深色有隔内生菌——菌根真菌重要伙伴及基因组适应性特征

Dark Septate Endophytes: Important Partners of Mycorrhizal Fungi and Their Genomic Signatures for Adaptation

摘要

深色有隔内生菌（dark septate endophytes,DSEs）是植物根系真菌组（mycobiome）的重要成员，通常在皮层细胞形成微菌核结构，在促进植物生长、养分吸收及提高胁迫适应性方面发挥着与菌根真菌同等重要的作用，甚至在某些极端环境下其丰度比菌根真菌更高。该文概述了DSEs的物种多样性、基础生物学特性和生理生态功能。在此基础上，重点评述了近年来在共生机理、DSEs基因组结构和种群适应性演化特征等方面的研究进展，旨在为后期深入揭示DSEs新的适应机制、协同植物抗逆机制及开发新型高效DSEs菌剂应用于土壤生态修复和抗逆农林业良种高效培育等提供参考。

关键词

深色有隔内生菌 / 菌根真菌 / 共生关系 / 种群分化

Key words

dark septate endophytes / mycorrhizal fungi / mutualistic relationships / population divergence

植物与土壤真菌共生是生态系统中最广泛、最古老的生物互作方式之一^［1-2］，其中，菌根真菌（mycorrhizal fungi）和内生真菌（endophytic fungi）是根系真菌组（mycobiome）的重要成员。这些真菌类群在促进植物生长发育及提高宿主植物在生物和非生物胁迫的抗性等方面发挥着重要作用^［3-6］。Melin^［7］通过对健康松树（Pinus）根系染色观察，描述了一种由棕黑色真菌形成的假菌根（pseudo-mycorrhizae），并命名为mycelium radicis atrovirens（MRA）。Jumpponen和Trappe^［8］提出将这类真菌统称为深色有隔内生菌（dark septate endophytes，DSEs）。Rodriguez等^［4］根据内生真菌的宿主范围、定殖特征、传播方式及调控植物适合度的能力等，将内生真菌分为4种类型，Class1属于子囊菌的麦角菌类真菌，主要侵染牧草的地上部分组织并通过种子进行垂直传播。Class2~4属于非麦角菌类内生真菌：Class2通常以垂直传播方式高强度侵染整个植株；Class3定殖于植物地上部分（叶、茎、果实等），绝大部分以水平方式传播，遗传多样性极为丰富；Class4仅定殖于根系组织，以水平方式传播为主。DSEs是Class4内生真菌的典型代表。

过去10多年，在DSEs生态分布、资源挖掘、调控植物营养和抗性等方面开展了大量工作^{［2，9-12］}。但仍有不少科学问题亟待解决，比如植物-DSEs的共生维持机制与其他共生体系的异同点有哪些？DSEs通常在极端环境中（盐碱、干旱和营养贫瘠等）具有很强的适应特征，背后的遗传学机制如何？在基因组层面是否存在自然选择的信号？DSEs基因组结构特征及相关基因家族的演化机制与其他共生真菌是否存在共性？随着基因组测序和组装技术的发展，能够容易获得DSEs真菌染色体级别的基因组图谱，为回答上述问题奠定了重要基础。因此，本文综述了DSEs的物种多样性、基础生物学特性、生理生态功能、共生机理、基因组结构和种群适应性演化特征等研究进展，旨在为今后深入研究DSEs生理生态功能、揭示共生体逆境演化生物学机制及开发新型DSEs抗逆菌剂应用于困难立地林草的高质量培育和生态修复等领域提供重要参考。

1 DSEs物种多样性及分布

DSEs菌丝通常定殖于根的表皮、皮层乃至维管束细胞的内部或细胞间隙，并形成色素化菌丝和微菌核结构^［4，13］。在分类学上，大多数DSEs属于子囊菌门（Ascomycota）中的柔膜菌目（Helotiales）和格孢腔菌目（Pleosporales），少数属于担子菌门（Basidiomycota）。研究较为深入的DSEs类群包括Phialocephala fortinii-Acephala applanata species complex（PAC）复合种、Gaeumannomyces-Phialophora/Harpophora species complex（GPC）复合种^［14-15］和Periconia macrospinosa等。过去10多年，不断有新的DSEs物种被发现。例如，从疣粒野生稻（Oryza granulata）根系中分离的稻镰状瓶霉（Harpophora oryzae）^［16］、美洲黑杨（Populus deltoides）根系中的Stagonosporopsis rhizophilae ^［17］和番茄（Solanum lycopersicum）根系中的广西枝孢瓶霉（Cladophialophora guangxiense）^［18］、盐地碱蓬（Suaeda salsa）根系中的金链根际盐生霉（Laburnicola rhizohalophila）^［19］，甚至还有从植物寄生线虫（Heterodera filipjevi）卵内鉴定的Polydomus karssenii ^［20］。不仅如此，结合形态学特征和分子系统学证据还建立了多个新的属名对DSEs真菌进行精准分类。如分别从异叶铁杉（Tsuga heterophylla）、挪威云杉（Picea abies）、柳枝稷（Panicum virgatum）、刚松（Pinus rigida）、地中海海草（Posidonia oceanica）、铁皮石斛（Dendrobium officinale）及小麦（Triticum aestivum）根系中鉴定出的DSEs新属Acephala、Phaeomollisia、Acidomelania、Barrenia、Posidoniomyces、Tiankengomelania 和Agrorhizomyces ^［21-27］。此外，从半干旱沙质草原中也发现了丰富的DSEs资源，并建立3个新属——Aquilomyces、Flavomyces和Darksidea ^［9］。不难看出，今后有望在更多逆境生态系统，尤其是盐碱地、荒漠、干旱和污染环境中，发现更多的DSEs物种。

从分布格局看，菌根真菌和DSEs的生态分布主要受宿主种类、气候、海拔梯度及土壤逆境胁迫程度等因子影响。随着海拔升高和气候变冷，DSEs的根系侵染率和丰度逐渐提高，而丛枝菌根真菌（arbuscular mycorrhizal fungi，AMF）呈逐渐减少趋势^［28-29］，表明DSEs比菌根真菌更适应逆境。最新研究^［2］发现，在寒温带树木根系中，由外生菌根真菌（ectomycorrhizal fungi，ECMF）、AMF和DSEs构成的根系真菌群落中，与菌根真菌和多种非生物因素相比，DSEs与根系和土壤微生物组的结构及潜在功能之间的关联程度表现出更强且更一致的相关性。同时，DSEs的共生特性也与植物根系养分循环基因的相对丰度和多样性呈负相关，这些新发现暗示DSEs在根系-土壤界面互作中可能起着核心调节作用^［2］，扮演着根系菌群稳态“操盘手”的角色。

2 DSEs黑色素生物合成、调控及其功能

富含黑色素是DSEs的重要生物学性状之一。色素化的菌丝和微菌核结构中所含的黑色素是由酚类和芳香族化合物构成的复杂生物大分子化合物。大多数DSEs通过1，8-二羟基萘（1，8-dihydroxynaphthalene，DHN）途径来合成黑色素^［30］。多聚酮合成酶（polyketide synthase，PKS）是该途径中的关键酶。首先在PKS和庚烯酮水解酶（heptaketide hydrolyase）催化作用下，丙二酰辅酶A（malonyl-CoA）和乙酰辅酶A（acetyl-CoA）合成四羟萘（1，3，6，8-tetrahydroxy naphthalene，THN）。随后，THN在THN还原酶作用下还原成小柱孢酮（scytalone），经由小柱孢酮脱水酶（scytalone dehydratase）催化脱水转化成三羟萘（1，3，8-THN）；再经THN还原酶还原生成柱孢醌（vermelone），继而脱水形成DHN，最后在漆酶（laccase）催化作用下合成DHN黑色素^［31］。此外，还有少数DSEs能合成3，4-二羟基苯丙氨酸（3，4-dihydroxyphenylalanine，L-DOPA）黑色素、脓黑素（pyomelanin）和异质黑色素（heterogeneous melanins）^［30］。

黑色素不仅可以为植物储存生长所需的碳（C）、氮（N）和金属阳离子（K⁺、Na⁺、Ca²⁺和Mg²⁺等）关键营养物质^［30］，还是DSEs适应逆境的重要活性物质之一。黑色素主要沉积在菌丝细胞壁上，一方面增强了真菌对紫外线、离子辐射、重金属、极端温度和酸碱度等理化因素的耐受性；另一方面，通过与蛋白质交联形成强化结构，降低菌株对降解酶的易感性，为菌丝提供物理和化学屏障，保护其免受外界干燥和机械破坏^［32-34］。黑色素还能螯合重金属离子，从而降低重金属对菌丝细胞的毒性，因此，根系中DSEs的微菌核数量越多，其提高植物抗重金属污染能力越强^［35-37］。然而，也有研究发现菌丝黑色素化反而降低DSEs对多种非生物胁迫的抗性。例如，当S. rhizophilae菌株16W缺失1条附属染色体（accessory chromosome，AC）后，虽然突变体菌株Δ16W菌丝黑色素化程度增强，但 Δ16W对氧化胁迫、细胞壁胁迫和渗透胁迫响应更加敏感，甚至在0.2 mmol·L^-1亚硫酸氢钠甲萘醌（menadione sodium bisulfite）的氧化胁迫下菌丝生长被完全抑制^［38］。这表明AC染色体的缺失可能显著削弱了S. rhizophilae的抗氧化和渗透调节系统，使得色素化并不足以提升其对非生物胁迫的抗性。有趣的是，尽管Δ16W的抗逆性减弱，却能提高植物生长和耐盐性能。因此，关于DSE真菌的抗性和共生潜力之间是否存在一种生态权衡策略（trade-off）或负相关性值得今后进一步探讨^［38］。

3 DSEs-植物共生关系维持的遗传和环境调控机理

在AMF和ECMF比较基因组学分析中发现，相较于腐生真菌，菌根真菌基因组中的植物细胞壁降解酶家族（plant cell wall-degrading enzymes，PCWDEs）和次生代谢基因簇通常表现为显著收缩，这被认为是共生真菌基因组演化的重要特征之一^［39-40］。然而，比较基因组分析表明大多数DSEs基因组中PCWDEs发生了显著扩张^［41］。但L. rhizohalophila基因组中的PCWDEs家族却呈现收缩^［42］且转座子（transposable element，TE）的含量较高，与典型菌根真菌的基因组特征相似。这些结果反映出不同DSEs类群兼有腐生和共生性状，即DSEs基因组中的共生印迹并不一致。因此，Ruotsalainen等^［43］提出DSEs可能是处于腐生菌向菌根真菌演化的“副产物共生”（by-product mutualisms）过渡状态。研究^［44］发现，PAC复合种Acephala applanata能够在蓝莓（Vaccinium uliginosum）根系同时形成杜鹃花类菌根和微菌核结构，有力支持了上述观点。因此有理由相信，L. rhizohalophila和A. applanata可能已经演化出菌根真菌的多种特性。内生炭疽菌（Colletotrichum tofieldiae，Ct61）与拟南芥（Arabidopsis thaliana）建立共生关系后形成的“十字花科”菌根（brassicoid mycorrhizas），也进一步印证了专一性内生菌在功能与性状方面与菌根真菌十分相似^［45］。

最近研究^［38］发现，AC染色体缺失驱动了DSEs与植物的共生。具体而言，S. rhizophilae菌株16W缺失1条AC染色体后，菌丝黑色素含量和合成基因表达水平均提高，这种色素化过程促进了其在根系皮层细胞微菌核结构的发育，表明黑色素在建立共生关系中发挥重要作用^［38］。这种作用方式与病原真菌中黑色素作为毒力因子截然不同。同时，AC染色体的缺失促进了菌株侵染根系和分泌植物激素（IAA），这对于根系发育并提高宿主植物苗期耐盐性至关重要^［38］。借助互作转录组技术（dual RNA-seq）和丝状真菌基因敲除技术，有望揭示更多深层次的作用机制。

研究^［46］表明，土壤中的N素形态也可能是维持植物-DSEs共生互作的关键营养信号。Meta分析^［47］表明，DSEs的促生功效大多要依赖有机N，而在硝态N和铵态N条件下促生效应不明显，甚至抑制植物生长。推测DSEs具有蛋白水解酶活性，能够矿化根际有机N，从而提高植物对N的吸收^［46-47］。相比之下，在硝态N和铵态N条件下，DSEs可能会合成某些毒性物质或加剧土壤酸化^［48］，从而抑制植物生长。由于低温条件下有机物分解缓慢，因此在高纬度或高海拔地区的土壤中有机N广泛存在，在这种环境下，DSEs通过矿化有机N提高了N的转化速度，促进植物N吸收，这在一定程度上解释了为何在低温极端环境下DSEs的丰度较高^{［10，49］}。

4 菌根真菌-宿主植物-DSEs间的双重共生关系

菌根真菌与DSEs的共存现象十分普遍。因此，近年来众多研究关注到菌根真菌与DSEs共接种对植物生长和适应性的影响，发现相较于单接种，双接种菌根真菌和DSEs具有更好的促生及抗逆效果。AMF和DSEs双接种能提高紫花苜蓿（Medicago sativa）生物量和叶绿素含量^［50］，促进玉米（Zea mays）植株地上部的生长，并改变其根系构型^［51］。杜鹃花类菌根真菌（ericoid mycorrhizal fungi，ERMF）与DSEs双接种显著促进蓝莓幼苗生长，提高根系对矿质养分的吸收能力，并提高土壤脲酶和酸性磷酸酶活性^［52］。进一步研究^［53］表明，DSEs和AMF通过不同的作用机制提高植株磷含量，其中，DSEs能更有效地矿化有机磷，增加根际土壤中的磷库；AMF则通过菌丝途径促进植物对磷的吸收。此外，DSEs与ERMF或ECMF双接种能够协同提高玉米和油松（Pinus tabulaeformis）对镉的耐受性^［54-55］，并增强对松树枯萎病的抗性^［56］。

目前关于AMF和DSEs双接种协同促进植物生长的作用机制研究还不够深入。借助同位素脉冲标记法定量分析植物与不同真菌之间的C分配比例，揭示了在低磷条件下，当植物向真菌分配等量C源时，AMF和DSEs能显著增强植物的磷吸收，从而协同促进植物养分吸收和生长；在正常磷水平下，接种AMF的植物根系磷含量显著高于接种DSEs的植株，且植物倾向于将更多的C分配给AMF。这表明，植物的C分配与真菌的磷贡献之间存在交易平衡（trade-off）关系，AMF和DSEs在低磷水平下会通过功能协同策略给予植物更高的回报^［57］。

5 DSEs逆境适应性的基因组演化特征

有研究^［58-59］表明，菌根真菌单个物种可能拥有丰富的基因型，种内遗传变异的普遍性或许与其环境适应性和植物的共生效率紧密相关。例如，在单个欧洲山杨（Populus tremula）的菌根根尖组织中，检测出ECMF土生空团菌（Cenococcum geophilum）的23个不同基因型^［58］，进一步研究揭示基因拷贝数变异（copy-number variation，CNV）是驱动C. geophilum种内遗传多样性的关键因素^［59］。这种种内变异对菌根植物生长和生理调控至关重要^［60］，在丛枝菌根真菌-异形根孢囊霉（Rhizophagus irregularis）的研究中已经得到证实。R. irregularis的不同个体对植物的生物学效应差异很大（包括抑制、中性和促生），群体基因组分析鉴定了CNV的结构变异，Wyss等^［61］据此推测，这可能是导致菌株功能差异的主要原因。研究还发现，外生菌根真菌-短柄黏盖牛肝菌（Suillus brevipes）种群分化是适应生境的结果。2个S. brevipes种群分别定殖在滩涂盐碱地和内陆高山的松树根系，长期的地理与生境隔离导致基因组中1个与Na⁺/K⁺运输相关的离子泵编码基因发生了显著的遗传分化^［62］。

根系内生真菌同样存在相当丰富的种内变异^［63］。DSEs良好的逆境自适应性特征，暗示其基因组可能已经演化出多种适应性机制。基于单核苷酸多态性（SNPs）的群体基因组分析发现，L. rhizohalophila种群存在2个显著分化的亚群，其中 1个亚群黑色素合成基因簇受到强烈的正向选择。体外测试^［64］进一步证实，在盐胁迫下该亚群的菌株个体能够积累更多的黑色素，这可能是其适应盐碱胁迫的重要机制之一（图1）。不仅如此，少数L. rhizohalophila个体的基因组还能发生加倍现象。结合Hi-C和PacBio HIFI测序技术，完成了菌株的染色体级别组装，并通过染色体数目、基因组大小、基因数量、流式细胞技术和细胞学等证据，证明这些个体为杂合二倍体，其基因组大小约130 Mb。值得注意的是，除了在牧草内生香柱菌（Epichloë hybrida）中发现有二倍体外^［65］，在其他植物共生真菌类群中鲜有关于倍性变化的报道。进一步通过亚基因组拆分、系统发育树重建和基于杂合SNPs溯源，找到了形成杂合二倍体的2个单倍体亲本。体外测试表明，该二倍体在低浓度氧化、 离子、盐碱和渗透等多种非生物胁迫条件下，表 现出生长杂合优势（growth vigor or heterosis）。通过比较二倍体与亲本的基因表达模式，发现在 0.3 mol·L^-1 NaCl胁迫下，该二倍体菌丝细胞的膜脂生物合成途径相关基因呈现超亲上调（transgressive upregulation）表达。生理测试也表明，在该盐胁迫条件下，二倍体细胞膜的完整性和脂滴明显增加，而丙二醛含量则明显降低。这些性状对于二倍体适应盐胁迫至关重要，为今后筛选高效菌株应用于植物抗性育苗奠定理论基础^［66］。笔者认为，染色体加倍驱动的L. rhizohalophila杂合优势，可能是其适应盐胁迫的第2种重要机制（图1）。这种倍性变化驱动的适应性策略能否进一步赋予植物更高养分吸收效率和抗性还有待阐述。因此，在逆境条件下DSEs倍性变化可能并非个例，如何快速筛选与鉴定二倍体DSEs值得关注。

6 展望

尽管DSEs的生理生态功能逐渐被认知，但关于其基础生物学性状的研究还十分有限。开展多生境、多尺度代表性DSEs菌株的高质量基因组测序、组装及比较基因组分析，仍是今后需要重点探索的内容。在此基础上，以促生和抗逆等表型特征为依据，建立多个植物-DSEs的互作模型，并结合多组学技术和反向遗传操作，有望揭示更多的互惠共生机理。在植物细根内生菌（与AMF共存的一类古老根系真菌）研究领域已经开展了类似的工作^［67-68］，可以借鉴研究思路和相关技术体系。此外，杨树（Populus）也是研究植物-微生物共生关系的模式树种^［69］。最近研究^［70］发现，DSE菌株Anteaglonium sp. T010能够调节杨树的碳水化合物分配，增加茎中纤维素和木质素的积累，从而调控杨树材性，进一步拓展了DSEs的生物学功能。

从应用角度看，基于功能互补、菌株相容、代谢耦合和过程接力等原理，筛选并构建对植物具有显著促生和多重抗性等功能稳健的DSEs合成群落也是重要研究方向。由于菌根真菌通常难以纯培养、基因组复杂且存在多核异核现象，真菌合成群落研究明显滞后。相反，DSEs具有易培养、性状特殊和遗传操作简单等特点，是突破上述瓶颈的理想材料。研发具有广谱性的高效DSEs生物菌剂产品，对于胁迫环境下农林业良种高效培育及困难立地生态修复等领域具有重要的科学意义。

参考文献

[1] FIELD K J， PRESSEL S， DUCKETT J G，et al.Symbiotic options for the conquest of land［J］.Trends in Ecology & Evolution，2015，30（8）：477-486.

[2] NETHERWAY T， BENGTSSON J， BUEGGER F，et al.Pervasive associations between dark septate endophytic fungi with tree root and soil microbiomes across Europe［J］.Nature Communications，2024，15（1）：159.

[3] SMITH S E， READ D.Mycorrhizal symbiosis［M］.3rd ed.New York：Academic Press，2008.

[4] RODRIGUEZ R J， WHITE Jr J F， ARNOLD A E，et al.Fungal endophytes：diversity and functional roles［J］.New Phytologist，2009，182（2）：314-330.

[5] MARTIN F M， UROZ S， BARKER D G.Ancestral alliances：plant mutualistic symbioses with fungi and bacteria［J］.Science，2017，356（6340）：eaad4501.

[6] KARIMAN K， BARKER S J， TIBBETT M.Structural plasticity in root-fungal symbioses：diverse interactions lead to improved plant fitness［J］.PeerJ，2018，6：e6030.

[7] MELIN E.On the mycorrhizas of Pinus Silvestris L. and Picea abies Karst：a preliminary note［J］.Journal of Ecology，1922，9（2）：254-257.

[8] JUMPPONEN A， TRAPPE J M.Dark septate endophytes：a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi［J］.New Phytologist，1998，140（2）：295-310.

[9] KNAPP D G， KOVÁCS G M， ZAJTA E，et al.Dark septate endophytic pleosporalean genera from semiarid areas［J］.Persoonia，2015，35：87-100.

[10] HILL P W， BROUGHTON R， BOUGOURE J，et al.Angiosperm symbioses with non-mycorrhizal fungal partners enhance N acquisition from ancient organic matter in a warming maritime Antarctic［J］.Ecology Letters，2019，22（12）：2111-2119.

[11] MATEU M G， BALDWIN A H， MAUL J E，et al.Dark septate endophyte improves salt tolerance of native and invasive lineages of Phragmites australis ［J］.The ISME Journal，2020，14（8）：1943-1954.

[12] HAN L， ZUO Y L， HE X L，et al.Plant identity and soil variables shift the colonisation and species composition of dark septate endophytes associated with medicinal plants in a northern farmland in China［J］.Applied Soil Ecology，2021，167：104042.

[13] SANTOS M， CESANELLI I， DIÁNEZ F，et al.Advances in the role of dark septate endophytes in the plant resistance to abiotic and biotic stresses［J］.Journal of Fungi，2021，7（11）：939.

[14] SIEBER T N.Fungal root endophytes［M］//WAISEL Y，ESHEL A，KAFKAI U.Plant roots：the hidden half.New York：Marcel Dekker，2002：887-917.

[15] MALICKA M， MAGURNO F， PIOTROWSKA-SEGET Z.Plant association with dark septate endophytes：when the going gets tough（and stressful），the tough fungi get going［J］.Chemosphere，2022，302：134830.

[16] YUAN Z L， LIN F C， ZHANG C L，et al.A new species of Harpophora（Magnaporthaceae） recovered from healthy wild rice（Oryza granulata） roots，representing a novel member of a beneficial dark septate endophyte［J］.FEMS Microbiology Letters，2010，307（1）：94-101.

[17] WEI H S， HE X H， RICCARDO B，et al. Stagonosporopsis rhizophilae sp.nov.（Didymellaceae，Pleosporales），a new rhizospheric soil fungus associated with Populus deltoides Marsh［J］.Phytotaxa，2021，491：23-34.

[18] WEI X H， LONG Y Y， CHEN Y L，et al. Cladophialophora guangxiense sp.nov.，a new species of dark septate endophyte，mitigates tomato bacterial wilt and growth promotion activities［J］.Agronomy，2024，14（12）：2771.

[19] YUAN Z L， DRUZHININA I S， WANG X Y，et al.Insight into a highly polymorphic endophyte isolated from the roots of the halophytic seepweed Suaeda salsa：Laburnicola rhizohalophila sp.nov.（Didymosphaeriaceae，Pleosporales）［J］.Fungal Biology，2020，124（5）：327-337.

[20] ASHRAFI S， WENNRICH J P， BECKER Y，et al. Polydomus karssenii gen.nov.sp.nov.is a dark septate endophyte with a bifunctional lifestyle parasitising eggs of plant parasitic cyst nematodes（Heterodera spp.）［J］.IMA Fungus，2023，14（1）：6.

[21] GRÜNIG C R， SIEBER T N.Molecular and phenotypic description of the widespread root symbiont Acephala applanata gen.et sp.nov.，formerly known as dark-septate endophyte type 1［J］.Mycologia，2005，97（3）：628-640.

[22] GRÜNIG C R， QUELOZ V， DUÒ A，et al.Phylogeny of Phaeomollisia piceae gen.sp.nov.：a dark，septate，conifer-needle endophyte and its relationships to Phialocephala and Acephala ［J］.Mycological Research，2009，113（2）：207-221.

[23] WALSH E， LUO J， ZHANG N. Acidomelania panicicola gen.et sp.nov.from switchgrass roots in acidic New Jersey pine barrens［J］.Mycologia，2014，106（4）：856-864.

[24] WALSH E， LUO J， NAIK A，et al. Barrenia，a new genus associated with roots of switchgrass and pine in the oligotrophic pine barrens［J］.Fungal Biology，2015，119（12）：1216-1225.

[25] VOHNÍK M， BOROVEC O， KOLAŘÍKOVÁ Z，et al.Extensive sampling and high-throughput sequencing reveal Posidoniomyces atricolor gen.et sp.nov.（Aigialaceae，Pleosporales） as the dominant root mycobiont of the dominant Mediterranean seagrass Posidonia oceanica ［J］.MycoKeys，2019，55：59-86.

[26] LONG Y Y， NONG Q， XIE L，et al. Tiankengomelania guangxiense，gen.et sp.nov.，a dark septate endophytic fungus，promotes the growth of the medicinal orchid Dendrobium officinale ［J］.Fungal Biology，2022，126（5）：333-341.

[27] IMREFI I， KNAPP D G， KOVÁCS G M. Poaceascoma zborayi sp.nov.and Agrorhizomyces patris gen.et spec.nov.：two novel dark septate endophytes colonizing wheat（Triticum aestivum） roots from a cropland in Hungary［J］.Mycological Progress，2024，23（1）：35.

[28] DE MESQUITA C P B， SARTWELL S A， ORDEMANN E V，et al.Patterns of root colonization by arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes across a mostly-unvegetated，high-elevation landscape［J］.Fungal Ecology，2018，36：63-74.

[29] STEIDINGER B S， CROWTHER T W， LIANG J，et al.Climatic controls of decomposition drive the global biogeography of forest-tree symbioses［J］.Nature，2019， 569（7756）：404-408.

[30] LOPEZ R O， CHIOCCHIO V M， RUSCITTI M F，et al.Towards a better understanding of melanins from dark septate endophytes（DSEs）：their variability，synthesis pathways and biological roles［J］.Journal of Soil Science and Plant Nutrition，2024，24：1650-1664.

[31] 杜金茹，王守现，严冬，基于全基因组数据分析香菇黑色素合成途径及相关基因［J］.菌物学报，2023，42（5）：1114-1128.

[32] DU J R， WANG S X， YAN D，et al.Analyses of melanin synthesis pathway and the related genes in Lentinula edodes based on whole genome sequence comparison［J］.Mycosystema，2023，42（5）：1114-1128.

[33] ZHAN F D， HE Y M， ZU Y Q，et al.Characterization of melanin isolated from a dark septate endophyte（DSE），Exophiala pisciphila ［J］.World Journal of Microbiology and Biotechnology，2011，27：2483-2489.

[34] LI X， HE C， HE X L，et al.Dark septate endophytes improve the growth of host and non-host plants under drought stress through altered root development［J］.Plant and Soil，2019，439：259-272.

[35] POTISEK M， LIKAR M， VOGEL-MIKUŠ K，et al.1，8-dihydroxy naphthalene（DHN）-melanin confers tolerance to cadmium in isolates of melanised dark septate endophytes［J］.Ecotoxicology and Environmental Safety，2021，222：112493.

[36] RUOTSALAINEN A L， MARKKOLA A， KOZLOV M V.Root fungal colonisation in Deschampsia flexuosa：effects of pollution and neighbouring trees［J］.Environmental Pollution，2007，147（3）：723-728.

[37] BAN Y H， TANG M， CHEN H，et al.The response of dark septate endophytes（DSE） to heavy metals in pure culture［J］.PLoS One，2012，7（10）：e47968.

[38] 赵之伟，李涛.重金属矿区深色有隔内生真菌资源及其生态学功能［J］.中国科学：生命科学，2019，49（7）：921-926.

[39] ZHAO Z W， LI T.Dark septate endophytes and their ecological function in metal mining areas［J］.Scientia Sinica（Vitae），2019，49（7）：921-926.

[40] WEI H S， ZHONG Z H， LI Z F，et al.Loss of the accessory chromosome converts a pathogenic tree-root fungus into a mutualistic endophyte［J］.Plant Communications，2024，5（1）：100672.

[41] MARTIN F， KOHLER A， MURAT C，et al.Unearthing the roots of ectomycorrhizal symbioses［J］.Nature Reviews Microbiology，2016，14（12）：760-773.

[42] PEROTTO S， DAGHINO S， MARTINO E.Ericoid mycorrhizal fungi and their genomes：another side to the mycorrhizal symbiosis？［J］.New Phytologist，2018，220（4）：1141-1147.

[43] KNAPP D G， NÉMETH J B， BARRY K，et al.Comparative genomics provides insights into the lifestyle and reveals functional heterogeneity of dark septate endophytic fungi［J］.Scientific Reports，2018，8（1）：6321.

[44] HE X H， YUAN Z L.Near-chromosome-level genome assembly of the dark septate endophyte Laburnicola rhizohalophila：a model for investigating root-fungus symbiosis［J］.Genome Biology and Evolution，2021，13（3）：evab026.

[45] RUOTSALAINEN A L， KAUPPINEN M， WÄLI P R，et al.Dark septate endophytes：mutualism from by-products？［J］.Trends in Plant Science，2022，27（3）：247-254.

[46] LUKEŠOVÁ T， KOHOUT P， VĚTROVSKÝ T，et al.The potential of dark septate endophytes to form root symbioses with ectomycorrhizal and ericoid mycorrhizal middle European forest plants［J］.PLoS One，2015，10（4）：e0124752.

[47] ALMARIO J， FABIAŃSKA I， SARIDIS G，et al.Unearthing the plant-microbe quid pro quo in root associations with beneficial fungi［J］.New Phytologist，2022，234（6）：1967-1976.

[48] CALDWELL B A， JUMPPONEN A， TRAPPE J M.Utilization of major detrital substrates by dark-septate，root endophytes［J］.Mycologia，2000，92（2）：230-232.

[49] NEWSHAM K K.A meta-analysis of plant responses to dark septate root endophytes［J］.New Phytologist，2011，190（3）：783-793.

[50] PENG L， ZHANG Y， DRUZHININA I S，et al.A facultative ectomycorrhizal association is triggered by organic nitrogen［J］.Current Biology，2022，32（24）：5235-5249.

[51] ROBERTS P， NEWSHAM K K， BARDGETT R D，et al.Vegetation cover regulates the quantity，quality and temporal dynamics of dissolved organic carbon and nitrogen in Antarctic soils［J］.Polar Biology，2009，32：999-1008.

[52] 毕银丽，宋雅宁，白雪蕊，AMF和DSE对紫花苜蓿生长发育及叶片代谢组分的影响［J］.菌物学报，2024，43（5）：230209.

[53] BI Y L， SONG Y N， BAI X R，et al.Effects of AMF and DSE on the growth and development and metabolic fractions of leaves of Medicago sativa ［J］.Mycosystema，2024，43（5）：230209.

[54] XIE L L， BI Y L， MA S P，et al.Combined inoculation with dark septate endophytes and arbuscular mycorrhizal fungi：synergistic or competitive growth effects on maize？［J］.BMC Plant Biology，2021，21（1）：498.

[55] GUO X L， WANG Y Q， HU J B，et al.Mixed inoculation of dark septate endophytic and ericoid mycorrhizal fungi in different proportions improves the growth and nutrient content of blueberry seedlings［J］.Plant Biosystems，2023，157（3）：497-506.

[56] DELLA MÓNICA I F， SAPARRAT M C N， GODEAS A M，et al.The co-existence between DSE and AMF symbionts affects plant P pools through P mineralization and solubilization processes［J］.Fungal Ecology，2015，17：10-17.

[57] WANG Z D， WANG L， LIANG X R，et al.The coexistence of arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes synergistically enhanced the cadmium tolerance of maize［J］.Frontiers in Plant Science，2024，15：1349202.

[58] ZHOU Y， ZHENG Y Y， LI P W，et al.Ectomycorrhizal fungi and dark septate endophyte inoculation improve growth and tolerance of Pinus tabulaeformis under cadmium stress［J］.Pedosphere，2024，34（2）：473-483.

[59] CHU H L， WANG H H， ZHANG Y N，et al.Inoculation with ectomycorrhizal fungi and dark septate endophytes contributes to the resistance of Pinus spp. to pine wilt disease［J］.Frontiers in Microbiology，2021，12：687304.

[60] BI Y L， XIE L L， WANG X，et al.Phosphorus reward mechanisms of arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes：synergism or competition in plant carbon allocation？［J/OL］.Pedosphere，（2024-05-20）［2024-12-26］.

[61] BAHRAM M， PÕLME S， KÕLJALG U，et al.A single European aspen（Populus tremula） tree individual may potentially harbour dozens of Cenococcum geophilum ITS genotypes and hundreds of species of ectomycorrhizal fungi［J］.FEMS Microbiology Ecology，2011，75（2）：313-320.

[62] DAUPHIN B， DE FREITAS PEREIRA M， KOHLER A，et al.Cryptic genetic structure and copy-number variation in the ubiquitous forest symbiotic fungus Cenococcum geophilum ［J］.Environmental Microbiology，2021，23（11）：6536-6556.

[63] JOHNSON D， MARTIN F， CAIRNEY J W G，et al.The importance of individuals：intraspecific diversity of mycorrhizal plants and fungi in ecosystems［J］.New Phytologist，2012，194（3）：614-628.

[64] WYSS T， MASCLAUX F G， ROSIKIEWICZ P，et al.Population genomics reveals that within-fungus polymorphism is common and maintained in populations of the mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis ［J］.The ISME Journal，2016，10（10）：2514-2526.

[65] BRANCO S， GLADIEUX P， ELLISON C E，et al.Genetic isolation between two recently diverged populations of a symbiotic fungus［J］.Molecular Ecology，2015，24（11）：2747-2758.

[66] GLYNOU K，ALI T， KIA S H，et al.Genotypic diversity in root-endophytic fungi reflects efficient dispersal and environmental adaptation［J］.Molecular Ecology，2017，26（18）：4618-4630.

[67] YUAN Z L， DRUZHININA I S， GIBBONS J G，et al.Divergence of a genomic island leads to the evolution of melanization in a halophyte root fungus［J］.The ISME Journal，2021，15（12）：3468-3479.

[68] CAMPBELL M A， TAPPER B A， SIMPSON W R，et al. Epichloë hybrida，sp.nov.，an emerging model system for investigating fungal allopolyploidy［J］.Mycologia，2017，109（5）：715-729.

[69] LI Z F， ZHU Z Y， QIAN K，et al.Intraspecific diploidization of a halophyte root fungus drives heterosis［J］.Nature Communications，2024，15（1）：5872.

[70] ORCHARD S， STANDISH R J， DICKIE I A，et al.Fine root endophytes under scrutiny：a review of the literature on arbuscule-producing fungi recently suggested to belong to the Mucoromycotina［J］.Mycorrhiza，2017， 27（7）：619-638.

[71] PROUT J N， WILLIAMS A， WANKE A，et al.Mucoromycotina ‘fine root endophytes’：a new molecular model for plant-fungal mutualisms？［J］.Trends in Plant Science，2024，29（6）：650-661.

[72] 袁志林，潘雪玉，靳微.林木共生菌系统及其作用机制：以杨树为例［J］.生态学报，2019，39（1）：381-397.

[73] YUAN Z L， PAN X Y， JIN W.Tree-associated symbiotic microbes and underlying mechanisms of ecological interactions：a case study of poplar［J］.Acta Ecologica Sinica，2019，39（1）：381-397.

[74] QU D H， WU F L， GUO Y T，et al.Dark septate endophyte Anteaglonium sp.T010 promotes biomass accumulation in poplar by regulating sucrose metabolism and hormones［J］.Tree Physiology，2024，44（6）：tpae057.

基金资助

国家自然科学基金青年项目(32200097)

浙江省科学技术厅“领雁”研发攻关计划项目(2022C02029)