激活伏隔核D1神经元促进小鼠创伤后应激障碍恐惧记忆消退

Activation of nucleus accumbens d1 neurons enhances fear extinction in mice with post-traumatic stress disorder

摘要

背景 创伤后应激障碍(post-traumatic stress disorder，PTSD)的核心病理特征是恐惧记忆消退障碍，目前有关中远期恐惧记忆消退研究仍然有限。 目的 探究伏隔核D1神经元对创伤后应激障碍模型小鼠长期恐惧记忆消退的作用。 方法 通过不可预测足底电击给予“环境-电击”匹配刺激建立小鼠条件性恐惧记忆模型，小鼠随机分为两组，对照组8只和模型组8只，对照组不进行足底电击，模型组进行足底电击，两周后检测其僵直时间，评估其远期恐惧记忆水平。建立两种不同的消退训练模型，小鼠随机分为改变灯光消退训练范式组(n=8)和连续40 min消退训练范式组(n=8)，对比评估两种消退训练模型对小鼠中长期恐惧记忆消退的影响。通过化学遗传学技术激活伏隔核D1神经元，小鼠随机分为两组，对照组7只和D1激活组9只，D1激活组腹腔注射给予氯氮平-N-氧化物(Clozapine-N-oxide，CNO)，观察小鼠僵直时间变化，验证其对中远期恐惧记忆消退的影响。通过免疫荧光染色观察化学遗传学激活后伏隔核D1神经元c-Fos表达情况。 结果 与对照组相比，条件性恐惧记忆造模组小鼠在电击造模后第15天、17天及28天的平均僵直率均升高(P＜0.05)。与第15天僵直率相比，改变灯光消退训练使造模组小鼠第28天的僵直率下降(P＜0.05)；而连续40 min消退训练，可使第17天及28天的僵直率均下降(P＜0.05)。化学遗传学激活伏隔核D1神经元可以使D1激活组小鼠第28天的僵直率下降(P＜0.01)。与对照组小鼠相比，给予CNO增加伏隔核脑区D1神经元的c-fos表达(P＜0.05)。 结论 连续40 min消退范式及化学遗传学激活伏隔核D1神经元均可促进PTSD中远期恐惧记忆的消退。

Abstract

Background The core pathological feature of post-traumatic stress disorder (PTSD) is impaired fear memory extinction, and current research on medium and long-term fear memory extinction remains extremely limited. Objective To investigate the role of nucleus accumbens D1 neurons in the extinction of long-term fear memory in a mouse model of post-traumatic stress disorder. Methods A mouse model of conditioned fear memory was established by delivering unpredictable foot shocks to provide paired "context-shock" stimuli. Mice were divided into control group (n=8) and model group (n=8). The control group received no foot shocks, while the model group was subjected to foot shocks. Freezing time was measured two weeks later to evaluate the level of long-term fear memory. Two distinct extinction training protocols were established, with 8 mice in each group: a modified light-associated extinction training group and a continuous 40 minute extinction training group. The effects of the two protocols on the extinction of long-term fear memory were compared, and the one with better extinction efficacy was selected for subsequent experiments. Chemogenetic techniques were used to activate nucleus accumbens D1 neurons. Mice were divided into control group (n=7) and D1 activation group (n= 9). The D1 activation group received intraperitoneal injection of clozapine-N-oxide (CNO). Changes in freezing time were observed to verify the effect on long-term fear memory extinction. Immunofluorescence staining was performed to examine c-Fos expression in nucleus accumbens D1 neurons following chemogenetic activation. Results Compared with the control group, the model group exhibited significantly increased average freezing rates on days 15, 17, and 28 after fear conditioning (P＜0.05). Compared with the freezing rate on day 15, the modified light-associated extinction training reduced the freezing rate of model mice on day 28 (P＜0.05). In contrast,continuous 40-minute extinction training significantly decreased the freezing rate on days 17 and 28 (P＜0.05). Chemogenetic activation of nucleus accumbens D1 neurons significantly reduced the freezing rate of mice in the D1 activation group on day 28 (P＜0.01). Compared with control group, CNO administration increased c-Fos expression in D1 neurons within the nucleus accumbens (P＜0.05). Conclusion Both the 40-min continuous extinction session and chemogenetic activation of nucleus accumbens D1 neurons promoted fear memory extinction in PTSD model mice.

Graphical abstract

关键词

创伤后应激障碍 / 恐惧 / 消退 / 伏隔核 / 多巴胺神经元

Key words

posttraumatic stress disorder / fear / extinction / nucleus accumbens / dopaminergic neuron

创伤后应激障碍(post-traumatic stress disorder，PTSD)是由巨大威胁性或灾难性心理创伤而诱发的长期持续的精神障碍，往往在数月和数年内引发，其在普通人群中的患病率约为6%，但在经历过严重创伤的个体中发生概率高达25% ~ 35%^[1]。PTSD患者的核心症状是安全场景下侵入式回忆导致的长期持续严重恐惧反应，而恐惧记忆的长期存在和延迟消退也是PTSD患者病程延长的核心诱因^[2-3]。

条件性恐惧记忆范式是将条件刺激与厌恶刺激即非条件刺激相关联，是研究PTSD恐惧记忆的形成、提取、巩固以及消退等环节的重要基础之一^[4]。在小鼠模型中，通常认为造模后7 d以内为近期恐惧记忆，14 d以上为中远期恐惧记忆，但目前尚未有绝对的统一标准^[5]。探究不同恐惧记忆消退训练的效果及其背后的神经生物学机制对开发新的PTSD治疗策略具有重要意义。

PTSD患者往往伴随奖赏系统的功能异常^[6]，而伏隔核(nucleus accumbens，NAc)是奖赏系统的核心脑区^[7]。本研究旨在通过比较两种不同消退训练范式对小鼠恐惧记忆的影响，建立高效的小鼠恐惧记忆消退模型，并探究激活伏隔核D1神经元在小鼠中远期恐惧记忆消退中的作用，探索PTSD治疗的新策略与潜在治疗靶点。

1 材料与方法

1.1 实验动物

雄性SPF级C57BL/6J小鼠[北京华阜康生物科技股份有限公司，许可证号SCXK(京)2024-0003]56只，6 ~ 8周龄，体重18 ~ 22 g，饲养环境温度22 ~ 25℃，湿度约为50%，昼夜节律12/12 h，实验时间以外动物自由饮食饮水。本研究中的动物实验经军事科学院军事医学研究院实验动物伦理审查委员会审批(批号：IACUC-DWZX-2021-531)。

1.2 实验仪器与试剂

条件性恐惧装置(Med Associates Inc.，图1A)，外层隔音箱规格为63.5 cm × 66 cm × 35.5 cm，在隔音箱顶部存在可改变LED光源，隔音箱门内侧固定有记录动物行为的红外摄像头。内部电击箱规格为30 cm × 23.5 cm × 25 cm，全透明设计，底部存在与电击条相连的金属栅栏用以施加不可逃避足底电击。化学遗传学激活病毒为rAAV-D1-hM3D(Gq)-mCherry-WPREs(AAV2/9，武汉枢密脑科学技术有限公司)。

1.3 小鼠PTSD恐惧记忆模型的建立

实验分为对照组(n=8)和模型组(n=8)。采用不可预测足底电击造模连续2 d，首先将小鼠置入电击箱适应3 min，后进行4 min电击刺激(0.8 mA，持续时间10 s，间隔时间10 s，循环12次，图1B)，电击箱环境为昏暗光线，第2天造模过程完全相同。对照组不给予足底电击，仅置入电击箱中自由活动7 min。足底电击完成后的第15天为恐惧记忆唤醒日，第28天为恐惧记忆恢复测试日，在第15天、第17天、第28天将小鼠放回电击箱5 min，不给予足底电击，记录僵直时间(图1C)。小鼠恐惧记忆水平采用僵直率(僵直时间/总时间)进行评价。模型组小鼠僵直率显著高于对照组表明造模成功。

1.4 小鼠恐惧记忆消退模型的建立

实验分为改变灯光消退训练范式组(n=8)和连续40 min消退范式组(n=8)。小鼠在第16天进行消退训练，恐惧记忆消退训练范式共分为两种。(1)改变灯光环境范式：将小鼠放入电击箱12 min，第1分钟灯光环境同造模时，第2分钟关闭灯光，重复6个循环，第17天及第28天进行5 min的条件性恐惧记忆测试。(2)连续40 min范式：将小鼠放入电击箱40 min，不进行足底电击，第17天及第28天进行5 min的条件性恐惧记忆测试即放回电击箱5 min，不给予足底电击，记录其僵直时间。

1.5 化学遗传学操控伏隔核D1神经元

对照组和D1激活组各9只小鼠，其中对照组2只小鼠在脑立体定位注射中发生死亡，分别为麻醉后死亡和脑立体仪器调平过程中死亡，导致对照组小鼠剩余7只。小鼠在3%戊巴比妥钠(3 mL/kg)麻醉后，立体定位注射化学遗传学病毒rAAV-D1-hM3D(Gq)-mCherry-WPREs至小鼠双侧伏隔核脑区，小鼠双侧伏隔核脑区，脑区注射位点为前囟后1.4 mm，中线左右旁开0.85 mm，硬脑膜下4.5 mm，单侧脑区注射体积200 nL，注射速度30 nL/min。7 d后，进行PTSD条件性恐惧记忆造模，在足底电击结束后第15天进行条件性恐惧记忆测试，检验恐惧记忆水平。在第16天以及17 ~ 28天在D1激活组腹腔注射氯氮平-N-氧化物(clozapine-N-oxide，CNO)，剂量为1 mg/kg，对照组腹腔注射相同容量的生理盐水。各组在第17天进行条件性恐惧记忆测试以检验恐惧记忆水平，在第28天进行条件性恐惧记忆测试评估恐惧记忆恢复情况。

1.6 免疫荧光染色观察伏隔核D1神经元c-Fos表达情况

实验分为对照组和D1激活组，每组各3只小鼠。脑立体定位注射化学遗传学病毒rAAV-D1-hM3D(Gq)mCherry-WPREs至小鼠双侧伏隔核脑区，3周后D1激活组小鼠腹腔注射CNO，而对照组小鼠腹腔注射生理盐水，90 min后对小鼠大脑取材。小鼠通过在3%戊巴比妥钠(3 mL/kg)麻醉后，先后用PBS和4%多聚甲醛进行心脏灌流，取脑后放入4%多聚甲醛固定24 h，后20%/30%蔗糖溶液梯度脱水。冰冻切片，厚度为25 μm。脑片漂洗后用5%山羊血清(含0.3% Triton100)在37℃环境下封闭2 h；后加入兔源抗c-fos抗体(1∶300)，4℃孵育20 h；第2天，滴入山羊抗兔IgG h&L(Alexa Fluor ®488，1∶300)，室温避光孵育2 h，滴入DAPI封片。利用日本Nikon公司Ni-U正置荧光显微镜对脑片进行观察和拍摄，计数伏隔核区cFos/mCherry共标神经元数量。

1.7 统计学分析

采用SPSS26软件进行统计分析，采用Graphpad Prism 8.0软件进行统计分析并绘制统计图，实验数据均以(\overline{x}±s)表示，采用Shapiro-Wilk检验和Levene检验分别确定数据是否符合正态分布和方差齐性。两组数据比较采用t检验，多组数据比较采用单因素重复测量方差分析及Bonferroni事后分析。以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 小鼠PTSD恐惧记忆模型的建立

通过足底电击，建立小鼠PTSD恐惧记忆模型。在造模完成后第15天测试，模型组小鼠的平均僵直率高于对照组(77.74% ± 14.37% vs 9.45% ± 4.61%，P＜0.001)，提示小鼠恐惧记忆形成。在第17天进行条件性恐惧记忆测试，模型组小鼠的平均僵直率仍高于对照组(66.17% ± 19.68% vs 19.57% ± 14.39%，P＜0.001)，提示小鼠恐惧记忆仍存在。在第28天恐惧记忆恢复测试中，模型组小鼠的平均僵直率仍高于对照组(56.68% ± 19.60% vs 27.39% ± 19.69%，P＜0.01)。模型组在造模后第15天表现出增强的僵直率，第17天仍维持在较高水平；尽管第28天僵直率有所下降，但仍高于对照组。上述结果表明，足底电击造模方法能够有效诱导小鼠产生PTSD恐惧记忆，且恐惧记忆具有较强的长期稳定性(图1D)。

2.2 小鼠PTSD恐惧记忆消退模型的建立

2.2.1 改变灯光消退训练范式

足底电击造模后，小鼠在第15天的僵直率为(73.25% ± 26.94%)，表明小鼠产生中远期恐惧记忆。第16天进行改变电击箱灯光环境消退训练(图2A)，第17天的恐惧记忆测试中，小鼠僵直率为(59.34% ± 21.65%)，相比于第15天有所下降但差异无统计学意义(P=0.92)。但是小鼠第28天僵直率下降至(32.93% ± 15.12%)，与第15天相比差异存在统计学意义(P＜0.05)，表明改变灯光消退训练使得小鼠在第28天出现恐惧记忆消退(图2C)。

2.2.2 连续40 min消退训练范式

足底电击造模后，小鼠在第15天的僵直率为(85.35% ± 11.25%)，表明小鼠产生中远期恐惧记忆。第16天进行连续40 min消退训练(图2B)，第17天对小鼠恐惧记忆消退情况进行测试，僵直率为(44.31% ± 29.16%)，与第15天相比显著下降(P＜0.05)；小鼠第28天的僵直率进一步下降至(34.93% ± 19.47%)，与第15天相比显著下降(P＜0.01)，表明小鼠恐惧记忆水平在40 min消退训练后出现了迅速下降并且恐惧记忆的消退能长期存在。

2.3 化学遗传学激活伏隔核D1神经元促进恐惧记忆消退

为验证奖赏系统关键脑区伏隔核中D1受体阳性神经元在中远期恐惧记忆消退中的作用，我们通过立体定位技术在小鼠双侧伏隔核注射化学遗传学病毒(图3B)，rAAV-D1-hM3D(Gq)-mCherry-WPREs在伏隔核表达良好(图3C)，病毒表达一周后进行实验。恐惧记忆造模后第15天对小鼠行恐惧记忆测试，第16天以及17 ~ 28天D1激活组腹腔注射CNO激活伏隔核D1神经元，对照组腹腔注射相同体积的生理盐水(图3A)。对照组小鼠造模后第17天及第28天僵直率与第15天相比差异无统计学意义，提示恐惧记忆长期存在；单因素重复测量方差分析显示，D1激活组小鼠各天僵直率差异有统计学意义(P＜0.01)。第17天僵直率较第15天差异无统计学意义(72.69% ± 23.09% vs 65.70% ± 34.65%，P=0.838)，但到第28天，D1激活组小鼠僵直率与第15天相比差异有统计学意义(22.75% ± 6.46% vs 65.70% ± 34.65%，P＜0.01)，表明激活伏隔核D1神经元可促进小鼠恐惧记忆消退。

c-Fos免疫荧光染色显示(图4A)，和对照组相比，腹腔注射CNO显著增加c-Fos/mCherry共标神经元的数量(P＜0.05)，提示CNO可以显著激活伏隔核D1神经元，验证了化学遗传学激活伏隔核D1神经元的可靠性。

3 讨论

PTSD是一种神经精神类疾病，治疗不及时严重影响患者日常工作生活^[1]。临床上常用的暴露疗法即让患者反复暴露于创伤环境中便是基于恐惧记忆消退原理，但是，此方法仅对30% ~ 70%的PTSD患者产生较好疗效^[8-10]。因此，探索促进恐惧记忆消退的潜在靶点，将为治疗PTSD等与恐惧相关的疾病提供新的治疗靶点和手段。本研究通过足底电击成功构建PTSD小鼠条件性恐惧记忆模型并探索建立了两种不同的恐惧记忆消退模型，发现激活伏隔核D1神经元能够促进恐惧记忆消退。本研究扩展了伏隔核对恐惧记忆消退影响的认识，为开发新的PTSD治疗靶点提供了新的思路。

条件性恐惧记忆模型是模拟PTSD核心病理特征的经典模型，其核心价值在于能否诱导“持久且稳定的恐惧记忆”^[11]。恐惧记忆造模组小鼠在造模后第15天、17天及28天的僵直率均显著高于对照组，且第28天僵直率虽略有下降但仍维持在高水平，表明足底电击诱导的恐惧记忆具有长时程稳定性，与PTSD患者“创伤记忆难以自然消退”的临床特征高度吻合^[12]。本研究比较了连续40 min及改变灯光环境两种消退训练范式的效果，发现连续40 min消退训练在恐惧记忆消退效率及持久性上更加稳定，体现在第17天及28天僵直率均较第15天显著下降。恐惧记忆消退的本质是“安全记忆的重新学习与巩固”^[13]，其效果依赖于训练范式对安全环境学习通路的激活效率。大部分消退训练通常在恐惧记忆习得后立即进行，但消退训练后恐惧记忆会出现不同程度的恢复^[14]。40 min连续消退训练采用与造模时一致的稳定环境，可充分提取“环境-电击”条件性恐惧记忆，持续激活恐惧记忆消退相关神经环路，促进消退记忆稳定巩固，且无额外环境应激干扰^[15]。而改变灯光环境消退训练范式，由于“灯光切换”打破了原有恐惧记忆环境线索，导致恐惧记忆提取不充分，加之灯光变化可能引起小鼠额外应激，激活HPA轴，升高皮质醇水平，进一步损害前额叶皮层功能，削弱其对杏仁核恐惧反应的抑制作用，进而降低消退训练效果^[16-17]。目前，恐惧消退训练范式主要包括两类，分别是线索依赖的恐惧记忆消退训练和情景依赖的恐惧记忆消退，但具体实验流程不尽相同。线索依赖的恐惧消退模型是当前恐惧记忆消退研究中应用最多的实验范式，其通过条件化声光线索与厌恶性足底电击建立稳定的联合恐惧记忆，并通过重复非奖赏式线索暴露实现恐惧消退学习，但易出现自发恢复^[18]。情境依赖的恐惧消退范式依托环境空间线索构建安全环境记忆，更贴近临床真实创伤场景中环境诱因触发的病理性恐惧，恐惧消退持久，自发恢复程度较低^[19]。本研究中的两种消退范式均为情景依赖的消退训练范式。本研究证实足底电击可有效构建稳定的PTSD恐惧记忆模型，探索并建立了两种恐惧记忆消退训练范式，不仅丰富了恐惧记忆消退的范式实验方法，也为PTSD的临床暴露疗法优化提供了实验支撑。

伏隔核参与奖赏^[18]、情绪^[19]、成瘾^[20]、觉醒^[21]等多种生理过程，其内部不同亚型神经元(如D1、D2神经元)发挥不同的调节作用^{[22, 23]}。既往研究表明伏隔核D1神经元介导正性的奖赏情绪^[24]，而D2神经元介导负性的厌恶情绪^[25-26]，提示伏隔核D1神经元可能通过编码正性的消退记忆促进恐惧记忆的消退。然而，目前伏隔核D1神经元在小鼠中远期恐惧记忆消退中的作用机制尚未明确。本研究通过化学遗传学技术特异性激活伏隔核D1神经元，发现可显著降低小鼠僵直率，提示伏隔核D1神经元激活对恐惧记忆消退具有促进作用。这一结果证实了伏隔核D1神经元在PTSD中远期恐惧记忆消退中的调控作用，其机制可能通过调控伏隔核与杏仁核、前额叶皮层等恐惧记忆核心脑区的神经投射，进而促进消退记忆的形成与巩固^[27]。此前有研究发现，伏隔核GABA神经元介导声音相关条件性恐惧习得^[28]，抑制伏隔核亚区的多巴胺投射，可以抑制近期恐惧记忆的消退^[29]，本研究中我们进一步证实伏隔核D1神经元可能同时是调控中远期恐惧记忆消退的关键靶点，提供了改善PTSD中远期恐惧记忆消退障碍的潜在干预策略。

本研究仍存在一定局限性。不同脑区构成的神经网络是大脑高级功能的基础，尽管初步探索了伏隔核D1神经元在中远期恐惧记忆中的调控作用，但其发挥作用的上下游投射及相关分子受体靶点机制仍有待深入研究。有研究发现伏隔核神经元对奖赏和调控作用具有异质性^[30]。后续研究可进一步结合单细胞测序、病毒示踪等技术，解析伏隔核D1神经元调控恐惧记忆消退的分子机制及跨核团神经环路；同时探索不同干预时机如造模后早期、消退训练后激活伏隔核D1神经元的效果，进一步优化干预策略。

综上，本研究证实连续40 min消退训练是小鼠PTSD恐惧记忆消退的较优范式，激活伏隔核D1神经元可促进恐惧记忆消退。该结果丰富了恐惧记忆消退的神经调控机制研究成果，为PTSD的干预策略开发提供了重要的实验基础。

数据共享声明　本论文相关数据可依据合理理由从作者处获取，Email：[e-mail]。

参考文献

[1] Saguin E， Feingold D， Sipahimalani G，et al. PTSD symptom severity associated with sleep disturbances in military personnel：evidence from a prospective controlled study with ecological recordings［J/OL］.

[2] Keane TM， Marshall AD， Taft CT. Posttraumatic stress disorder：etiology，epidemiology，and treatment outcome［J］. Annu Rev Clin Psychol，2006，2：161-197.

[3] Xiao HX， Xi KW， Wang KF，et al. Restoring the function of thalamocortical circuit through correcting thalamic Kv3.2 channelopathy normalizes fear extinction impairments in a PTSD mouse model［J］. Adv Sci，2024，11（9）：2305939.

[4] LeDoux JE. Coming to terms with fear［J］. Proc Natl Acad Sci U S A，2014，111（8）：2871-2878.

[5] Teng SW， Guo WB， Song BF，et al. Electroacupuncture facilitates remote fear memory erasure via promoting perineuronal net degradation［J］. Transl Psychiatry，2025，15：531.

[6] Lokshina Y， Nickelsen T， Liberzon I. Reward processing and circuit dysregulation in posttraumatic stress disorder［J］. Front Psychiatry，2021，12：559401.

[7] Balleine BW， Delgado MR， Hikosaka O. The role of the dorsal striatum in reward and decision-making： figure 1［J］. J Neurosci，2007，27（31）：8161-8165.

[8] Bradley R， Greene J， Russ E，et al. A multidimensional meta-analysis of psychotherapy for PTSD［J］. Am J Psychiatry，2005，162（2）：214-227.

[9] Simon NM， Connor KM， Lang AJ，et al. Paroxetine CR augmentation for posttraumatic stress disorder refractory to prolonged exposure therapy［J］. J Clin Psychiatry，2008，69（3）：400-405.

[10] de Haart R， Daniels JK， Timmerman ME，et al. Augmenting virtual reality exposure for PTSD with physical activity：study protocol of a randomised controlled trial［J］. Eur J Psychotraumatology，2026，17：2605803.

[11] Zamorina TA， Toropova KA， Ivashkina OI，et al. A one-trial mouse model of highly stable trauma-induced long-term memory［J］. Dokl Biol Sci，2025，524（1）：223-226.

[12] Al Jowf GI， Ahmed ZT， Reijnders RA，et al. To predict，prevent，and manage post-traumatic stress disorder （PTSD）：a review of pathophysiology，treatment，and biomarkers［J］. Int J Mol Sci，2023，24（6）：5238.

[13] Myers KM， Davis M. Mechanisms of fear extinction［J］. Mol Psychiatry，2007，12（2）：120-150.

[14] Vervliet B， Craske MG， Hermans D. Fear extinction and relapse：state of the art［J］. Annu Rev Clin Psychol，2013，9：215-248.

[15] Cho JH， Deisseroth K， Bolshakov VY. Synaptic encoding of fear extinction in mPFC-amygdala circuits［J］. Neuron，2013，80（6）：1491-1507.

[16] Zorkina Y， Berdalin A， Abramova O，et al. Serum Cortisol and interleukin-6 as key biomarkers for a diagnostic algorithm of combat-related PTSD［J］. Brain Sci，2025，15（12）：1319.

[17] Merz CJ， Hamacher-Dang TC， Stark R，et al. Neural underpinnings of Cortisol effects on fear extinction［J］. Neuropsychopharmacology，2018，43（2）：384-392.

[18] Wu YJ， Gu X， Kong Y，et al. Neuropeptide Y co-opts neuronal ensembles for memory lability and stability[J]. Nat Neurosci，2026，29(5)：1145-1156.

[19] Lee JH， Kim WB， Park EH，et al. Neocortical synaptic engrams for remote contextual memories[J]. Nat Neurosci，2023，26(2)：259–273.

[20] Malvaez M， Suarez A， Griffin NK，et al. Dopamine supports reward prediction to shape reward-pursuit strategy［J］. J Neurosci，2026，46（8）：e1636252026.

[21] Zhao TT， Chen AW， Dai DQ，et al. Down-regulation of gastrin-releasing peptide in medial orbitofrontal cortex to nucleus accumbens projections contributes to allodynia and negative affect［J］. Sci Adv，2025，11（50）：eadz1614.

[22] Mount KA， Kuhn HM， Hwang EK，et al. Incubation of oxycodone craving is associated with CP-AMPAR upregulation in D1 and A2a receptor-expressing medium spiny neurons in nucleus accumbens core and shell［J］. Neuropharmacology，2026，287：110816.

[23] Huo J， Li HM， Wang D，et al. Orexin signalling in the nucleus accumbens promotes arousal from isoflurane anaesthesia and restores communication between the nucleus accumbens and frontal cortex［J］. Br J Anaesth，2025，135（4）：941-952.

[24] Vieitas-Gaspar N， Soares-Cunha C， Rodrigues AJ. From valence encoding to motivated behavior：A focus on the nucleus accumbens circuitry［J］. Neurosci Biobehav Rev，2025，172：106125.

[25] Faust TW， Mohebi A， Berke JD. Reward expectation and receipt differentially modulate the spiking of accumbens D1+ and D2+ neurons［J］. Curr Biol，2025，35（6）：1285-1297.

[26] Soares-Cunha C， Coimbra B， Sousa N，et al. Reappraising striatal D1- and D2-neurons in reward and aversion［J］. Neurosci Biobehav Rev，2016，68：370-386.

[27] Yao Y， Gao G， Liu K，et al. Projections from D2 neurons in different subregions of nucleus accumbens shell to ventral pallidum play distinct roles in reward and aversion［J］. Neurosci Bull，2021，37（5）：623-640.

[28] Domingues AV， Carvalho TTA， Martins GJ，et al. Dynamic representation of appetitive and aversive stimuli in nucleus accumbens shell D1- and D2-medium spiny neurons［J］. Nat Commun，2025，16：59.

[29] Liu Y， Ye S， Li XN，et al. Memory trace for fear extinction：fragile yet reinforceable［J］. Neurosci Bull，2024，40（6）：777-794.

[30] Belilos A， Gray C， Sanders C，et al. Nucleus accumbens local circuit for cue-dependent aversive learning［J］. Cell Rep，2024，43（5）：114125.

[31] Luo R， Uematsu A， Weitemier A，et al. A dopaminergic switch for fear to safety transitions［J］. Nat Commun，2018，9：2483.

[32] Liu ZY， Le QM， Lv YB，et al. A distinct D1-MSN subpopulation down-regulates dopamine to promote negative emotional state［J］. Cell Res，2022，32（2）：139-156.