三种不同草地植物叶际微生物多样性对比分析

Comparative Analysis of the Phyllosphere Microbial Diversity among Three Different Grassland Plants

摘要

叶际微生物在宿主植物的生长发育、抗病抗逆能力及生态系统功能中发挥着重要作用。然而，不同宿主植物间叶际微生物群落的差异及其影响机制尚不明确。本研究以内蒙古草原生态系统中禾本科（Poaceae）羊草（Leymus chinensis）、豆科（Fabaceae）野豌豆（Vicia sativa）和菊科（Asteraceae）阿尔泰狗娃花（Aster altaicus）为研究对象，采用高通量测序技术分析其叶际细菌与真菌的多样性及群落结构，并探讨叶片性状（全碳、全氮、全磷、叶绿素、比叶面积）对微生物群落的影响。结果表明：3种植物的叶际微生物群落结构均呈现显著的物种特异性。其中，羊草叶际细菌和真菌的α多样性最高，其叶际以芽孢杆菌属（Bacillus）等潜在有益细菌为主，病原细菌的相对丰度较低，但同时携带潜在致病真菌。野豌豆叶际富集鞘氨醇单胞菌属（Sphingomonas）与甲基杆菌-甲基红杆菌复合属（Methylobacterium-Methylorubrum）等具有固氮功能的细菌。阿尔泰狗娃花叶际真菌群落中，链格孢属（Alternaria）等病原菌与附球菌属（Epicoccum）等生防菌共存。冗余分析（redundancy analysis，RDA）表明，叶片全磷含量显著影响细菌和真菌群落结构，而全氮含量和比叶面积主要影响真菌群落的变异。综上，宿主植物自身的叶片结构和养分性状是塑造叶际细菌和真菌群落的关键因素。本研究为深入理解草原植物与叶际微生物的互作关系及其生态适应策略提供了理论支撑。

Abstract

Phyllosphere microorganisms play crucial roles in host plant growth and development， disease resistance， stress tolerance， and ecosystem functions. However， the differences in phyllosphere microbial communities among different hosts and their underlying mechanisms remain unclear. This study focused on three plant species within the Inner Mongolia grassland ecosystem： Leymus chinensis（Poaceae）， Vicia sativa（Fabaceae）， and Aster altaicus（Asteraceae）. The diversity and community structure of bacteria and fungi in the phyllosphere were analyzed by using high-throughput sequencing technology. Additionally， the influence of key leaf traits-total carbon， total nitrogen， total phosphorus， chlorophyll content， and specific leaf area on these microbial communities was investigated. Results indicated significant host species specificity in phyllosphere microbial community structure. The α-diversity of both bacterial and fungal communities was highest on L. chinensis. The phyllosphere of L. chinensis was dominated by potentially beneficial bacteria such as Bacillus species， with relatively low abundance of pathogenic bacteria， although it also harbored potential pathogenic fungi. In contrast， the phyllosphere of V. sativa was enriched with nitrogen-fixing bacteria such as Sphingomonas and Methylobacterium-Methylorubrum. The fungal community in the phyllosphere of A. altaicus simultaneously contained pathogenic fungi such as Alternaria， and biocontrol fungi such as Epicoccum. Redundancy analysis revealed that leaf total phosphorus content significantly influenced both bacterial and fungal communities， whereas total nitrogen content and specific leaf area primarily affected fungal community variation. In conclusion， host leaf structural and nutrient traits are key determinants shaping phyllosphere bacterial and fungal communities. This study provides theoretical support for understanding the relationship between grassland plants and their phyllosphere microbiome， as well as their ecological adaptation strategies.

Graphical abstract

关键词

叶际微生物 / 群落结构 / 多样性 / 叶片性状

Key words

phyllosphere microorganisms / community structure / diversity / leaf traits

草原是地球上分布最广的陆地生态系统之一^［1］，其复杂的植物群落结构是维持生物多样性、调节气候及水土保持等功能的重要基础^［2］。在长期进化过程中，草原植物通过种间竞争与协同作用维持群落的动态稳定^［3］。以往研究多从植物功能性状与养分利用策略等角度探讨物种间的差异，而对植物叶际所承载的微生物群落如何参与并调控物种共存机制尚不清楚，这在一定程度上限制了对草原生态系统复杂性及其维持机制的深入理解。

叶际是植物与外界环境相互作用的重要界面，其上定殖着包括细菌、真菌等种类繁多且功能多样的微生物群落。这些叶际微生物在调节宿主植物生长发育^［4-5］、增强抗逆性^［6-7］、参与养分循环^［8］及影响生态系统功能^［9］等方面发挥着关键作用。叶际微生物群落的组成与多样性受到多种生物因素（如病原体和昆虫的攻击）和非生物因素（如环境气候因子、营养物质、土壤类型及性质等）的共同影响。此外，有研究^［10］表明，在相同生境中，宿主植物自身的特性往往是塑造其特异性叶际微生物群落的核心驱动力。不同植物物种因其遗传背景^［11］、叶片物理结构（如角质层厚度、蜡质含量、毛状体密度）、叶片化学性状（如养分含量、次生代谢物）及生理功能的差异，可能形成独特的微生境，从而招募或排斥不同的微生物类群^［12-13］。例如，豆科（Fabaceae）植物叶际富集与氮循环相关的固氮细菌，形成对根瘤共生固氮系统的重要补充^［14］；而茄科（Solanaceae）植物叶际富集多形拟杆菌（Bacteroides thetaiotaomicron）和罗森博氏菌（Rosenbergiella nectarea），可促进果实发育^［15］。这种宿主效应导致植物与叶际微生物之间形成了复杂且特异的互作关系。

尽管叶际微生物的重要性日益凸显，但目前对自然草原生态系统，特别是同一生境中共存的不同植物，其叶际微生物的群落结构与多样性研究仍不充分。因此，本研究选取内蒙古草甸草原的3种优势植物——禾本科（Poaceae）羊草（Leymus chinensis）、豆科野豌豆（Vicia sativa）和菊科（Asteraceae）阿尔泰狗娃花（Aster altaicus）为研究对象，通过高通量测序技术分析不同物种叶际细菌和真菌的多样性、群落结构差异及其影响机制，旨在为解析草原植物种间关系、维持群落稳定性及生态系统物质循环提供新的微生物视角，并为草地生态系统的健康管理提供理论依据。

1 材料与方法

1.1　试验地点

在中国科学院额尔古纳森林草原过渡带生态系统研究站开展本研究，该生态站位于内蒙古自治区呼伦贝尔市额尔古纳市黑山头镇（50°10′46″N，119°22′56″E）。该地区属于温带大陆性季风气候，处于中温带与寒温带的交错区；年平均气温-2.5 ℃，年均降水量350 mm，土壤类型为黑钙土，地带性植被类型为草甸草原。

1.2　试验设计

本试验选取3种不同科植物的健康叶片，分别为禾本科羊草、豆科野豌豆和菊科阿尔泰狗娃花，其缩写分别为Lc、Vs和Aa。在5个小区中进行样品采集，每个小区面积为2 m×2 m；每种植物设置5次重复，每次重复随机选取3株植物混合为一个样品。

1.3　叶际微生物的采集和提取

叶际样品于2023年8月中旬采集，采样全程保持无菌操作。使用灭菌后的剪刀采集每株植物地上部分无明显病斑、无虫咬的成熟叶片，剪成小段后放入无菌离心管中，并用封口膜密封管盖。采集完毕的样品于低温条件下保存并带回实验室，用于叶际微生物提取^［16］。具体操作步骤如下：（1）对样本进行质量称量，每克样本加入10 mL 0.1 mol·L^-1 PBS磷酸缓冲盐溶液；（2）对样本进行超声处理5 min，随后振荡15 min，重复上述步骤2次；（3）将洗涤液通过0.22 μm无菌滤膜过滤，将滤膜置于无菌离心管中，盖紧管盖，并用封口膜密封，于冰箱中-80 ℃保存待用^［17］。

1.4　叶际微生物群落的高通量测序分析

采用MagAtract PowerSoil Pro DNA Kit（Qiagen，德国希尔登）说明书进行微生物群落总基因组DNA的提取。使用1%琼脂糖凝胶电泳检测提取的基因组DNA质量，并利用NanoDrop 2000（Thermo Scientific公司，美国）测定DNA浓度与纯度。使用细菌特异性引物338F/806R对细菌16S rDNA基因V3~V4区进行PCR扩增^［18］，并采用真菌特异性引物ITS1F/ITS2R对真菌ITS DNA进行PCR扩增^［19］。随后对PCR产物进行定量分析，构建Miseq文库进行测序（上海美吉生物医药科技有限公司，中国），以获得DNA片段的序列信息。

1.5　叶片指标的测定

植物全碳（TC）含量采用K₂Cr₂O₇-H₂SO₄氧化法测定^［20］；植物全氮（TN）和全磷（TP）含量通过H₂SO₄-H₂O₂消煮法处理^［21］，其中TN含量采用凯氏定氮法测定，TP含量采用钼锑抗比色法测定。叶绿素含量使用叶绿素仪（经分光光度法校准）进行测定^［22］。比叶面积为叶片面积与叶片烘干质量的比值，其中叶面积通过电子扫描仪扫描后，利用ImageJ 1.54软件计算获得。

1.6　数据处理

使用Qiime 2 2023.5软件（https：//qiime2.org）计算叶际细菌和真菌群落的α多样性指数，包括Shannon指数、Simpson指数和Chao1指数。β多样性基于Bray-Curtis距离度量，使用R语言的vegan包进行NMDS分析，并通过ANOSIM进行非参数检验，以确定不同物种间叶际细菌和真菌群落结构是否存在显著差异。采用SPSS 21.0软件对叶际微生物与叶片指标进行单因素方差分析（One-way ANOVA），以判断处理的统计学意义（P<0.05；n=5）并采用Duncan检验进行多重比较。使用GraphPad Prism 7软件绘制柱状图和箱式图，使用Origin 2022绘制堆积柱状图。此外，使用Canoco 5进行冗余分析（redundancy analysis，RDA），并采用蒙特卡罗排序法检验环境因子与叶际细菌、真菌群落的相关性。

2 结果与分析

2.1　不同物种叶际微生物 α 多样性

Shannon指数、Simpson指数和Chao1指数分别用于表征物种多样性与物种丰富度（图1），其中，Shannon指数越高，表明物种多样性越高；而Simpson指数越高，则表明物种分布越集中，多样性越低。由图1可看出，羊草（Lc）叶际细菌Shannon指数和Chao1指数均为最高值，显著高于其他2种植物；野豌豆（Vs）叶际细菌Shannon指数和Chao1指数均为最低，但与阿尔泰狗娃花（Aa）无显著性差异（图1A~1C）。在叶际真菌方面，Lc的Shannon指数和Chao1指数最高，显著高于Vs，但与Aa无显著差异（图1D~1F）。因此，Lc叶际细菌和真菌的多样性和丰富度较Vs和Aa更高。

2.2　不同物种叶际微生物 β 多样性

对不同物种叶际微生物群落结构组成的差异进行非度量多维尺度分析（NMDS）（图2）。在叶际细菌（图2A）和真菌（图2B）群落中，Lc与其余2种植物（Vs和Aa）之间分离较为明显，而Vs与Aa之间存在部分重叠。ANOSIM分析结果表明，叶际细菌群落中不同物种间存在显著差异（P=0.003），叶际真菌群落中不同物种间亦存在显著差异（P=0.001）。上述结果表明，不同植物物种间叶际微生物群落结构差异较大。

2.3　不同物种叶际微生物门水平群落组成

不同物种叶际细菌与真菌在门水平的群落组成如图3所示。在叶际细菌门水平（图3A）中，变形菌门（Proteobacteria）、拟杆菌门（Bacteroidota）和放线菌门（Actinobacteriota）为优势类群。变形菌门的相对丰度在Vs中最高（72.3%），其次为Aa（69.3%），二者均显著高于Lc（52.0%）。拟杆菌门的相对丰度在Vs中最低（16.7%），但与其他2种植物间差异不显著。放线菌门和厚壁菌门（Firmicutes）的相对丰度均在Lc中最高，分别为12.0%和14.3%。不同的是Vs与Aa中放线菌门的相对丰度与Lc相比均无显著差异，而Vs与Aa中厚壁菌门的相对丰度则显著低于Lc。在叶际真菌门水平（图3B）上，子囊菌门（Ascomycota）和担子菌门（Basidiomycota）在3种植物中均显著富集。子囊菌门的相对丰度在Aa中最高（61.4%），且显著高于Vs中的相对丰度，但二者与Lc均无显著差异；担子菌门的相对丰度在Vs中最高（50.4%），在Aa中最低（38.4%），二者均与Lc无显著差异。

2.4　不同物种叶际微生物属水平相对丰度

在叶际细菌属水平中，相对丰度排名前9的细菌属如图4所示。在Lc和Vs中，鞘氨醇单胞菌属（Sphingomonas）的相对丰度显著高于其在Aa中的相对丰度。甲基杆菌-甲基红杆菌复合属（Methylobacterium-Methylorubrum）在Vs中的相对丰度最高，且显著高于其在Aa中的相对丰度。假单胞菌属（Pseudomonas）和罗森伯格氏菌属（Rosenbergiella）在3种植物中的相对丰度顺序为Lc<Vs<Aa。泛菌属（Pantoea）在Vs中的相对丰度最高，在Lc中最低。薄层菌属（Hymenobacter）在3种植物中的相对丰度均超过15%，但三者间无显著性差异。肠球菌属（Enterococcus）、马赛菌属（Massilia）和芽孢杆菌属（Bacillus）在Lc中的相对丰度均最高，且显著高于Vs和Aa。

叶际真菌优势属水平的相对丰度如图5所示。在Lc和Vs中，线黑粉菌属（Filobasidium）的相对丰度显著高于其在Aa中的相对丰度。在Vs和Aa中，枝孢菌属（Cladosporium）的相对丰度显著高于其在Lc中的相对丰度。附球菌属（Epicoccum）的相对丰度在Aa中最高，且显著高于Lc。链格孢属（Alternaria）的相对丰度在Aa中显著高于其他2种植物。在Lc中，对称孢属（Symmetrospora）、Rachicladosporium和Zymoseptoria的相对丰度最高，且显著高于其在Vs和Aa中的相对丰度。维希尼克氏酵母属（Vishniacozyma）和孔德菌属（Kondoa）的相对丰度在3种物种间无显著差异。

2.5　不同物种叶片性状

3种植物叶片的养分含量存在差异（图6）。其中，全碳（TC）含量在3种植物间无显著差异（图6A）。全氮（TN）含量（图6B）和叶绿素（chlorophyll）含量（图6D）均以Vs中最高，且显著高于Lc和Aa中的含量。全磷（TP）含量在3种植物中的排序为Lc<Vs<Aa（图6C）。此外，Vs和Aa的比叶面积（SLA）显著高于Lc（图6E）。

2.6　叶际细菌、真菌群落结构变化的影响因素

为深入探究叶际细菌与真菌群落多样性与叶片性状之间的关系，对叶际微生物群落进行冗余分析。结果表明，在叶际细菌群落中，全磷含量与假单胞菌属呈强正相关关系；全氮含量、叶绿素含量与鞘氨醇单胞菌属和甲基杆菌-甲基红杆菌复合属呈正相关关系（图7A）。在叶际真菌群落中，全磷含量、比叶面积与附球菌属、枝孢菌属和链格孢属呈正相关关系（图7B）。

蒙特卡罗置换（Constrained-P）检验结果表明，TP含量对叶际细菌群落结构具有显著影响（P=0.014）（表1）。叶片TN和SLA对真菌群落结构具有显著影响；此外，TP对真菌群落结构亦具有显著影响（图7B，表1）。由此可见，植物叶片N、P养分和比叶面积的差异是影响叶际细菌与真菌群落结构的关键因子。

3 讨论

3.1　不同物种叶际细菌、真菌多样性和群落结构的差异

本研究发现，羊草、野豌豆和阿尔泰狗娃花叶际细菌与真菌多样性存在显著差异。羊草叶际细菌和真菌的α多样性均高于其他2种植物，这一差异可能与其独特的叶片结构特征有关。羊草为禾本科植物，叶片呈线形，质地较硬，叶上表面及叶缘粗糙，叶片厚且角质层发达，叶肉组织中纤维含量较高，这种特殊结构赋予其较强的机械支撑能力与保水能力。同时，作为草原优势物种，羊草面对干旱、暴风雨、虫害等环境胁迫具有较强的缓冲能力，这些特性可能促使其更易附着多样微生物，为其提供稳定、适宜的“避风港”以支持微生物的生存与繁殖。相比之下，野豌豆为豆科植物，多呈攀援或半匍匐生长，叶片薄且肉质化程度低，纤维组织较少，叶肉细胞排列较疏松，结构相对脆弱，抗逆能力较弱，不利于某些对环境敏感的叶际微生物定植。菊科植物阿尔泰狗娃花的叶片厚度中等，角质层较野豌豆略厚但远薄于羊草，叶肉细胞排列较紧密但仍保留一定冗余空间，其叶片结构及功能介于羊草与野豌豆之间，叶际微生物定植数量亦处于二者之间。因此，宿主植物叶片物理结构的差异可能是影响叶际微生物多样性的重要因素。Liu等^［23］在研究同一生境下不同树种叶际微生物多样性时也得出相似结论，认为宿主植物本身的特性是造成叶际微生物多样性差异的主要原因，不同叶片性状的植物具有特定的叶际微生物群落结构与多样性。

本研究还发现，尽管羊草、阿尔泰狗娃花和野豌豆的叶际均以变形菌门、拟杆菌门、放线菌门和厚壁菌门为核心优势细菌门，并以子囊菌门和担子菌门为主导真菌群落，但其微生物组成在结构与功能上均呈现出显著的物种特异性分化，体现了不同植物的生态策略差异。该结果与王彤等^［24］和李聪聪等^［25］在温性典型草原及高寒草甸植物叶际微生物群落分析中的发现一致。比较3种植物可见，野豌豆叶际显著富集变形菌门，尤其以鞘氨醇单胞菌属和甲基杆菌-甲基红杆菌复合属的相对丰度最高。鞘氨醇单胞菌属是一种对植物有益的微生物，参与氮循环，可提供植物所需的氮源，促进其生长发育，并抑制植物病原菌以保护宿主植物^［26-28］。甲基杆菌-甲基红杆菌复合属则具有固氮能力，参与氮循环并调控植物生长与养分转化^［29］。这表明豆科植物野豌豆的叶际为特定固氮菌提供了栖息场所，二者建立了密切的互惠关系，体现了“营养互利共生”理论：植物为微生物提供栖息地与碳源等资源，微生物则通过生物固氮作用为宿主提供关键氮营养，促进其生长。豆科植物这种叶际固氮功能可能是对根部根瘤固氮系统的重要生态补充^［30］。在羊草叶际，细菌与真菌群落呈现功能分化：其显著富集厚壁菌门芽孢杆菌属等有益细菌，该属可抑制植物病原体，提高植物耐受性并促进生长^［30-31］，以及变形菌门鞘氨醇单胞菌属和马赛菌属，后者参与碳氮循环，增强植物抗逆性且环境适应性强^［32］；同时，泛菌属等潜在致病细菌的相对丰度最低。然而，羊草叶际亦附着并富集了线黑粉菌属、对称孢属、Rachicladosporium和Zymoseptoria等潜在病原真菌。这表明羊草叶际细菌群落以有益细菌为主导并抑制病原细菌，而真菌群落中潜在致病性仍存，反映出叶际微生物群落调控具有选择性与复杂性。叶际并非无菌环境，而可能策略性地构建以功能有益细菌为核心的保护性微生物屏障，以有效抵御主要细菌威胁。同时，潜在病原真菌的存在提示真菌性病害可能是其生态适应中的潜在薄弱环节或需应对的另一类生物胁迫。因此，羊草独特的叶际微生物环境及其强大的调控能力，提升了其在多物种复杂环境中的适应性，也支撑了其作为草原优势植物的生态竞争力。相比之下，阿尔泰狗娃花的叶际真菌群落呈现一种权衡状态：一方面富集链格孢属和枝孢菌属等潜在病原菌；另一方面也维持了具有生防潜力的附球菌属的相对丰度，该属可通过诱导植物抗病性、分泌抗菌物质及促进养分吸收等方式防治病害^［33］。这种病原菌与生防菌共存的格局，可能反映了植物在复杂自然环境中所面临的选择压力与平衡机制^［34］。因此，从植物与叶际微生物关系的理论视角看，不同宿主植物凭借其独特性状招募对自身生存有利或功能互补的微生物类群，从而塑造了特异的叶际微环境。

3.2　不同物种叶际微生物和叶片性状的相关性

本研究通过冗余分析结合Constrained‑P检验发现，植物叶片性状（全氮、全磷、比叶面积）是影响叶际微生物群落结构的关键因子。其中叶片全磷对细菌和真菌群落变异均具有显著影响（P<0.05），而全氮和比叶面积则对真菌群落具有极显著影响（P<0.01）。这一差异性影响格局表明，细菌与真菌作为生理特性不同的微生物类群，在响应叶片基底环境时采取了不同的生存策略和适应机制。本研究进一步发现，鞘氨醇单胞菌属和甲基杆菌-甲基红杆菌复合属与叶片全氮、叶绿素含量呈正相关，且在3种植物中仅野豌豆表现出上述菌群丰度与氮含量的协同增长趋势；假单胞菌属与全磷、全碳呈正相关，且均与阿尔泰狗娃花呈协同作用。上述结果表明，不同宿主植物可能通过调节具有特殊代谢功能微生物的丰度及其竞争格局，间接影响叶际的碳、氮、磷养分循环。前人研究^［35-36］已表明，野豌豆等豆科植物通过与固氮菌高效共生，可有效固定并转化大气氮素，从而显著提高叶片氮含量。本研究还发现，真菌群落中链格孢属、枝孢菌属和附球菌属与比叶面积呈显著正相关，这可能与真菌对叶际微环境的敏感性有关。已有研究^［37-38］亦指出，叶面积等叶片结构特征影响叶际微生物的群落组成，与本研究结论一致。

综上所述，3种植物因宿主自身性状差异，导致叶片质地、形态结构、比叶面积及养分特征各不相同，形成了各异的叶际微生境，进而影响了叶际细菌与真菌群落结构及多样性的分化。这一发现从微生物生态学视角为理解草原植物种间共存与资源利用策略提供了新的证据。

4 结 论

通过对内蒙古呼伦贝尔典型草甸草原上羊草、野豌豆和阿尔泰狗娃花3种植物叶际微生物群落结构与多样性的分析，发现宿主植物自身的养分性状（全氮、全磷）和形态结构（比叶面积）是影响叶际细菌与真菌群落结构的主要因素。同时，宿主植物与叶际微生物之间存在紧密的联系，宿主为微生物提供栖息场所，而叶际微生物亦在一定程度上影响植物的生长。未来研究可进一步结合宏基因组学技术，解析叶际微生物类群在植物生长过程中所承载的具体功能。

参考文献

[1] HUYGHE C.New utilizations for the grassland areas and the forage plants：what matters［J］.Fourrages，2010，134（203）：213-219.

[2] 赵同谦，欧阳志云，贾良清，等.中国草地生态系统服务功能间接价值评价［J］.生态学报，2004，24（6）：1101-1110.

[3] ZHAO T Q， OUYANG Z Y， JIA L Q，et al.Ecosystem services and their valuation of China grassland［J］.Acta Ecologica Sinica，2004，24（6）：1101-1110.

[4] 刘兴元，牟月亭.草地生态系统服务功能及其价值评估研究进展［J］.草业学报，2012，21（6）：286-295.

[5] LIU X Y， MU Y T.Research progress in the ecosystem services function and value of grasslands［J］.Acta Prataculturae Sinica，2012，21（6）：286-295.

[6] LIU H W， BRETTELL L E， SINGH B.Linking the phyllosphere microbiome to plant health［J］.Trends in Plant Science，2020，25（9）：841-844.

[7] ROMERO F M， MARINA M， PIECKENSTAIN F L.Novel components of leaf bacterial communities of field-grown tomato plants and their potential for plant growth promotion and biocontrol of tomato diseases［J］.Research in Microbiology，2016，167（3）：222-233.

[8] MU M Q， TULUHONG M， JIANG J W，et al.Role of the beneficial phyllosphere microbiome in the defense against red clover anthracnose caused by Colletotrichum americae-borealis ［J］.Microbiological Research，2025，297：128184.

[9] WANG Z H， PENG D Y， FU C W，et al.Pan-metagenome reveals the abiotic stress resistome of cigar tobacco phyllosphere microbiome［J］.Frontiers in Plant Science，2023，14：1248476.

[10] LI J， JIN M K， HUANG L J，et al.Assembly and succession of the phyllosphere microbiome and nutrient-cycling genes during plant community development in a glacier foreland［J］.Environment International，2024，187：108688.

[11] VACHER C， HAMPE A， PORTÉ A J，et al.The phyllosphere：microbial jungle at the plant-climate interface［J］.Annual Review of Ecology，Evolution，and Systematics，2016，47：1-24.

[12] LAFOREST-LAPOINTE I， PAQUETTE A， MESSIER C，et al.Leaf bacterial diversity mediates plant diversity and ecosystem function relationships［J］.Nature，2017，546（7656）：145-147.

[13] 王兰，周迪，薛曌，等.不同生长时期青稞种子内生细菌群落动态研究［J］.植物研究，2025，45（6）：965-974.

[14] WANG L， ZHOU D， XUE Z，et al.Dynamics of endophytic bacterial communities in highland barley seeds at different growth stages［J］.Bulletin of Botanical Research，2025，45（6）：965-974.

[15] TRIVEDI P， DELGADO-BAQUERIZO M， TRIVEDI C，et al.Keystone microbial taxa regulate the invasion of a fungal pathogen in agro-ecosystems［J］.Soil Biology and Biochemistry，2017，111：10-14.

[16] REISBERG E E， HILDEBRANDT U， RIEDERER M，et al.Distinct phyllosphere bacterial communities on Arabidopsis wax mutant leaves［J］.PLoS One，2013，8（11）：e78613.

[17] GIRI S， PATI B R.A comparative study on phyllosphere nitrogen fixation by newly isolated Corynebacterium sp.& Flavobacterium sp. and their potentialities as biofertilizer［J］.Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica，2004，51（1/2）：47-56.

[18] DONG C J， WANG L L， LI Q，et al.Bacterial communities in the rhizosphere，phyllosphere and endosphere of tomato plants［J］.PLoS One，2019，14（11）：e0223847.

[19] 周育，乔雄梧，王静，等.植物叶际微生物提取方法研究［J］.植物研究，2006，26（2）：2233-2237.

[20] ZHOU Y， QIAO X W， WANG J，et al.Extraction methods of microorganisms from phyllosphere［J］.Bulletin of Botanical Research，2006，26（2）：2233-2237.

[21] BODENHAUSEN N， HORTON M W， BERGELSON J.Bacterial communities associated with the leaves and the roots of Arabidopsis thaliana ［J］.PLoS One，2013，8（2）：e56329.

[22] XU N， TAN G C， WANG H Y，et al.Effect of biochar additions to soil on nitrogen leaching，microbial biomass and bacterial community structure［J］.European Journal of Soil Biology，2016，74：1-8.

[23] ADAMS R I， MILETTO M， TAYLOR J W，et al.Dispersal in microbes：fungi in indoor air are dominated by outdoor air and show dispersal limitation at short distances［J］.The ISME Journal，2013，7（7）：1262-1273.

[24] WALKLEY A， BLACK I A.An examination of the degtjareff method for determining soil organic matter，and a proposed modification of the chromic acid titration method［J］.Soil Science，1934，37（1）：29-38.

[25] 鲍士旦.土壤农化分析［M］.3版.北京：中国农业出版社，2000.

[26] BAO S D.Soil and agricultural chemistry analysis［M］. 3rd ed.Beijing：China Agriculture Press，2000.

[27] MARKWELL J， OSTERMAN J C， MITCHELL J L.Calibration of the Minolta SPAD-502 leaf chlorophyll meter［J］.Photosynthesis Research，1995，46（3）：467-472.

[28] LIU J Y， ZHANG W X， LIU Y T，et al.Differences in phyllosphere microbiomes among different Populus spp.in the same habitat［J］.Frontiers in Plant Science，2023，14：1143878.

[29] 王彤，李西良，唐士明，等.温性典型草原优势植物叶际微生物群落对放牧的响应［J］.中国草地学报，2025，47（6）：21-33.

[30] WANG T， LI X L， TANG S M，et al.Responses of phyllosphere microbial community of dominant plant to grazing in temperate typical steppe［J］.Chinese Journal of Grassland，2025，47（6）：21-33.

[31] 李聪聪，朱秉坚，徐琳，等.高寒草甸优势植物叶内、根内与土壤原核微生物群落的分异［J］.生态学报，2020，40（14）：4942-4953.

[32] LI C C， ZHU B J， XU L，et al.Differentiations of prokaryotic communities in leaf and root endosphere of dominant plants and bulk soils in Alpine meadows［J］.Acta Ecologica Sinica，2020，40（14）：4942-4953.

[33] VORHOLT J A.Microbial life in the phyllosphere［J］.Nature Reviews Microbiology，2012，10（12）：828-840.

[34] INNEREBNER G， KNIEF C， VORHOLT J A.Protection of Arabidopsis thaliana against leaf-pathogenic Pseudomonas syringae by Sphingomonas strains in a controlled model system［J］.Applied and Environmental Microbiology，2011，77（10）：3202-3210.

[35] DELMOTTE N， KNIEF C， CHAFFRON S，et al.Community proteogenomics reveals insights into the physiology of phyllosphere bacteria［J］.Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2009，106（38）：16428-16433.

[36] GREEN P N， ARDLEY J K.Review of the genus Methylobacterium and closely related organisms：a proposal that some Methylobacterium species be reclassified into a new genus，Methylorubrum gen.nov.［J］.International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology，2018，68（9）：2727-2748.

[37] ZHU Y G， PENG J J， CHEN C，et al.Harnessing biological nitrogen fixation in plant leaves［J］.Trends in Plant Science，2023，28（12）：1391-1405.

[38] KUMARAVEL S， THANKAPPAN S， RAGHUPATHI S，et al.Draft genome sequence of plant growth-promoting and drought-tolerant Bacillus altitudinis FD48，isolated from rice phylloplane［J］.Genome Announcements，2018， 6（9）：e00019-e00018.

[39] 陈翔.人工湿地污水处理系统马赛菌（Massilia）组成、分布特征及影响因素研究［D］.青岛：青岛理工大学，2021.

[40] CHEN X.Study on the composition，distribution characteristics and influencing factors of Massilia in constructed wetland wastewater treatment system［D］.Qingdao：Qingdao University of Technology，2021.

[41] 李宏彬，刘辉.附球菌在植物病害生物防治中的应用研究进展［J］.现代农业科技，2024（19）：73-80.

[42] LI H B， LIU H.Research progress on application of Epicoccum in plant disease biocontrol［J］.Modern Agricultural Science and Technology，2024（19）：73-80.

[43] LIU Q W， WANG S X， LI K，et al.Responses of soil bacterial and fungal communities to the long-term monoculture of grapevine［J］.Applied Microbiology and Biotechnology，2021，105（18）：7035-7050.

[44] 张美玲，朱博，李旭，等.不同地理环境下野豌豆根瘤菌的遗传多样性与共生进化研究［J］.西北农林科技大学学报（自然科学版），2008，36（12）：192-198.

[45] ZHANG M L， ZHU B， LI X，et al.Genetic diversity and co-evolution of Vicia rhizobia in different geographical environments［J］.Journal of Northwest A&F University （Natural Science Edition），2008，36（12）：192-198.

[46] 高英志，任健.植物根瘤共生固氮研究进展与展望［J］.中国科学：生命科学，2025，55（1）：131-145.

[47] GAO Y Z， REN J.Advances and prospects in plant root nodule symbiotic nitrogen fixation［J］.Scientia Sinica：Vitae，2025，55（1）：131-145.

[48] 宋毅，陈航航，崔鑫，等.钾营养状况介导的油菜叶片生长及其对叶际微生物的影响［J］.植物学报，2024，59（1）：54-65.

[49] SONG Y， CHEN H H， CUI X，et al.Potassium nutrient status-mediated leaf growth of oilseed rape （Brassica napus） and its effect on phyllosphere microorganism［J］.Chinese Bulletin of Botany，2024，59（1）：54-65.

[50] YADAV R K P， KARAMANOLI K， VOKOU D.Bacterial colonization of the phyllosphere of Mediterranean perennial species as influenced by leaf structural and chemical features［J］.Microbial Ecology，2005，50（2）：185-196.

基金资助

国家自然科学基金青年科学基金项目(32401361)

国家自然科学基金面上项目(32271650)