猫麻疹病毒感染研究进展

Research progress on feline morbillivirus infection

摘要

猫麻疹病毒（Feline morbillivirus， FeMV）是一种具有包膜的单股负链RNA病毒，归属于副黏病毒科麻疹病毒属。目前，FeMV已在全球范围内分布，并分为GT1和GT2两种基因型。该病毒以泌尿系统为主要靶组织，可引起持续性感染，并通过尿液排毒传播；其宿主细胞受体可能与淋巴细胞活化信号分子及nectin-4有关。FeMV与肾小管间质性肾炎、猫慢性肾病之间的潜在关联已引发关注。然而，FeMV是否为猫慢性肾病的直接致病因素尚未定论，虽然部分研究支持其与肾小管损伤相关，但具体致病机制仍有待阐明。为此，围绕FeMV的分子特征、流行病学、致病机制和检测方法等方面的研究进展进行综述，以期为该病毒的诊断与防控提供理论参考。

Abstract

Feline morbillivirus （FeMV） is identified as an enveloped negative-sense single-stranded RNA virus and is classified into the genus Morbillivirus within the family Paramyxoviridae. FeMV was found to be distributed globally and was categorized into two genotypes， designated GT1 and GT2. The urinary system was identified as the primary target tissue of the virus； persistent infection could be induced by FeMV， and viral transmission was achieved through virion shedding in urine. Its host cell receptors were suggested to be associated with signaling lymphocyte activation molecule and nectin-4. The potential linkage between FeMV and feline tubulointerstitial nephritis as well as feline chronic kidney disease was noticed and has aroused widespread concern. Nevertheless， whether FeMV acts as a direct causative agent of feline chronic kidney disease has not been fully determined. Although a correlation between FeMV and renal tubular injury was supported by several studies， the detailed pathogenic mechanism of the virus has not yet been elucidated. In this context， research progress on the molecular characteristics， epidemiology， pathogenic mechanism and detection methods of FeMV was reviewed， with the aim of providing theoretical references for the diagnosis， prevention and control of this viral pathogen.

Graphical abstract

关键词

猫麻疹病毒 / 基因型 / 流行病学 / 检测 / 肾炎

Key words

feline morbillivirus / genotype / epidemiology / detection / nephritis

0 引言

猫麻疹病毒（Feline morbillivirus， FeMV）隶属于单股负链病毒目、副黏病毒科和副黏病毒亚科麻疹病毒属^［1］。作为麻疹病毒属的重要病原体，该属病毒具有高度传染性，可引发呼吸道、神经系统及消化道等多系统疾病，临床表现为高发病率和高死亡率^［2-3］。麻疹病毒属包括人类麻疹病毒（Measles virus， MeV）^［3］、反刍动物病原体牛瘟病毒（Rinderpest virus， RPV）^［4］、小反刍兽疫病毒（Peste-des-petits-ruminants virus， PPRV）^［5］、犬瘟热病毒（Canine distemper virus， CDV）^［6］、海洋哺乳动物病原体鲸豚麻疹病毒（Cetacean morbillivirus， CeMV）^［7］和海豹麻疹病毒（Phocine morbillivirus， PDV）^［8］。

近年来，麻疹病毒属因新发现的FeMV而受到广泛关注。FeMV最初从流浪猫群体中分离获得^［9］。首个病例研究揭示FeMV感染与慢性肾小管间质性肾炎（Tubulointerstitial nephritis， TIN）存在潜在关联^［9］，而TIN正是猫慢性肾病（Chronic kidney disease， CKD）最常见的组织病理学表现^［10］。临床流行病学数据显示，CKD在10岁以上老年猫群体中的发病率约为30%，是该年龄段最主要的临床并发症^［11-12］。自FeMV首次发现以来，其已在日本^［13-16］、美国^［17］、土耳其^［18］、巴西^［19］、泰国^［20］、意大利^［21-26］、英国^［27］、德国^［28-29］、马来西亚^［30］、智利^［31-32］以及中国^［33-34］等多个国家和地区被报道。虽然部分研究发现FeMV感染与猫肾脏疾病存在相关性^{［9，13，15-16，21，29，35］}，但尚未证实FeMV在猫CKD发病机制中的直接致病作用^{［17-20，24-27，33］}。

研究通过对FeMV分子特征、病毒学与流行病学特征的梳理，结合检测技术与病理学证据，系统总结了当前FeMV的研究进展，同时重点概述了FeMV的致病机制及其与猫肾脏疾病的潜在关联，旨在为FeMV的诊断和防控研究提供参考。

1 FeMV的遗传特征

FeMV 的病毒结构与麻疹病毒属其他成员相似，同属有包膜的单股负链RNA病毒。FeMV基因组包含6个非重叠基因，按N-P/V/C-M-F-H-L的顺序排列，共编码6种结构蛋白和2种非结构蛋白^{［22，36］}。结构蛋白包括基质蛋白（M）、两个RNA聚合酶相关蛋白（磷蛋白P和大蛋白L）、核衣壳蛋白（N）及两个糖蛋白（血凝素H和融合蛋白F）。V蛋白（V）和C蛋白（C）为非结构蛋白（图1）。上述3种结构蛋白（核衣壳蛋白N、磷蛋白P和大蛋白L）定位于核衣壳内，基质蛋白（M）位于核衣壳与包膜之间。糖蛋白H和F通过与宿主细胞膜相互作用，决定病毒的宿主范围、组织嗜性和致病机制^［37］。病毒基因组被包裹在由N、P和L蛋白组成的核衣壳中，这些蛋白与病毒RNA共同形成负责转录和复制的核糖核蛋白复合体^［38］。其中，由P基因开放阅读框表达的两个辅助蛋白（C和V）可干扰宿主天然免疫应答并增强病毒感染性^［9］。病毒颗粒外部包裹着来源于宿主细胞膜的脂质双层包膜，该结构在病毒出芽过程中获得。基质蛋白M作为连接包膜与核衣壳的桥梁，参与病毒颗粒的组装和出芽过程^［39-40］。

FeMV的基因组全长16 050个碱基，是目前已知麻疹病毒属中基因组最大的成员^［9］。副黏病毒科成员的基因组中，各基因间均由非翻译区隔开，这些区域包含上游病毒基因的终止信号和下游基因的起始信号。基因组3'端和5'端均存在保守序列，分别作为RNA依赖性RNA聚合酶的启动子。基因组3'端的先导序列（55个核苷酸）作为基因组启动子，负责病毒mRNA或全长反义基因组（正链RNA）的合成；而5'端则含有一个包含反义基因组启动子的较长尾随序列，负责从反义基因组产生全长基因组RNA（负链）^［41］。FeMV的尾随序列（400个核苷酸）显著长于麻疹病毒属其他成员的尾随序列（通常仅40~41个核苷酸）^［9，22］。目前仅在禽副黏病毒（Avian paramyxovirus， APMV）中发现类似的长尾随序列，如APMV-3（707 nt）^［42］和APMV-5（552 nt）^［43］。与其他副黏病毒类似，FeMV基因组遵循“六碱基规则”，即每个核衣壳蛋白（N）单体包裹6个RNA核苷酸^［41］。遗传进化树分析显示，FeMV与MeV、CDV等同属麻疹病毒属，但在属内形成相对独立的进化分支（图2）。FeMV分支内部呈现清晰分群，可大致分为两个主要簇（GT1/GT2），显示出一定的遗传多样性与进化分化特征，可为后续分子流行病学分析及检测策略制定提供理论参考。

2 FeMV的病毒学特征

FeMV感染宿主具有显著的种属特异性。将FeMV SS1毒株接种至人、猫、犬、猴、鼠、马和牛等13个物种来源的32种不同细胞系中，仅猫源细胞（包括肾细胞CRFK、上皮细胞、成纤维细胞、淋巴样细胞和神经胶质细胞）以及非洲绿猴肾细胞Vero对病毒感染表现出易感性^［42］。KOIDE等^［43］采用CRFK细胞从临床猫尿液中分离出FeMV毒株，该过程通常需要2~3周。分离毒株可在CRFK细胞中诱导典型的麻疹病毒致细胞病变效应，表现为细胞变圆、脱落、溶解及合胞体形成等特征性改变。透射电镜观察发现，感染细胞培养上清中的病毒粒子呈现典型的副黏病毒形态特征^［9］，具有多形性包膜结构，直径范围为100~380 nm，其囊膜内可见高度螺旋化的核糖核蛋白复合体。因此，多种猫源细胞系的易感性表明FeMV受体在猫体内广泛分布。人类细胞系对病毒不易感的特性，表明其跨物种传播风险相对较低^［42］。虽然FeMV不属于人畜共患病毒，但考虑到副黏病毒科的跨宿主潜能，仍建议在同一健康框架下开展人群血清学监测研究。虽然流行病学调查显示，同居饲养的猫群中FeMV阳性率不高^［18］，但考虑到副黏病毒科固有的高突变率及潜在的基因重组能力^{［15，42，44］}，仍需密切关注该病毒通过密切接触获得跨宿主适应性的可能性。

研究表明，FeMV在麻疹病毒属中构成独立进化支，与已知成员均存在显著遗传差异^［45］。FeMV存在两种主要基因型（GT1/GT2），其全基因组核苷酸序列相似性仅为78.2%^［46］。基因1型（GT1）于2012年在中国香港首次发现，现已在全球范围内的猫群中检出^［9］。在亚洲地区，日本、泰国、马来西亚和中国大陆也相继报道了GT1型毒株^{［13，20，30，33］}。欧洲的德国、意大利和土耳其^{［18，21，26，29，47］}及美洲的美国、巴西，均有该型病毒检出^{［17，19，48］}。对29株FeMV全基因组序列进行系统发育分析显示，GT1型可进一步分为两个进化支^［37］。第一进化支包含3个亚群，涵盖来自中国、日本、泰国、德国、意大利、巴西及美国的分离株；第二进化支仅包含意大利来源的毒株^［37］。基因2型（GT2）于2018年在德国首次被鉴定出^［46］。目前尚不清楚FeMV基因多样性对感染临床表现的影响程度。

目前对FeMV的特异性入侵机制仍知之甚少。宿主细胞表面受体如SLAM（CD150）及 Nectin‑4 可能是其潜在的候选受体，因为其他麻疹病毒属成员（如CDV、MeV、RPV和PPRV）均以这些受体作为其宿主的主要入侵靶点^{［44，49-50］}。例如，人MeV通过结合树突细胞上的人源SLAM受体实现免疫抑制^［51-52］；CDV虽能与猴、犬及猫的SLAM受体相互作用，但与人源SLAM的结合效率较低^［53-55］。由于受体是决定病毒组织嗜性和宿主范围的关键因素，因此明确FeMV的功能性受体具有重要的研究意义^［44］。

3 FeMV的流行病学

2009年3月—2011年2月，研究人员从中国香港及内地多个地区采集的457份猫样本中检出56例FeMV阳性，阳性率为12.3%。阳性样本包括53份尿液样本、4份直肠拭子样本和1份血液样本，其中2只猫的尿液样本与直肠拭子样本同时呈阳性^［9］。此后，全球范围内陆续在日本、美国、土耳其、巴西、泰国、意大利、英国、德国、智利和马来西亚等不同国家检测到FeMV（图3）^［13-33］。采用针对FeMVL基因设计的引物，通过RT‑PCR技术从家猫尿液样本中检测FeMV^{［9，13，56］}。FeMV在多地区猫群中均可检出，但不同研究间的检出水平差异较大，各国和地区猫尿液样本中FeMV RNA的分子检出率为0%~63.0%（表1）。

公猫的FeMV感染率高于母猫，这与公猫的行为特征相符，例如领地争斗、攻击性及标记行为等，这些行为增加了病毒接触机会^［30］。此外，FeMV常与其他猫科病毒共感染，如猫传染性腹膜炎病毒、猫免疫缺陷病毒和猫白血病病毒^{［18，24］}，也可能偶发于其他疾病（如腺癌）的病例中^［24］。

4 FeMV的致病机制

尽管目前没有直接证据描述FeMV的致病机制，但麻疹病毒属可作为研究FeMV致病性及传播机制的模型。FeMV可能与其他麻疹病毒类似，通过体液接触、污染食物及空气传播等途径进行传播。根据体外研究的组织病理学检查发现^［9］，FeMV可诱发肾小管上皮细胞损伤，导致肾脏炎症反应，并与CKD相关的肾脏病变存在关联。FeMV能在泌尿系统中形成持续性感染，并持续释放具有感染性的新病毒颗粒长达14 d，从而传播至健康猫（图4）^［17］。

相较于其他麻疹病毒，FeMV的病毒嗜性主要集中于肾脏组织（如肾小管和泌尿道上皮）及免疫细胞，上述组织与细胞是其病毒复制与传播的关键靶点。与副黏病毒科其他成员类似，FeMV可能通过病毒附着蛋白——血凝素（H蛋白）或糖蛋白与受体（如树突状细胞、巨噬细胞、B细胞及T细胞表面表达的SLAM（CD150）受体）结合^［52］；而融合蛋白（F蛋白）则直接介导病毒与宿主细胞膜的融合过程^［57］。FeMV病毒的复制过程发生在宿主细胞质中^［58］。

作为携带负链RNA基因组的病毒，FeMV利用RNA依赖性RNA聚合酶合成正链RNA。在启动转录过程前，RNA依赖性RNA聚合酶会与病毒基因组3'末端结合。病毒L蛋白在mRNA合成过程中对产物的加帽和聚腺苷酸化起到关键作用。FeMV的潜在致病性可能与其入侵过程及组织嗜性特征有关，H与F糖蛋白与宿主细胞膜互作，决定宿主范围、组织嗜性与致病过程^{［37，41］}。FeMV‑GT1毒株可利用SLAMF1（CD150）入侵免疫细胞^［59-60］，上皮细胞受体可能为nectin‑4^［59］。FeMV诱导细胞融合呈cathepsin依赖性，且猫淋巴细胞cathepsin可用性较低或与淋巴细胞耗竭较轻有关^［59］。实验感染中可见发热、短暂淋巴细胞减少及病毒血症/淋巴趋性，随后出现尿液排毒与肾髓质肾小管上皮IHC阳性，并有AKI的泌尿学/病理学特征^［59-60］。

TIN是猫CKD的常见病理基础^［26］，肾小管损伤累及基底膜后，炎症扩散至间质形成TIN^［61］，脂质漏入间质可增强炎症^［62］；FeMV‑GT2实验感染数周后可见慢性TIN^{［60，62］}，而AKI转化为CKD常由缺氧触发^［61］。部分临床研究提示尿液RT‑PCR阳性猫可出现肾小管性蛋白尿，并在尸检中诊断为TIN^［35］，不同的病理现象可能与间歇性尿排毒、病程时窗错位及混杂因素有关^{［35，59-60］}。

已有研究探讨FeMV感染与TIN的潜在关联。TIN作为CKD最常见的组织病理学表现，其特征性改变为肾小管及间质的原发性损伤。研究显示，在12只FeMV阳性猫中，7例（58.3%）出现TIN，而15只阴性猫中仅2例（13.3%）发病^［9］。阳性猫肾脏组织呈现间质炎性细胞浸润伴肾小管变性或坏死，且变性肾小管上皮细胞中Cauxin表达显著下调。免疫组化检测证实FeMV抗原定位于肾小管上皮细胞及淋巴结巨噬细胞内^［9］。后续研究虽未发现TIN与FeMV感染存在统计学意义上的显著关联^［15］，但揭示了FeMV感染与肾脏炎性病变的显著相关性。PARK等^［15］在FeMV阳性肾脏组织中观察到中重度慢性间质性肾炎、轻度炎性细胞浸润，以及间质纤维化、肾小球硬化、肾小管微囊性变等病理改变，且FeMV免疫反应仅局限于肾皮质、髓质及肾盂的上皮细胞，未见于炎性细胞。另一项针对38份肾脏样本的研究通过免疫组化和免疫荧光检测发现^［16］，FeMV抗原阳性组织的肾小管相关损伤评分显著升高，其特征性病理改变包括小管萎缩、间质纤维化、炎性细胞浸润及肾小球硬化。尽管在肾小球组织中发现猫IgG沉积，但其分布模式与FeMV抗原无显著相关性^［16］。

然而，这些研究尚未证实FeMV感染与肾脏疾病存在统计学显著关联^{［13，18-20，24-27，33］}。鉴于CKD发病机制的复杂性，在猫科动物中很难将CKD归因于单一病因。多数猫CKD的潜在病因尚未完全阐明，可能涉及毒素损伤、缺氧、慢性肾小球肾炎、慢性肾盂肾炎和上尿路梗阻等多种因素，以及猫免疫缺陷病毒、猫传染性腹膜炎病毒和猫白血病病毒等病毒感染^［63-66］。在某些慢性TIN病例中，即使尿液FeMV核酸检测呈阴性或组织中已检测不到病毒抗原，疾病仍可能持续进展，这种现象在其他病毒性感染疾病中已有报道^［67］。鉴于现有研究难以明确FeMV在肾脏疾病中的致病机制，未来需通过建立标准化的实验感染模型，系统研究FeMV在急性期和慢性感染阶段的病毒复制动力学、组织嗜性特征及其诱导的特异性免疫应答，从而为阐明FeMV与猫肾脏疾病的因果关系提供直接证据。

FeMV‑GT2的体外细胞趋向性研究表明，该病毒可感染猫肾脏、膀胱、肺、外周血单个核细胞及脑组织的原代细胞^［28］。其中，肾上皮细胞是其主要的感染靶标，而膀胱上皮细胞的易感性相对较低。此外，FeMV‑GT2还能感染肺上皮细胞、大脑皮层及小脑来源的细胞，并能在单核细胞、B淋巴细胞和CD4^＋T淋巴细胞中复制，但对CD8^＋T淋巴细胞的感染能力较弱^［24］。除小脑细胞培养物中出现小型合胞体外，其余受试细胞均未观察到明显的细胞病变效应^［28］。这一特性与FeMV基因1型不同，后者可在猫肾细胞系和猫胚胎成纤维细胞中诱导合胞体形成^{［14，25，47］}。

除肾脏外，FeMV亦可能与肝胆、神经系统表现存在一定关联，淋巴细胞性胆管肝炎较常见且触发异常炎症原因未明^［68］，部分病例肝脏FeMV阳性可与肾脏阳性并存，与实验感染观察一致^{［18，60］}。目前实验与自然感染均未报道明显神经症状^［59-60］，且FeMV在CNS的复制相对有限^{［25，60］}，神经毒力被认为低于CDV、PDV和CeMV^［69］。但肝脏的促炎及组织损伤因素仍未知^［70-71］；且TIN与淋巴细胞性胆管肝炎本身为猫常见病理类型，FeMV仅为可能病因之一^{［63，72］}。未来需进一步验证潜在受体与宿主依赖性因素对毒力的影响^［59］，并探讨影响呼吸道致病性^［73］、神经毒力及非适应性免疫应答的机制^［69］。FeMV的主要传播途径为呼吸道，尿液虽可能是重要来源，但缺乏尿液排毒病毒具有感染性的直接证据^{［25，28，70］}。

5 FeMV的检测方法

病毒分离技术仍是麻疹病毒属实验室诊断的金标准，多项研究表明，该方法在FeMV的分离培养中存在技术难度大、周期长的局限性^{［9，14，27-28］}。目前，基于分子生物学技术的核酸检测结合基因测序已成为FeMV感染快速诊断和新发变异株鉴定的重要手段^{［14，25］}。此外，血清学检测在FeMV流行病学调查中具有独特优势，已成功应用于意大利、英国、日本、中国和智利等多个国家猫群感染状况及免疫水平的评估^{［9，14-15，25，27，32，74］}。目前尚未建立标准化的商业检测体系，故暂不建议将其纳入临床常规检测项目。

5.1 病毒分离技术

采用家猫尿液样本接种CRFK细胞单层培养，可实现FeMV的有效分离^［9，14］。除CRFK细胞外，非洲绿猴肾细胞以及多种猫源细胞系（包括上皮细胞、成纤维细胞、淋巴细胞和神经胶质细胞）也适用于FeMV的分离培养^［42］。病毒分离过程通常持续数周，其特征性细胞病变效应表现为细胞圆缩、溶解及合胞体形成^［9］。若使用以Eagle最低必需培养基制备的新鲜尿液样本接种猫胚胎细胞，则FeMV的分离时间可从数周缩短至数天^［47］。然而，同一研究团队后续采用相同实验方案却未能复现该结果，仅在FEA细胞经过两次10 d盲传后才观察到细胞病变^［25］。导致这种分离效率差异的可能原因包括病毒自身特有的生物学特性、敏感细胞系的缺乏、样本采集时间的偏差或保存条件的不当。稳定表达犬SLAM受体的Vero细胞系能显著提高CDV的分离率和增殖效率^［54］。因此，建立稳定表达猫SLAM受体的同源细胞系统，将有助于提升FeMV RNA阳性样本的快速分离与增殖效率。

5.2 RT-PCR

目前，针对麻疹病毒属L基因高度保守的155核苷酸（nt）区域设计的特异性引物已被成功用于建立FeMV的RT‑PCR检测体系^［9］。在此基础上，Furuya研究团队通过优化引物设计，靶向FeMV L基因115 nt片段，开发了可有效检测福尔马林固定石蜡包埋样本中降解RNA的实验方案^［13］。研究者还开发了基于FeMV L基因215 nt区域的环介导等温扩增检测方法，为FeMVRNA检测提供了新的技术选择^［75］。多种RT‑PCR检测体系已成功应用于 FeMV 的分子诊断领域，主要包括：靶向L基因398 nt片段的全副黏病毒通用引物^［17］、特异性扩增N基因398 nt区域的引物^［30］、针对L基因401 nt片段设计的引物^［25］。qPCR FeMV定量检测技术通过特异性识别P/V/C基因76 nt区域，实现了FeMV RNA的快速定量检测^［23］。该方法较传统RT-PCR显著提高了检测灵敏度，可在极低病毒载量的样本中实现可靠检出。采用广谱识别副黏病毒的简并共识引物系统完成FeMV‑GT2的基因分型^［76］。因此，建立有效检测福尔马林固定石蜡包埋（FFPE）样本中降解RNA的实验方法，将成为实现FeMV不同基因型快速鉴别诊断的重要研究方向。

5.3 血清学检测

目前已有多种血清学方法用于检测FeMV感染，但作为血清学诊断金标准的病毒中和试验尚未建立。已报道的主要检测平台包括Western blot、间接免疫荧光（Indirect immunofluorescence， IIF）和间接酶联免疫吸附试验（Enzyme linked immunosorbent assay， ELISA）。Western blot和IIF可检测针对N蛋白的特异性抗体^［9］，而ELISA则用于检测P蛋白抗体^［74］。N蛋白和P蛋白在麻疹病毒属感染的细胞中均呈高表达，因此是检测FeMV抗体反应的理想靶标^［77］。Western blot分析采用FeMV分离株^［14］或重组N蛋白^［9，27］作为抗原。使用辣根过氧化物酶标记的山羊抗猫IgG抗体进行检测，该抗体可特异性识别猫IgG及其他猫免疫球蛋白的轻链。IIF检测中，N蛋白在HeLa细胞中表达，采用异硫氰酸荧光素标记的山羊抗猫IgG Fc区特异性抗体进行检测^{［15，25］}。ELISA以重组P蛋白为抗原，使用辣根过氧化物酶标记的山羊抗猫抗体检测FeMV抗体^［74］。针对P蛋白的ELISA已在其他副黏病毒检测中展现出较常规方法更高的特异性和准确性^［78］。这些ELISA方法不仅可用于FeMV感染猫的诊断，也可作为流行病学研究的血清学筛查工具。

6 总结与展望

自FeMV首次在猫群中被发现并成功分离以来，在亚洲、欧洲及美洲等多个地区陆续被检测到，研究人员已初步阐明了FeMV的病毒学特征、流行分布特征及潜在致病关联。在尿液及部分呼吸道样本中可检出FeMV，且不同地区、不同猫群的阳性率波动明显。体外研究表明，FeMV在受体利用及细胞融合过程中具有一定的独特性，实验感染与临床病例研究多次指向其肾小管上皮嗜性、持续或间歇性尿排毒以及蛋白尿、TIN/AKI等早期肾损伤线索。然而现有研究对于FeMV与CKD/TIN的统计学关联结论并不统一。现阶段的研究结果更多呈现为可能存在关联，而非已经确定的致病因果关系，更符合现阶段证据等级的表述应为∶ FeMV可能参与或促进部分猫肾脏病变的发生与发展。因此，FeMV致病作用的边界、触发炎症的关键条件以及在CKD复杂病因谱中的实际权重，仍有待明确。

未来研究应建立标准化、可重复的实验感染模型，按照“急性期—恢复期—慢性期”的病程阶段，系统探究FeMV的复制能力、排毒规律及组织分布特征。同时，将肾损伤结局从单一的“是否发生CKD”扩展为“肾小管功能受损—间质炎症反应—缺氧相关纤维化—AKI向CKD转归”的连续性病程谱，以此提高对因果链条的验证能力。目前尚无针对FeMV的商业化疫苗或成熟免疫程序，现阶段更可行的策略仍是依托分子与血清学监测开展早期筛查。

FeMV检测方法与报告体系的标准化也是未来需要开展的一项工作，需要明确不同样本类型（如尿液、咽/鼻拭子、组织等）和质控流程。统一规定定量RT‑PCR的靶基因与判定阈值，并在血清学检测中建立标准化的抗原体系与结果判定标准。此外，应围绕“受体—宿主因子—免疫应答”系统剖析SLAMF1/nectin‑4等受体利用、cathepsin可用性差异以及先天免疫与炎症放大通路对组织嗜性及损伤程度的影响，结合病理分型、转录组学/蛋白组学以及免疫表型等策略，从而明确FeMV感染的炎症机制。

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基金资助

国家自然科学基金项目(31302069)

河南省教育厅高等学校重点科研项目(25B230007)