二者可比性较差。在人类卵巢癌病理类型中发生率为90%~95%的上皮性卵巢癌，在产蛋母鸡模型中发生率却较低^[41]。因此，产蛋母鸡作为一种自发卵巢癌模型存在局限性。自然发生卵巢癌的东方田鼠在卵巢癌起源、发生、发展进程、临床症状、组织病理、肿瘤微环境等方面均与人类卵巢癌高度相似，提示东方田鼠可作为人类上皮浆液性卵巢癌的理想动物模型。更为重要的是，相较于产蛋母鸡，东方田鼠拥有与人类高度同源的基因组，使其有潜力成为人类卵巢癌研究的合适的自发性卵巢癌动物模型。

参考文献

[1] Sung H, Ferlay J, Siegel RL, et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries[J]. CA Cancer J Clin, 2021, 71(3): 209-249.

[2] Kuroki L, Guntupalli SR. Treatment of epithelial ovarian cancer[J]. BMJ, 2020, 371: m3773.

[3] Marques C, Ferreira da Silva F, Sousa I, et al. Chemotherapy-free treatment of recurrent advanced ovarian cancer: myth or reality?[J]. Int J Gynecol Cancer, 2023, 33(4): 607-618.

[4] Nebgen DR, Lu KH, Bast RC. Novel approaches to ovarian cancer screening[J]. Curr Oncol Rep, 2019, 21(8): 75.

[5] 谢建芸. 东方田鼠作为一种实验动物新资源的研究进展报告[J]. 实验动物与比较医学, 2023, 43(5): 482-491.

[6] XIE Jianyun. Research progress report on Microtus fortis as a new resource of laboratory animal[J]. Laboratory Animal and Comparative Medicine, 2023, 43(5): 482-491.

[7] 俞远京, 苏志杰, 周智君, 等. 东方田鼠卵巢癌模型病理学观察[J]. 中国兽医学报, 2008, 28(9): 1070-1073.

[8] YU Yuanjing, SU Zhijie, ZHOU Zhijun, et al. Pathological observation on spontaneous epithelial ovarian cancer in reed vole (Microtus fortis)[J]. Chinese Journal of Veterinary Science, 2008, 28(9): 1070-1073.

[9] 何天琼, 周俊康, 文依信, 等. 东方田鼠自发性年龄相关性白内障的鉴定[J]. 中南大学学报(医学版), 2024, 49(4): 553-561.

[10] HE Tianqiong, ZHOU Junkang, WEN Yixin, et al. Identification of spontaneous age-related cataract in Microtus fortis [J]. Journal of Central South University. Medical Science, 2024, 49(4): 553-561.

[11] Hu Q, Gao MY, Zhang D, et al. De novo assembly and transcriptome characterization: Novel insights into the mechanisms of primary ovarian cancer in Microtus fortis [J]. Mol Med Rep, 2021, 25(2): 64.

[12] Hollis RL. Molecular characteristics and clinical behaviour of epithelial ovarian cancers[J]. Cancer Lett, 2023, 555: 216057.

[13] Bulletti C, Bulletti FM, Sciorio R, et al. Progesterone: the key factor of the beginning of life[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(22): 14138.

[14] Mauro LJ, Spartz A, Austin JR, et al. Reevaluating the role of progesterone in ovarian cancer: is progesterone always protective?[J]. Endocr Rev, 2023, 44(6): 1029-1046.

[15] Wetendorf M, Li R, Wu SP, et al. Constitutive expression of progesterone receptor isoforms promotes the development of hormone-dependent ovarian neoplasms[J]. Sci Signal, 2020, 13(652): eaaz9646.

[16] Gilreath JA, Stenehjem DD, Rodgers GM. Diagnosis and treatment of cancer-related anemia[J]. Am J Hematol, 2014, 89(2): 203-212.

[17] Abedi F, Zarei B, Elyasi S. Albumin: a comprehensive review and practical guideline for clinical use[J]. Eur J Clin Pharmacol, 2024, 80(8): 1151-1169.

[18] Schwartz GG, Tretli S, Klug MG, et al. Women who develop ovarian cancer show an increase in serum calcium and a decrease in serum albumin. A longitudinal study in the Janus Serum Bank Cohort[J]. Gynecol Oncol, 2020, 159(1): 264-269.

[19] Tubridy EA, Eiva MA, Liu F, et al. CD137⁺ tumor infiltrating lymphocytes predicts ovarian cancer survival[J]. Gynecol Oncol, 2024, 184: 74-82.

[20] Zhai Y, Pang YL. Systemic and ovarian inflammation in women with polycystic ovary syndrome[J]. J Reprod Immunol, 2022, 151: 103628.

[21] Qusairy Z, Gangloff A, Leung SOA. Dysregulation of cholesterol homeostasis in ovarian cancer[J]. Curr Oncol, 2023, 30(9): 8386-8400.

[22] Norquist BM, Harrell MI, Brady MF, et al. Inherited mutations in women with ovarian carcinoma[J]. JAMA Oncol, 2016, 2(4): 482-490.

[23] Deng ZH, Loyher PL, Lazarov T, et al. The nuclear factor ID3 endows macrophages with a potent anti-tumour activity[J]. Nature, 2024, 626(8000): 864-873.

[24] Yang M, Jin CC, Cheng XY, et al. Corticosterone triggers anti-proliferative and apoptotic effects, and downregulates the ACVR1-SMAD1-ID3 cascade in chicken ovarian prehierarchical, but not preovulatory granulosa cells[J]. Mol Cell Endocrinol, 2022, 552: 111675.

[25] Arnold JM, Mok SC, Purdie D, et al. Decreased expression of the Id3 gene at 1p36.1 in ovarian adenocarcinomas[J]. Br J Cancer, 2001, 84(3): 352-359.

[26] Cerione RA. Cdc42: new roads to travel[J]. Trends Cell Biol, 2004, 14(3): 127-132.

[27] Mei QJ, Li HY, Liu Y, et al. Advances in the study of CDC42 in the female reproductive system[J]. J Cell Mol Med, 2022, 26(1): 16-24.

[28] Chen S, Wang J, Gou WF, et al. The involvement of RhoA and Wnt-5a in the tumorigenesis and progression of ovarian epithelial carcinoma[J]. Int J Mol Sci, 2013, 14(12): 24187-24199.

[29] Chen PF, Duan YJ, Lu XS, et al. RB₁CC₁ functions as a tumor-suppressing gene in renal cell carcinoma via suppression of PYK2 activity and disruption of TAZ-mediated PDL1 transcription activation[J]. Cancer Immunol Immunother, 2021, 70(11): 3261-3275.

[30] Chano T, Ikebuchi K, Tomita Y, et al. RB1CC1 together with RB1 and p53 predicts long-term survival in Japanese breast cancer patients[J/OL]. PLoS One, 2010, 5(12): e15737[2024-06-17].

[31] Sangha N, Wu R, Kuick R, et al. Neurofibromin 1 (NF1) defects are common in human ovarian serous carcinomas and co-occur with TP53 mutations[J]. Neoplasia, 2008, 10(12): 1362-1372.

[32] Li XJ, Wang HM, Ding J, et al. Celastrol strongly inhibits proliferation, migration and cancer stem cell properties through suppression of Pin1 in ovarian cancer cells[J]. Eur J Pharmacol, 2019, 842: 146-156.

[33] Wei Y, Chen ZS, Li YW, et al. The splicing factor WBP11 mediates MCM7 intron retention to promote the malignant progression of ovarian cancer[J]. Oncogene, 2024, 43(20): 1565-1578.

[34] Shao T, Ke HN, Liu R, et al. Autophagy regulates differentiation of ovarian granulosa cells through degradation of WT1[J]. Autophagy, 2022, 18(8): 1864-1878.

[35] Glenn McCluggage W. Morphological subtypes of ovarian carcinoma: a review with emphasis on new developments and pathogenesis[J]. Pathology, 2011, 43(5): 420-432.

[36] Liu YQ, Su ZY, Tavana O, et al. Understanding the complexity of p53 in a new era of tumor suppression[J]. Cancer Cell, 2024, 42(6): 946-967.

[37] Wang CK, Chen TJ, Tan GYT, et al. MEX3A mediates p53 degradation to suppress ferroptosis and facilitate ovarian cancer tumorigenesis[J]. Cancer Res, 2023, 83(2): 251-263.

[38] Altman AD, Nelson GS, Ghatage P, et al. The diagnostic utility of TP53 and CDKN2A to distinguish ovarian high-grade serous carcinoma from low-grade serous ovarian tumors[J]. Mod Pathol, 2013, 26(9): 1255-1263.

[39] Kao YC, Lin MC, Lin WC, et al. Utility of hepatocyte nuclear factor-1β as a diagnostic marker in ovarian carcinomas with clear cells[J]. Histopathology, 2012, 61(5): 760-768.

[40] Lin J, Xi CG, Liu CL, et al. Immunostaining study on the expression of NF-κB, ER, and PR in ovarian serous carcinoma[J]. Int J Gynecol Pathol, 2017, 36(1): 58-63.

[41] Laury AR, Perets R, Piao HY, et al. A comprehensive analysis of PAX8 expression in human epithelial tumors[J]. Am J Surg Pathol, 2011, 35(6): 816-826.

[42] Barua A, Bahr JM. Ovarian cancer: applications of chickens to humans[J]. Annu Rev Anim Biosci, 2022, 10: 241-257.

[43] Johnson PA, Giles JR. The hen as a model of ovarian cancer[J]. Nat Rev Cancer, 2013, 13(6): 432-436.

[44] Pal P, Starkweather KN, Hales KH, et al. A review of principal studies on the development and treatment of epithelial ovarian cancer in the laying hen Gallus gallus [J]. Comp Med, 2021, 71(4): 271-284.

基金资助

湖南省自然科学基金(2024JJ5422)

湖南省自然科学基金(2024JJ6494)

长沙市重大科技专项(kh2301027┫。This work was supported by the Natural Science Foundation of Hunan Province ┣2024JJ5422)

长沙市重大科技专项(2024JJ6494)

the Changsha Major Special Project of Science and Technology(kh2301027)

RIGHTS & PERMISSIONS

开放获取(Open access)：本文遵循知识共享许可协议，允许第三方用户按照署名-非商业性使用-禁止演绎4.0(CC BY-NC-ND 4.0)的方式，在任何媒介以任何形式复制、传播本作品(https://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/4.0/)。