OPA1在香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症和氧化应激中的作用及其机制研究

The Role and Mechanism of OPA1 in Cigarette Smoke-Induced Airway Inflammation and Oxidative Stress in Mice

摘要

目的 探讨视神经萎缩蛋白-1（optic atrophy protein-1， OPA1）对香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症、氧化应激的影响及潜在作用机制。 方法 随机将C57BL/6 小鼠分为对照组、OPA1过表达组、熏烟组、OPA1过表达+熏烟组，每组6只，其中对照组及熏烟组经鼻雾化吸入AAV-GFP病毒4周后，分别暴露于室内空气和香烟烟雾中，OPA1过表达组和OPA1过表达+熏烟组经鼻雾化吸入AAV-OPA1病毒4周后，分别暴露于室内空气和香烟烟雾中。熏烟4周后，收集4组小鼠支气管肺泡灌洗液（bronchoalveolar lavage fluid， BALF），对总细胞、中性粒细胞和巨噬细胞进行计数，使用酶联免疫吸附法（enzyme linked immunosorbent assays， ELISA）检测BALF中炎症因子（TNF-α、IL-6、IL-1β）水平；评估4组小鼠肺组织病理学变化，采用蛋白免疫印迹法检测线粒体动力学相关蛋白（OPA1、MFN2、DRP1和MFF）的表达，检测肺组织超氧化物歧化酶（superoxide dismutase， SOD）活性和丙二醛（malondialdehyde， MDA）含量，并随机选取熏烟组和OPA1过表达+熏烟组两组小鼠肺组织各4份进行mRNA测序，筛选出差异表达基因并进行生物信息学分析。 结果 与对照组相比，熏烟组小鼠气道炎症及黏液分泌显著增加；BALF总细胞、中性粒细胞和巨噬细胞数量及炎症因子（TNF-α、IL-1β和IL-6）水平显著增加；MDA升高，SOD降低；线粒体分裂蛋白（DRP1和MFF）表达上调，线粒体融合蛋白（MFN2和OPA1）表达下调，差异具有统计学意义（P < 0.05）。与熏烟组相比，OPA1过表达 + 熏烟组小鼠气道炎症及黏液分泌显著减轻；BALF总细胞、中性粒细胞和巨噬细胞数量及炎症因子（TNF-α、IL-1β和IL-6）水平显著降低；MDA降低，SOD升高；线粒体分裂蛋白（DRP1 和 MFF）表达下调，OPA1蛋白表达上调，差异具有统计学意义（P < 0.05）；与对照组相比，OPA1过表达组OPA1蛋白表达显著上调（P < 0.05），但上诉炎症改变、黏液分泌、氧化应激及其余线粒体动力学蛋白表达水平无显著差异（P > 0.05）。mRNA测序结果显示，与熏烟组相比， OPA1过表达+熏烟组共鉴定出136个显著上调基因和91个下调基因（P < 0.05），KEGG通路富集分析显示OPA1过表达在香烟烟雾暴露条件下可能通过调控多条信号通路发挥抗炎作用，包括TNF信号通路、AMPK信号通路、cAMP信号通路、PPAR信号通路等。 结论 OPA1可显著改善香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症及氧化应激，其机制可能与改善线粒体功能，调控炎症信号通路有关。

Abstract

Objective The study aimed to investigate the effects and mechanisms of optic atrophy protein-1 （OPA1） on cigarette smoke （CS）-induced airway inflammation and oxidative stress in mice. Methods C57BL/6 mice were randomly divided into four groups： control group， OPA1 overexpression （OPA1 OE） group， CS-exposed group， and OPA1 OE+CS-exposed group. The control group and the CS-exposed group received intranasal AAV-GFP via aerosol inhalation， followed by exposure to air and CS， respectively. The OPA1 OE group and the OPA1 OE+CS-exposed group received intranasal AAV-OPA1 via aerosol inhalation， followed by exposure to air and CS， respectively. After four weeks， bronchoalveolar lavage fluid （BALF） of all mice were collected for total cells， neutrophils， and macrophages counts. Inflammatory cytokines （TNF-α， IL-6 and IL-1β） in BALF were measured using enzyme-linked immunosorbent assays （ELISA）. The lung tissues of all mice were collected for histopathological examination， and the expression of mitochondrial dynamics-related proteins （OPA1， MFN2， DRP1 and MFF） were detected by western blot. The malondialdehyde （MDA） level and superoxide dismutase （SOD） activity in lung tissues of all mice were also measured. Then mRNA sequencing and bioinformatics analysis were performed on the lung tissues of the CS-exposed group and OPA1 OE+CS-exposed group. Results Compared the CS group with the control group， airway inflammatory changes and mucus secretion significantly increased， the number of total cells， neutrophils and macrophages as well as the levels of inflammatory factors （TNF-α， IL-1β， and IL-6） in the BALF significantly increased； MDA increased and SOD decreased； the expression of mitochondrial fission proteins （DRP1 and MFF） upregulated， and the expression of mitochondrial fusion proteins （MFN2 and OPA1） downregulated. The difference was statistically significant （P<0.05）. Compared the OPA1 OE+CS group with the CS group， airway inflammatory changes and mucus secretion significantly decreased， the number of total cells， neutrophils and macrophages as well as the levels of inflammatory factors （TNF-α， IL-1β， and IL-6） in the BALF significantly decreased； MDA decreased and SOD increased； the expression of DRP1 and MFF downregulated， and the expression of OPA1 upregulated. The difference was statistically significant （P < 0.05）. While， there was no statistically significant difference in MFN2 protein expression level （P > 0.05）. Compared the OPA1 group with the control group， the expression of OPA1 significantly upregulated （P < 0.05）. However， appeal inflammatory changes， mucus secretion， oxidative stress and other mitochondrial protein expression levels were not significant （P > 0.05）. mRNA sequencing of lung tissues from the CS-exposed group and OPA1 OE+CS-exposed group revealed 136 upregulated genes and 91 downregulated genes （P < 0.05）. The KEGG pathway enrichment analysis demonstrated that OPA1 exerts anti-inflammatory effects under conditions of CS exposure， involving multiple signaling pathways， including TNF， cAMP， AMPK， and PPAR signaling. Conclusion OPA1 significantly ameliorated CS-induced airway inflammation and oxidative stress in mice， and the underlying mechanism may be associated with improved mitochondrial function.

Graphical abstract

关键词

视神经萎缩蛋白-1 / 香烟 / 线粒体 / 气道炎症 / 氧化应激

Key words

OPA1 / Cigarette / Mitochondria / Airway inflammation / Oxidative stress

慢性阻塞性肺疾病（简称慢阻肺）是一种由于气道和肺泡的慢性病变，导致持续性的气流受限，进而出现以咳嗽、排痰和呼吸困难为主要临床表现的疾病。吸烟是导致慢阻肺最重要的环境致病因素^[1-2]，主要引起炎症细胞活化、氧化应激及线粒体功能障碍等，促进慢阻肺发生发展^[3]。尽管目前的临床治疗手段可以缓解慢阻肺的症状，但仍无法有效逆转疾病进展，因此亟需深入探索其发病机制并寻找新的治疗靶点。

线粒体是维持真核细胞功能的重要细胞器，参与细胞能量生成、信号传导和钙离子稳态维持等生理过程^[4]。研究发现，香烟烟雾诱导的线粒体功能障碍是慢阻肺发病的关键因素^[5]。线粒体动力学主要是指线粒体通过持续地分裂和融合来维持其结构、功能和空间分布动态平衡的生物学过程^[6]。该过程受到多种蛋白调控，其中线粒体内膜视神经萎缩蛋白-1（optic atrophy protein-1, OPA1）和外膜丝裂融合蛋白1/2（mitofusin, MFN1/2）负责介导线粒体融合，线粒体裂变因子（mitochondrial fission factor, MFF）和动力蛋白相关蛋白-1（dynamin-related protein -1, DRP1）则参与调控线粒体分裂^[7]。在慢阻肺中，香烟烟雾可通过改变这些关键蛋白的表达水平，打破线粒体分裂与融合的动态平衡，进而参与到炎症、氧化应激等病理过程中^[8]。

OPA1作为线粒体内膜上的融合蛋白，在维持线粒体稳态中具有不可替代的作用。研究显示，在H9C3心肌细胞中，OPA1过表达可显著抑制低氧诱导的线粒体分裂，并减少活性氧（reactive oxygen species, ROS）的产生^[9]。OPA1缺失则会加重低氧条件下心肌细胞的炎症反应、氧化应激和线粒体功能障碍^[10]。在呼吸系统疾病研究领域，OPA1的异常表达被报道与特发性肺纤维化和急性肺损伤密切相关^[11-12]。本课题组前期研究发现，香烟烟雾暴露可显著降低小鼠肺组织中OPA1的表达水平^[13],具体机制有待进一步深入研究，而OPA1与炎症和氧化应激的关系和其在慢阻肺发病中的潜在作用机制仍有待阐明。由此，本研究提出OPA1可能通过调控线粒体动力学平衡，减轻香烟诱导的肺部炎症的假设。因此，本研究拟使用腺相关病毒（adeno-associated virus, AAV）介导OPA1基因过表达，在香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症模型中，探讨OPA1的作用及其潜在机制。

1 材料和方法

1.1 主要试剂材料和实验动物

AAV-GFP和AAV-OPA1病毒购自山东维真生物有限公司；肺部液体定量雾化器购自北京慧荣和科技有限公司；Anti-OPA1和Anti-DRP1购自成都正能生物技术有限公司，Anti-β-tubulin、Anti-MFF和Anti-MFN2购自武汉三鹰生物技术有限公司；酶联免疫吸附测定法（enzyme-linked immunosorbent assays, ELISA)试剂盒购自赛默飞世尔科技公司；丙二醛（malondialdehyde, MDA)和超氧化物歧化酶（superoxide dismutase, SOD）检测试剂盒购自碧云天生物技术研究所。

SPF级雄性C57BL/6J小鼠（8～12周，20～22 g）购自北京华阜康生物科技有限公司。小鼠（共24只）在恒温（23 ± 2）℃、相对湿度50%～60%的标准笼中饲养，并伴12 h光/暗循环，自由进食水。适应性饲养1周后开始实验，使用实验室自备的经鼻熏烟装置，参照之前熏烟方案^[14-15]，具体如下：小鼠暴露于32支香烟产生的烟雾中75 min，每天2次，每周5 d。4周后，使用三溴乙醇腹腔注射麻醉，收集样品，以备后续实验。动物实验方案经四川大学华西医院动物伦理委员会审核批准（批号：20231026002）。

1.2 实验动物造模与分组

小鼠依随机数字表法分为4组（每组6只），各组实验方案如下：①对照组：经鼻雾化吸入AAV-GFP病毒（25 μL， 5 × 10¹² vg）4周后暴露于室内空气中；②OPA1过表达组：经鼻雾化吸入AAV-OPA1病毒（25 μL， 5 × 10¹² vg）4周后暴露于室内空气中；③熏烟组：经鼻雾化吸入AAV-GFP病毒（25 μL， 5 × 10¹² vg）4周后暴露于香烟烟雾中；④OPA1过表达+熏烟组：经鼻雾化吸入AAV-OPA1病毒（25 μL， 5 × 10¹² vg）4周后暴露于香烟烟雾中。

1.3 支气管肺泡灌洗液收集及分析

使用400 ~ 600 μL三溴乙醇腹腔注射麻醉，抽取右心室血液以处死小鼠。夹闭左肺门，用0.5 mL冰冷的无菌磷酸缓冲盐溶液（phosphate buffered saline, PBS）灌洗右肺，回收率 ≥ 80%，重复3次，将回收的支气管肺泡灌洗液（bronchoalveolar lavage fluid, BALF）在4 ℃离心机中以1 000 × g离心10 min。细胞沉淀用红细胞裂解液处理5 min后，用800 μL冰冷的PBS洗涤，离心，最后用200 μL PBS重悬，用血细胞计数器测定BALF中的总细胞数，使用甩片机离心细胞，Wright-Giemsa染色玻片上的细胞，对中性粒细胞、巨噬细胞进行计数。ELISA检测BALF上清液中IL-1β、IL-6和TNF-α水平，使用Bio-Rad 680酶标仪测定吸光度，具体实验步骤按照试剂盒说明书进行。

1.4 小鼠肺组织病理学评估

未灌洗的左肺经固定、脱水、透明、浸蜡、包埋后，制备成4 mm石蜡切片。对石蜡切片进行苏木精-伊红（hematoxylin and eosin solution， HE）染色，请一位经验丰富的实验人员遵循盲法，客观评估肺部炎症损伤的严重程度，包括细支气管周围浸润、肺泡间隔浸润、血管周围浸润以及合并的支气管相关淋巴组织增生，每种病变按照1 ~ 4级进行评分（1：极小；2：轻度；3：中度；4：显著）^[16]，并计算平均分。

对石蜡切片进行阿利新蓝-过碘酸-雪夫（alcian blue-periodic acid Schiff， AB-PAS)染色以检测黏液分泌水平，利用Image-Pro Plus 6.0 软件计算蓝染区域占气道上皮总面积的百分比。评分范围为0 ~ 5分（0: < 1%；2: 1% ~ 20%；3: 40% ~ 60%；4: 60% ~ 80%；5: 80% ~ 90%），并计算平均分。

1.5 氧化应激水平测定

使用PBS制备小鼠肺组织匀浆，根据试剂盒说明书，检测小鼠肺组织MDA和SOD。

1.6 蛋白免疫印迹法

从小鼠的右肺提取制备蛋白样品。SDS-PAGE电泳分离蛋白，转至PVDF膜，快速封闭液室温封闭30 min，将OPA1（1 ∶ 1 000）、MFN2（1∶1 000）、DRP1（1∶1 000）、MFF（1∶5 000）和β-tubulin（1∶10 000）配制成一抗工作液，4 ℃孵育过夜。二抗孵育1.5 h后使用增强型化学发光试剂曝光成像，使用ImageJ-Pro Plus 6.0软件分析。

1.7 RNA测序和生物信息分析

根据试剂盒说明书，使用TRIzol试剂从熏烟组和OPA1过表达 + 熏烟组提取小鼠肺组织mRNA。由上海欧易生物医学科技有限公司完成RNA质量检查、cDNA文库构建和RNA测序。以 |log2FC| ≥ 1.5 且q < 0.05为标准，使用DESeq软件包筛选差异表达基因（differentially expressed genes, DEGs)后，在欧易云平台（https://cloud.oebiotech.com/task/）上用GO-seq R包进行基因本体（Gene Ontology, GO）富集分析，并通过京都基因和基因组百科全书（Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes，KEGG）数据库进行信号通路富集分析。

1.8 统计学分析

使用Graphpad Prism 10.1.2软件分析数据，符合正态分布的计量资料以均值 ± 标准差（\overline{x}\pm s）表示。多组数据比较采用多因素方差分析，事后多重比较采用Tukey检验。P < 0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 OPA1对香烟烟雾诱导的小鼠肺组织病理学影响

对各组小鼠肺部石蜡切片进行HE和AB-PAS染色以观察OPA1对香烟诱导的小鼠肺损伤的影响。结果所示，熏烟组小鼠肺组织炎症评分及气道黏液分泌显著高于对照组（P < 0.05），OPA1过表达 + 熏烟组炎症评分和气道黏液分泌显著低于熏烟组（P < 0.05），见图1。

2.2 OPA1对香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症的影响

熏烟4周后，熏烟组小鼠BALF中的总细胞、中性粒细胞、巨噬细胞数量，IL-1β、IL-6和TNF-α的水平均显著高于对照组（P < 0.05）；与熏烟组比较，OPA1过表达 + 熏烟组上诉炎症细胞数量和炎症因子水平显著降低（P < 0.05）。见图2。

2.3 OPA1对香烟烟雾诱导的小鼠肺部氧化应激的影响

熏烟4周后，熏烟组小鼠肺MDA水平显著高于对照组（P < 0.01），SOD活性显著低于对照组（P < 0.01）；OPA1过表达 + 熏烟组小鼠较熏烟组小鼠肺MDA水平显著升高（P < 0.01），SOD活性显著降低（P < 0.05），见图3。

2.4 OPA1对香烟烟雾诱导的小鼠肺部线粒体动力学相关蛋白表达水平的影响

分别暴露在空气和香烟烟雾中的小鼠，AAV-OPA1处理后的OPA1表达均增加（P < 0.001和 P < 0.0001），熏烟组小鼠较对照组OPA1蛋白表达降低（P < 0.05），见图4A、4B。相较于对照组，熏烟组小鼠肺组织线粒体分裂蛋白MFF和DRP1表达显著增加（P < 0.01和 P < 0.0001），线粒体融合蛋白MFN2的表达则显著降低（P < 0. 0001）；相较于熏烟组，OPA1过表达 + 熏烟组DRP1和MFF蛋白表达的显著降低（P < 0. 05和P < 0. 001），而MFN2蛋白表达差异无统计学意义（P > 0. 05）。见图4A、4C-4E。

2.5 OPA1对香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症中基因表达和基因富集的影响

mRNA测序结果显示，与熏烟组小鼠相比，OPA1过表达 + 熏烟组共鉴定出136个显著上调基因和91个显著下调基因，这些DEGs在两组不同样本之间有明显的聚类，见图5A、5B。

GO功能富集分析发现，DEGs主要富集的生物过程包括细胞分化、正向调节Th2细胞因子产生、正向调控凋亡信号通路等；富集的分子功能包括RNA聚合酶Ⅱ转录调控区序列特异性DNA结合、磷脂酸结合、生长因子活性等；富集的细胞组分包括细胞外区域、受体复合物等，见图5C。

KEGG通路富集分析发现，DEGs主要富集的通路包括TNF信号通路、AMPK信号通路、cAMP信号通路、PPAR信号通路等，见图5D。

3 讨论

作为细胞内能量代谢的重要细胞器，线粒体参与能量生成，也在细胞内信号传导、钙调节、细胞增殖、细胞衰老死亡等功能调节中发挥重要作用，故而线粒体在慢阻肺的发生发展中发挥重要作用^[4]。线粒体内部多种成分及代谢产物可作为损伤相关分子模式进入胞质或胞外环境，进而激活炎症通路^[17]，而炎症通路的激活是慢阻肺发病机制的重要环节。线粒体功能障碍被认为是慢阻肺发生发展的促进因素，近年来研究重点是探索线粒体在慢阻肺病理过程中的作用机制及其潜在治疗策略^[18]。本研究通过将AAV-OPA1气道雾化方式进入小鼠肺部,再熏烟暴露4周以构建小鼠气道炎症模型。通过体内实验发现了OPA1对香烟烟雾暴露导致的小鼠气道炎症和氧化应激的保护作用及潜在机制，为香烟相关的气道疾病如慢阻肺的干预提供了进一步的靶点。

细胞的生物能量状态与线粒体动力学的调节密切相关。研究报道，线粒体动力学失衡会导致线粒体DNA异常定位，进而引发炎症级联反应。此外，炎症因子如IL-6、IL-1β和TNF-α的释放可显著影响线粒体动力学相关蛋白的表达^[19-20]。慢阻肺中，香烟烟雾暴露增加ROS产生，可降低线粒体融合蛋白（包括MFN2和OPA1）的表达，从而改变线粒体的结构和功能^{[3, 21]}。OPA1是一种位于线粒体内膜的动力蛋白相关的GTP酶，通过介导线粒体内膜融合，促进线粒体网络结构的完整性，并参与线粒体DNA的稳定性和呼吸链复合体的组装，对维持线粒体形态、功能和能量代谢至关重要^[22]。此外，OPA1在调控细胞凋亡中也发挥重要作用^[23]。在神经退行性疾病中，OPA1能逆转1-苄基-4-甲氨基哌啶（MPP⁺）诱导的神经细胞线粒体嵴的显著破坏，OPA1也可能是线粒体氧化应激的靶点^[24]。在心血管系统疾病中，OPA1介导的线粒体自噬通过抑制线粒体分裂以及激活MAPK/ERK通路在心肌细胞中发挥抗氧化应激的保护作用^[25]。OPA1也可以抑制缺氧诱导的肺动脉高压大鼠的心肌肥大，恢复线粒体融合和分裂平衡，减少ROS的过度产生^[9]。在代谢性疾病中，OPA1缺乏降低了白色脂肪细胞的线粒体呼吸能力，并促进脂肪组织的衰老和炎症^[26]。而在呼吸系统疾病中，LIU等^[11]研究显示，在PM2.5诱导的急性肺损伤细胞模型中，OPA1能减轻A549细胞中氧化应激、炎症反应、线粒体功能障碍等。

本课题组在前期研究中发现，香烟烟雾暴露4周后能显著降低小鼠肺OPA1蛋白的表达水平^[13]。为进一步探索OPA1在香烟烟雾诱导的慢性气道炎症性疾病的作用，本研究通过气道雾化方式，利用AAV6载体构建了OPA1过表达小鼠，并暴露在空气或香烟烟雾中。结果显示，相较于熏烟组，OPA1基因过表达+熏烟组小鼠的肺组织病理学改变及BALF中炎症细胞、炎症因子（TNF-α、IL-6、IL-1β）均降低，MDA降低，SOD增加，线粒体分裂蛋白（MFF和DRP1）表达降低，表明过表达OPA1在香烟烟雾暴露情况下对小鼠肺组织有良好的抗炎、抗氧化应激、调节线粒体动力学平衡的作用，这与之前的LI等^[27]的研究结果一致。而相较于对照组，单纯OPA1过表达后小鼠BALF中炎症细胞和炎症因子水平无统计学差异，可能是由于在正常生理条件下，线粒体的高度动态融合及分裂作用影响了OPA1过表达的作用。但是OPA1过表达水平的不同可能会对线粒体动力学稳态产生一定的影响。因此，OPA1在正常生理情况下的作用需要深入探索。

转录组测序及生信分析发现，OPA1在香烟烟雾暴露的条件下，涉及的通路主要包括TNF信号通路、AMPK信号通路、cAMP信号通路、PPAR信号通路等。大量研究证明，TNF-α/NF-κB信号通路在慢阻肺的发生发展中发挥着重要的作用^[28]。虽然目前缺乏AMPK/OPA1通路在慢阻肺中的研究，但是在肾脏和心肌缺血再灌注损伤模型中有相关报道，显示AMPK/OPA1通路的激活可以改善线粒体融合，从而减轻组织损伤^[29-30]。而在糖尿病家兔心房中，PPAR-γ/PGC-1α信号通路与线粒体动力学功能障碍有关^[31]。目前本研究存在一定的局限性，本研究观察到单纯的OPA1过表达组的炎症因子有升高的趋势，针对OPA1靶点的临床可转化性还需要进一步探索，另外本研究未在体内和体外对富集的信号通路进行验证，未来还需要更多的研究进行机制探索。

4 结论

OPA1可能通过改善线粒体功能对香烟烟雾诱导的小鼠气道炎症与氧化应激起到保护作用，靶向调控基因有可能是治疗香烟烟雾诱导的气道炎症性疾病（如慢阻肺）的新途径。

参考文献

[1] 文富强, 陈俊, 申永春. 肺上皮细胞昼夜节律紊乱在慢性阻塞性肺疾病中的作用[J]. 西南医科大学学报, 2024, 47(5): 369-372.

[2] GBD Chronic Respiratory Disease Collaborators. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017[J]. Lancet Respir Med, 2020, 8(6): 585-596.

[3] CHUNG KF, MARWICK JA. Molecular mechanisms of oxidative stress in airways and lungs with reference to asthma and chronic obstructive pulmonary disease[J]. Ann N Y Acad Sci, 2010, 1203: 85-91.

[4] DELA CRUZ CS, KANG MJ. Mitochondrial dysfunction and damage associated molecular patterns (DAMPs) in chronic inflammatory diseases[J]. Mitochondrion, 2018, 41: 37-44.

[5] 申永春, 文富强. 线粒体损伤相关分子模式作为慢性阻塞性肺疾病生物标志物的研究进展[J]. 山东大学学报(医学版), 2024, 62(5): 16-20.

[6] CHEN W, ZHAO HK, LI YS. Mitochondrial dynamics in health and disease: mechanisms and potential targets[J]. Signal Transduct Target Ther, 2023, 8(1): 333.

[7] MANEECHOTE C, KHUANJING T, ONGNOK B, et al. Promoting mitochondrial fusion in doxorubicin-induced cardiotoxicity: a novel therapeutic target for cardioprotection[J]. Clin Sci (Lond), 2022, 136(11): 841-860.

[8] 文富强, 申永春. 基于线粒体动力学的慢性阻塞性肺疾病发病机制与保护策略[J]. 西南医科大学学报, 2022, 45(5): 369-372.

[9] LUO FM, FU MY, WANG T, et al. Down-regulation of the mitochondrial fusion protein Opa1/Mfn2 promotes cardiomyocyte hypertrophy in Su5416/hypoxia-induced pulmonary hypertension rats[J]. Arch Biochem Biophys, 2023, 747: 109743.

[10] XIN T, LU CZ. Irisin activates Opa1-induced mitophagy to protect cardiomyocytes against apoptosis following myocardial infarction[J]. Aging (Albany NY), 2020, 12(5): 4474-4488.

[11] LIU Q, WENG JL, LI CF, et al. Attenuation of PM_2.5-induced alveolar epithelial cells and lung injury through regulation of mitochondrial fission and fusion[J]. Part Fibre Toxicol, 2023, 20(1): 28.

[12] BUENO M, LAI YC, ROMERO Y, et al. PINK1 deficiency impairs mitochondrial homeostasis and promotes lung fibrosis[J]. J Clin Invest, 2015, 125(2): 521-538.

[13] ZENG TT, LIU L, XU D, et al. The mitochondrial fusion promoter M1 mitigates cigarette smoke-induced airway inflammation and oxidative stress via the PI3K-AKT signaling pathway[J]. Lung, 2024, 203(1): 12.

[14] CHEN J, DAI LQ, WANG T, et al. The elevated CXCL5 levels in circulation are associated with lung function decline in COPD patients and cigarette smoking-induced mouse model of COPD[J]. Ann Med, 2019, 51(5-6): 314-329.

[15] YANG DQ, XU D, WANG T, et al. Mitoquinone ameliorates cigarette smoke-induced airway inflammation and mucus hypersecretion in mice[J]. Int Immunopharmacol, 2021, 90: 107149.

[16] WANG T, LIU Y, CHEN L, et al. Effect of Sildenafil on acrolein-induced airway inflammation and mucus production in rats[J]. Eur Respir J, 2009, 33(5): 1122-1132.

[17] MARCHI S, GUILBAUD E, TAIT SWG, et al. Mitochondrial control of inflammation[J]. Nat Rev Immunol, 2023, 23(3): 159-173.

[18] LIU YB, HONG JR, JIANG N, et al. The role of mitochondrial quality control in chronic obstructive pulmonary disease[J]. Lab Invest, 2024, 104(2): 100307.

[19] IRAZOKI A, GORDALIZA-ALAGUERO I, FRANK E, et al. Disruption of mitochondrial dynamics triggers muscle inflammation through interorganellar contacts and mitochondrial DNA mislocation[J]. Nat Commun, 2023, 14(1): 108.

[20] JARIYAMANA N, CHUVEERA P, DEWI A, et al. Effects of N-acetyl cysteine on mitochondrial ROS, mitochondrial dynamics, and inflammation on lipopolysaccharide-treated human apical papilla cells[J]. Clin Oral Investig, 2021, 25(6): 3919-3928.

[21] PRAKASH YS, PABELICK CM, SIECK GC. Mitochondrial dysfunction in airway disease[J]. Chest, 2017, 152(3): 618-626.

[22] CIPOLAT S, MARTINS DE BRITO O, ZILIO B DAL, et al. OPA1 requires mitofusin 1 to promote mitochondrial fusion[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2004, 101(45): 15927-15932.

[23] FREZZA C, CIPOLAT S, MARTINS DE BRITO O, et al. OPA1 controls apoptotic cristae remodeling independently from mitochondrial fusion[J]. Cell, 2006, 126(1): 177-189.

[24] RAMONET D, PERIER C, RECASENS A, et al. Optic atrophy 1 mediates mitochondria remodeling and dopaminergic neurodegeneration linked to complex I deficiency[J]. Cell Death Differ, 2013, 20(1): 77-85.

[25] WANG Y, HAN ZH, XU ZJ, et al. Protective effect of optic atrophy 1 on cardiomyocyte oxidative stress: roles of mitophagy, mitochondrial fission, and MAPK/ERK signaling[J]. Oxid Med Cell Longev, 2021, 2021: 3726885.

[26] PEREIRA RO, OLVERA AC, MARTI A, et al. OPA1 regulates lipid metabolism and cold-induced browning of white adipose tissue in mice[J]. Diabetes, 2022, 71(12): 2572-2583.

[27] LI CF, LIU Q, CHANG Q, et al. Role of mitochondrial fusion proteins MFN2 and OPA1 on lung cellular senescence in chronic obstructive pulmonary disease[J]. Respir Res, 2023, 24(1): 319.

[28] RAHMAN I, GILMOUR PS, JIMENEZ LA, et al. Oxidative stress and TNF-alpha induce histone acetylation and NF-kappaB/AP-1 activation in alveolar epithelial cells: potential mechanism in gene transcription in lung inflammation[J]. Mol Cell Biochem, 2002, 234-235(1-2): 239-248.

[29] ZHANG Y, WANG Y, XU JN, et al. Melatonin attenuates myocardial ischemia-reperfusion injury via improving mitochondrial fusion/mitophagy and activating the AMPK-OPA1 signaling pathways[J]. J Pineal Res, 2019, 66(2): e12542.

[30] YANG WB, LI XL, HE LJ, et al. Empagliflozin improves renal ischemia-reperfusion injury by reducing inflammation and enhancing mitochondrial fusion through AMPK-OPA1 pathway promotion[J]. Cell Mol Biol Lett, 2023, 28(1): 42.

[31] ZHANG ZW, ZHANG XW, MENG L, et al. Pioglitazone inhibits diabetes-induced atrial mitochondrial oxidative stress and improves mitochondrial biogenesis, dynamics, and function through the PPAR-γ/PGC-1α signaling pathway[J]. Front Pharmacol, 2021, 12: 658362.

基金资助

国家自然科学基金(82170046)

国家自然科学基金(82300050)

华西医院1·3·5工程项目(RHM24207)

四川省科技厅项目（2024NSFSC1522,2025ZNSFSC1543