抑制cGAS‑STING信号通路对心肌缺血再灌注损伤小鼠巨噬细胞极化的影响

Effect of inhibiting cGAS‑STING signaling pathway on macrophage polarization in mice undergoing myocardial ischemia‑reperfusion injury

摘要

目的 探讨环磷酸鸟苷-腺苷合成酶-干扰素基因刺激因子（cGAS-STING）信号通路对心肌缺血再灌注损伤（MIRI）动物模型中巨噬细胞极化的调控作用。 方法 40只健康雄性C57BL/6小鼠，随机均分为对照组、假手术组、模型组和RU.521（cGAS抑制剂）组。模型组和RU.521组构建MIRI模型，假手术组仅开胸但不结扎冠脉，对照组无手术操作。RU.521组给予5 mg·kg^-1·d^-1的RU.521腹腔注射，其余3组注射等体积0.9%氯化钠注射液，连续7 d。实验结束后，收集心肌组织与血清样本，采用蛋白免疫印迹（WB）法检测cGAS、STING蛋白表达，流式细胞术（FCM）测定M1、M2型巨噬细胞占比，酶联免疫吸附（ELISA）法检测IL-6、TNF-α、IL-10、TGF-β含量。 结果 与对照组和假手术组相比，模型组小鼠的cGAS、STING蛋白表达水平，M1型巨噬细胞占比以及IL-6、TNF-α含量均显著升高，M2型巨噬细胞占比及IL-10、TGF-β水平均显著降低（P<0.001）；与模型组比较，RU.521组小鼠的GAS、STING蛋白表达水平，M1型巨噬细胞占比以及IL-6、TNF-α含量均显著下降，M2型巨噬细胞占比及IL-10、TGF-β水平均显著升高（P<0.01）。 结论 缺血再灌注损伤触发cGAS-STING信号通路的激活，可促进巨噬细胞向M1型极化，并增强炎症反应，而抑制该通路则有助于巨噬细胞向M2型极化，从而限制过度激活的炎症反应。

Abstract

Objective To investigate the regulation of cyclic guanosine monophosphate-adenosine monophosphate synthase-stimulator of interferon genes （cGAS-STING） signal pathway on macrophage polarization in an animal model of myocardial ischemia-reperfusion injury （MIRI）. Methods A total of 40 healthy male C57BL/6 mice were randomly divided into the control group， the sham group， the model group， and the RU.521 （cGAS inhibitor） group， with 10 mice in each group. The model of MIRI was constructed in the model group and RU.521 group， the sham group had only thoracotomy but no coronary ligation， and the control group had no surgical procedure. The RU.521 group was intraperitoneally injected at a dose of 5 mg/kg/d， and the remaining three groups were injected with an equal volume of 0.9% sodium chloride injection for 7 d. At the end of the experiment， myocardial tissue and serum samples were collected， the expression of cGAS and STING proteins was detected by Western blot（WB）， the proportion of M1 and M2 macrophages was determined by flow cytometry， and the contents of IL-6， TNF-α， IL-10 and TGF-β were detected by enzyme-linked immunosorbent assay. Results Compared to the control group and sham group， the expression levels of cGAS and STING proteins， the proportion of M1 macrophages， and the contents of IL-6 and TNF-α were significantly increased， but the proportion of M2 macrophages and the levels of IL-10 and TGF-β were significantly decreased in model group （P<0.001）； Compared to the model group， the levels of GAS and STING protein expression， the proportion of M1 macrophages， and the contents of IL-6 and TNF-α were significantly decreased， but the proportion of M2 macrophages and the levels of IL-10 and TGF-β were significantly increased in the RU.521 group （P<0.01）. Conclusion Ischemia-reperfusion triggers activation of the cGAS-STING signaling pathway to promote the polarization of macrophages towards type M1 and enhance the inflammatory response. However， inhibition of this signaling pathway contributes to the polarization of macrophages towards type M2， which can limit the overactivated inflammatory response.

Graphical abstract

关键词

cGAS-STING信号通路 / 急性心肌梗死 / 心肌缺血再灌注损伤 / 巨噬细胞

Key words

cGAS-STING signal pathway / Acute myocardial infarction / Myocardial ischemia-reperfusion injury / Macrophage

急性心肌梗死（acute myocardial infarction，AMI）是心血管病中致死致残的主要类型，虽然药物溶栓、冠状动脉介入或旁路移植术及时恢复血氧供应对患者的存活至关重要，但也会面临发生不同程度心肌缺血再灌注损伤（myocardial ischemia-reperfusion injury，MIRI）的可能，这严重影响了患者从冠状动脉血运重建治疗中的获益，然而，目前对此尚无规范统一、确切有效的干预方案。因此，积极探索MIRI的发生机制和防治方法，仍是心血管病基础和临床研究的重要任务和热点之一。

缺血再灌注对心肌损伤及其结构与功能的修复具有重要作用，免疫炎症是介导MIRI的关键因素^［1］。近年来新的研究发现，环磷酸鸟苷-腺苷合成酶-干扰素基因刺激因子（cyclic guanosine monophosphate-adenosine monophosphate synthase-stimulator of interferon genes，cGAS-STING）也是一种免疫模式识别受体，缺血发生后，受损或坏死细胞释放的大量自身DNA会触发cGAS，进而结合STING并激活该信号通路，介导一系列自身免疫过程，但该通路持续激活则会导致过度的炎症反应和组织损伤^［2，3］。巨噬细胞是重要的固有免疫细胞，可根据机体微环境的改变向不同的表型转化，包括经典激活的M1型和交替激活的M2型^［4］。通过抑制巨噬细胞向M1极化，促进其向M2极化，降低促炎因子水平，增加抗炎因子水平，可减轻MIRI小鼠组织病理损伤和心肌梗死^［5］。然而，对于抑制cGAS激活在MIRI后巨噬细胞极化过程中的具体作用及其可能机制，目前尚未完全明确。因此本研究拟采用结扎冠状动脉左前降支的方法构建MIRI小鼠模型，在体观察cGAS特异性抑制剂RU.521对MIRI小鼠巨噬细胞极化的调控作用，以期为MIRI的防治提供新的理论依据和研究思路。

1 材料与方法

1.1 主要试剂与仪器

主要试剂：cGAS抑制剂RU. 521购自美国MedChemExpress公司，cGAS、STING抗体购自北京博奥森生物技术有限公司，FITC anti-mouse CD68、PE anti-mouse CD86、APC anti-mouse CD206（MMR）购自美国BioLegend公司，IL-6、TNF-α、IL-10、TGF-β试剂盒购自武汉云克隆科技股份有限公司；主要仪器：EZVET F500 Series小动物麻醉机（北京易则佳科技有限公司），Leica RM 2235轮转式切片机（德国徕卡仪器有限公司），HWS-24电热恒温水浴槽（上海一恒科学仪器有限公司），Sigma 3-30KS低温离心机（德国Sigma离心机有限公司），SDS-PAGE电泳系统（美国Bio-Rad公司），GelDoc-It310凝胶成像系统（美国UVP公司），ChemiScope 6100化学发光成像系统（上海勤翔科学仪器有限公司），680全波长酶标仪（美国Bio-Rad公司），BeamCyte-1026流式细胞仪（常州必达科生物科技有限公司）。

1.2 实验动物

SPF级C57BL/6J健康雄性小鼠，6~8 周龄、体质量20~22 g，由斯贝福（北京）生物技术有限公司提供，实验动物质量合格证号：110324241100285125，动物生产许可证号：SCXK（京）2019-0010。小鼠于室温22~24 ℃，湿度50%~60%，12 h/12 h明暗交替的SPF级洁净动物房中，给予专用饲料和纯净饮用水适应性喂养1周。本试验已通过伦理委员会审批同意，动物实验伦理批号：MDL2022122501，所有操作严格按照动物实验伦理要求进行。

1.3 实验分组与处理

采用随机数字表法将小鼠分为对照组、假手术组、模型组和RU.521组，每组10只。参考以往研究所用的给药剂量^［6］，RU.521组构建MIRI模型并给予5 mg·kg^-1·d^-1的RU.521腹腔注射；模型组构建MIRI模型并腹腔注射与RU.521组等体积的0.9%氯化钠注射液；假手术组开胸、穿线，但不结扎冠状动脉，并腹腔注射与RU.521组等体积的0.9%氯化钠注射液；对照组仅腹腔注射与RU.521组等体积的0.9%氯化钠注射液，无其他操作。各组均连续腹腔注射给药7 d。

1.4 模型构建

参照既往文献报道的造模方法^［7］，构建小鼠MIRI模型。小鼠称重后，连接小动物麻醉机予异氟烷行吸入性麻醉，取仰卧位固定于手术台；插入电极至四肢皮下，连接MedLab生物信号采集处理系统并获得稳定的标准Ⅱ导联心电图；小鼠胸部剃毛备皮并消毒，于胸骨左缘3~4肋间纵行逐层开胸，挤出心脏并用6-0丝线打活结快速结扎冠状动脉左前降支，近针端线头尽可能剪短，远针端线头留长；可见结扎处以下心室壁渐变苍白，随之暗红、发绀，伴局部收缩运动减弱，心电图见ST段抬高（≥0.25 mV），提示AMI发生；小心将心脏纳入胸腔复位，排出胸廓内气体，立即关闭胸腔并将活结线头留于胸外；取下麻醉面罩，密切观察生命体征；缺血45 min后，打开胸腔，缓慢拉出活结线头，松开结扎血管；可见缺血部位迅速充血，心肌颜色由暗红渐转为鲜红，心电图表现为ST段回落1/2左右，提示再灌注成功；及时排出胸廓内气体并关闭胸腔，逐层缝合皮肤，将小鼠转移至37.5 ℃恒温箱中。假手术组小鼠只开胸、穿线但不结扎冠状动脉。模型构建过程中心电图动态变化，见图1。

1.5 样本采集

各组小鼠充分麻醉后，眼部消毒，摘除眼球取血，静置1 h，4 ℃，3 000 r/min离心15 min，分离并留取上清液，置于-80 ℃冰箱冷冻保存，用于酶联免疫吸附试验（enzyme linked immunosorbent assay，ELISA）。颈椎脱臼法处死小鼠并快速取出心脏，反复冲洗至心腔内无残留血液，留取心脏左心室前壁部分心肌组织，经再次冲洗后，一部分心肌组织置于4%多聚甲醛溶液中固定保存待检，剩余部分心肌组织用于本实验的蛋白免疫印迹（Western blot，WB）分析和流式细胞（Flow CytoMetry，FCM）检测。

1.6 WB法检测cGAS、STING蛋白表达

将小鼠心肌组织剪碎后，经RIPA裂解液裂解及超声破碎细胞，在4 ℃下以12 000 r/min离心15min，提取总蛋白，BCA法测定蛋白浓度并进行蛋白定量；将上样缓冲液与蛋白样本混合均匀，置于95 ℃下加热10 min变性；恒压下进行十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE），使样品分离；硝酸纤维素（NC）膜于电转槽内完成电转，洗膜1 min；室温下摇床封闭1h后，置于cGAS （1∶1 000）、STING （1∶1 000）、β-actin （1∶3 000）一抗孵育液中在4 ℃下摇床过夜；反应膜洗涤3次后置于二抗工作液中，室温下摇床孵育1 h；洗膜3次并吸干水分后，滴加ECL混合化学发光底物， 使用化学发光成像系统显影蛋白印迹条带并曝光；采用Image J软件对图像条带的灰度值进行分析，以β-actin为内参， 用样本蛋白条带灰度值与β-actin条带灰度值的比值表示样本蛋白的表达量。

1.7 FCM法测定巨噬细胞M1、M2表型

将小鼠心肌组织剪碎处理后，置于离心管中并滴入混合裂解酶，37 ℃恒温下搅拌消化1 h并用筛网过滤；于4 ℃下1 500 r/min离心5 min，小心吸掉上清液，留取中层沉淀细胞并加入PBS缓冲液重悬，离心后弃掉上清液；滴入红细胞裂解液，4 ℃下避光作用5 min，离心后弃掉上清液；加入PBS缓冲液重悬细胞，分别滴加FITC-CD68（巨噬细胞标记物）、PE-CD86（M1型巨噬细胞标记物）和APC-CD206（M2型巨噬细胞标记物）并充分混匀；避光4 ℃下孵育40 min；用PBS缓冲液冲洗并重悬细胞，离心后弃掉上清液，滴入多聚甲醛固定；过滤并分装至流式管中，用流式细胞仪检测荧光信号，以FlowJo软件分析FITC-CD68+PE-CD86+、FITC-CD68+APC-CD206+细胞的数量。

1.8 ELISA法检测巨噬细胞极化相关炎性细胞因子水平

取冻存血清，逐步升温解冻；设置标准品孔、样品孔和空白孔；待样本充分复融后以低速离心5 min，吸取上清液并稀释待检；将浓度不同的标准品与待检样本分别加入标准孔和样本孔；各孔分别加入辣根过氧化物酶（HRP）标记的检测抗体，封板置于37 ℃恒温箱中孵育1 h；弃掉液体，重复洗板5次，各孔滴入显色底物TMB，避光37 ℃下温育15 min；将终止液滴入各孔使反应终止，尽快使用酶标分析仪于450 nm波长处测定各孔的光密度（OD）值；以标准品的浓度作为横坐标，以OD值作为纵坐标，绘制标准品线性回归曲线，按曲线方程计算各样本IL-6、TNF-α、IL-10、TGF-β的含量。

1.9 统计学方法

所有数据采用GraphPad Prism 9.5统计软件进行分析与制图，以均数±标准差（\overline{x}\pm s）表示，多组间比较采用单因素方差分析（one-way ANOVA），两两比较采用LSD‑t检验，P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 cGAS抑制剂对cGAS、STING蛋白表达的影响

WB检测结果显示，与对照组和假手术组相比，模型组的cGAS、STING蛋白印迹条带灰度增强；与模型组相比，RU.521组的条带灰度减弱（图2A）。各组之间的cGAS、STING蛋白相对表达量存在明显差异（F=50.548、71.641，P<0.001）。与对照组和假手术组比较，模型组的cGAS、STING相对蛋白表达量均明显上调（t=10.632、13.391，P<0.001；t=10.944、12.265，P<0.001）；与模型组比较，RU.521组的cGAS、STING相对蛋白表达量均明显下降（t=5.54、6.829，P<0.01）（图2B、C）。结果证实，抑制cGAS激活可下调MIRI小鼠cGAS、STING的蛋白表达水平。

2.2 cGAS抑制剂对巨噬细胞M1、M2表型的影响

FCM检测结果显示，与对照组和假手术组相比，模型组的FITC-CD68+PE-CD86+荧光增强，FITC-CD68+APC-CD206+的荧光减弱；与模型组相比，RU.521组的FITC-CD68+PE-CD86+荧光减弱，FITC-CD68+APC-CD206+的荧光增强（图3A~3D）。各组之间的巨噬细胞M1型占比、M2型占比及M1/M2比值存在明显差异（F=1 349.306、151.324、527.604，P<0.001）。与对照组和假手术组相比，模型组的巨噬细胞M1型占比、M1/M2比值均显著升高（t=49.635、27.504，P<0.001；t=39.946、25.213，P<0.001），M2型占比显著降低（t=14.709，P<0.001；t=15.645，P<0.001）；与模型组比较，RU.521组的巨噬细胞M1型占比、M1/M2比值均显著下降（t=20.359、11.040，P<0.001），M2型占比显著上升（t=5.056，P<0.01）（图3E~3G）。结果表明，抑制cGAS激活可促进MIRI小鼠巨噬细胞由M1向M2表型转化。

2.3 cGAS抑制剂对极化相关炎性细胞因子表达的影响

ELISA检测结果显示，各组之间的IL-6、TNF-α、IL-10、TGF-β水平存在明显差异（F=763.099、777.834、719.644、731.300，P<0.001）。与对照组和假手术组相比，模型组的IL-6、TNF-α水平均显著升高（t=33.259、33.382，P<0.001；t=32.521、32.949，P<0.001），而IL-10、TGF-β水平均显著降低（t=36.589、38.409，P<0.001；t=36.401、38.405，P<0.001）；与模型组比较，RU.521组的IL-6、TNF-α水平均显著下降（t=17.625、18.753，P<0.001），而IL-10、TGF-β水平均显著升高（t=18.464、19.224，P<0.001）（图4A~4D）。结果提示，抑制cGAS激活可能通过调控巨噬细胞极化方向影响极化相关炎性细胞因子的分泌水平，进而限制过度激活的免疫炎症反应。

3 讨论

AMI是全球范围内风险最高的致死致残性疾病之一，也是我国目前心源性猝死的重要原因。MIRI的病理生理机制复杂、影响因素繁多，其中免疫炎症反应是其重要机制之一^［8，9］。缺血再灌注发生时，死亡细胞及受损组织会触发较大范围的炎症反应，进一步加重心肌损伤和已有的心血管疾病，从而导致MIRI及其并发症的出现^［10］。研究表明，巨噬细胞在缺血再灌注损伤中的作用至关重要，促进巨噬细胞由M1型向M2型转化可以改善缺血再灌注损伤^［11］。在固有免疫反应过程中，巨噬细胞的极化状态决定着损伤组织的炎症程度，促炎的M1型巨噬细胞与抗炎的M2型巨噬细胞之间的平衡尤为重要^［12］。近年来新的研究还发现，cGAS-STING是一种能够识别细胞内异常物质的免疫信号通路，缺血性损伤激活该通路并产生Ⅰ型干扰素，引发一系列炎症反应过程，加剧缺血再灌注诱发的心肌细胞凋亡和心脏功能障碍，抑制该信号通路可减弱急性冠状动脉闭塞后的MIRI和梗死面积^{［13，14］}。这一发现增宽了阐释MIRI发病机制的角度，拓展了发掘MIRI干预方法的视野。

作为一种免疫细胞胞浆内的模式识别受体，cGAS识别异常DNA并被激活后，还需催化三磷酸腺苷（adenosine triphosphate，ATP）和三磷酸鸟苷（guanosine triphosphate，GTP）合成含有3'-5'和2'-5'连接不同组合的环鸟苷酸-腺苷酸（cyclic GMP-AMPP，cGAMP），才能结合并激活STING，而cGAS-STING信号通路过度激活会触发自身免疫性和炎症性疾病^［15-17］。RU.521是一种具有体内外抗炎作用的选择性cGAS抑制剂，可以通过占据cGAS的催化位点降低其对ATP和GTP的催化能力，主要用于cGAS相关性疾病免疫调节剂的开发^{［18，19］}。RU.521导致cGAS构型的变化竞争性抑制了cGAS与STING的结合能力，从而阻抑了该信号通路的激活。本研究结果显示，与对照组和假手术组比较，模型组小鼠的cGAS、STING相对蛋白表达量均明显上调；与模型组比较，RU.521组小鼠的cGAS、STING相对蛋白表达量均明显下降。结果证明缺血受损或坏死的心肌细胞释放的自身DNA会触发cGAS，进而结合STING并使该信号通路激活，引发信号级联反应，使cGAS、STING蛋白的表达水平上调，而抑制cGAS则可以阻碍其与STING的结合，延迟下游信号的响应，使cGAS、STING蛋白的表达水平反馈性下调。

心肌梗死后发生的炎症反应与自身免疫系统被激活有关，作为心肌梗死后重要的免疫应答细胞，巨噬细胞参与了对心肌梗死后炎症反应过程多个环节的调控^［20］。研究发现，在心肌梗死后早期，M1样促炎型巨噬细胞在梗死心肌中占主导地位，而在后期，M2样修复型巨噬细胞则更加普遍^{［21，22］}；细胞因子如IL-1β、IL-6、IL-18或TNF-α表达在促炎阶段会显著上调，而IL-10、TGF-β水平则在促修复阶段会明显增高^［23］。CD86和TNF-α为M1型巨噬细胞的直接标记蛋白和间接标志物，主要参与炎症反应，而CD206与IL-1 0、TGF-β是M2型巨噬细胞的直接标记蛋白与间接标志物，主要发挥抑制炎症的作用^［24］。本研究结果也显示，与对照组和假手术组相比，模型组小鼠的cGAS、STING表达增加的同时，M1型巨噬细胞占比及其相关炎性细胞因子IL-6、TNF-α水平亦显著升高，但RU.521组的水平明显低于模型组；M2型巨噬细胞占比及其相关炎性细胞因子IL-10、TGF-β水平则均显著降低，但RU.521组的水平明显高于模型组。结果提示，缺血再灌注损伤引发巨噬细胞浸润并触发cGAS-STING信号转导通路激活，促进了巨噬细胞向M1表型的极化及其相关炎性细胞因子IL-6、TNF-α的分泌，导致免疫炎症反应增强，产生与损伤有关的一系列不良后果，但抑制cGAS-STING信号通路可促进巨噬细胞由M1向M2表型极化，并使M2型巨噬细胞相关炎性细胞因子IL-10、TGF-β释放增加，从而限制过度的免疫炎症反应，减轻心肌损伤、促进组织修复。

综上所述，本研究证实了小鼠发生MIRI时可以上调cGAS-STING通路的免疫信号功能，促进巨噬细胞向促炎的MI型极化，加剧炎症反应，抑制cGAS-STING信号通路则会促进巨噬细胞向抗炎的M2型极化，减轻炎症反应。这些证据表明，在MIRI的病理过程中存在与cGAS-STING信号通路及其介导的巨噬细胞极化相关的免疫调控网络，进一步探索该网络的调控机制和干预方法，将是未来的研究方向。

作者贡献度说明：

张焕鑫：动物实验、撰写论文；沈祥礼，葛振嵘：数据分析、修改文章；王潇，宋涛：查阅文献、指标检测；姜述斌：实验设计、审阅文章。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

参考文献

[1] 张熙， 黄兵， 王贵鹏. NLRP3炎症小体与心肌缺血再灌注损伤的研究进展［J］. 协和医学杂志， 2022， 13（2）： 296-301.

[2] Zhang X， Huang B， Wang G. Progress of NLRP3 inflammasome and myocardial ischemia reperfusion injury［J］. Med J PUMCH， 2022， 13（2）： 296-301.

[3] Lei C， Tan Y， Ni D， et al. cGAS-STING signaling in ischemic diseases［J］. Clin Chim Acta， 2022， 531：177-182.

[4] Shen X， Sun C， Cheng Y， et al. cGAS mediates inflammation by polarizing macrophages to M1 phenotype via the mTORC1 pathway［J］. J Immunol， 2023， 210（8）： 1098-1107.

[5] 孙志东， 高佳炜， 杨柳欣， 等. 基于miR-495/FTO通路介导的巨噬细胞极化探讨芪参汤改善胰岛素抵抗治疗2型糖尿病的分子机制［J］. 海南医学院学报， 2023， 29（14）： 1075-1081.

[6] Sun Z， Gao J， Yang L， et al. Exploration of the molecular mechanism of Qishen decoction in regulating miR‑495/FTO pathway mediated macrophage polarization to improve insulin resistance therapy of type 2 diabetes［J］. J Hainan Med Univ， 2023， 29（14）： 1075-1081.

[7] Ma K， Liu W， Liu Q， et al. Naringenin facilitates M2 macrophage polarization after myocardial ischemia-reperfusion by promoting nuclear translocation of transcription factor EB and inhibiting the NLRP3 inflammasome pathway［J］. Environ Toxicol， 2023， 38（6）： 1405-1419.

[8] Xu Q， Xiong H， Zhu W， et al. Small molecule inhibition of cyclic GMP-AMP synthase ameliorates sepsis-induced cardiac dysfunction in mice［J］. Life Sci， 2020， 260： 118315.

[9] 臧光耀， 李波， 耿田欣， 等. 一种快速建立小鼠心肌缺血再灌注模型的方法［J］. 江苏大学学报 （医学版）， 2019， 29（6）： 472-475.

[10] Zang G， Li B， Geng T， et al. A method for rapidly establishing myocardial ischemia-reperfusion model in mice［J］. J Jiangsu Univ （Med Ed）， 2019， 29（6）： 472-475.

[11] Marsh KM， Rastogi R， Zhang A， et al. Hydroxychloroquine attenuates myocardial ischemic and post-ischemic reperfusion injury by inhibiting the toll-like receptor 9-Type Ⅰ interferon pathway［J］. Cardiol Cardiovasc Med， 2022， 6（4）： 416-423.

[12] Yao L， Chen H， Wu Q， et al. Hydrogen-rich saline alleviates inflammation and apoptosis in myocardial I/R injury via PINK-mediated autophagy［J］. Int J Mol Med， 2019， 44（3）： 1048-1062.

[13] Li L， Li X， Zhang Z， et al. Protective mechanism and clinical application of hydrogen in myocardial ischemia-reperfusion injury［J］. Pak J Biol Sci， 2020， 23（2）： 103-112.

[14] Wen S， Li X， Ling Y， et al. HMGB1-associated necroptosis and Kupffer cells M1 polarization underlies remote liver injury induced by intestinal ischemia/reperfusion in rats［J］. FASEB J， 2020， 34（3）： 4384-4402.

[15] 张贻帼， 景祎馨， 廖师师， 等. JAK2/STAT3通路通过调控巨噬细胞极化在肠缺血再灌注损伤中的作用［J］. 武汉大学学报 （医学版）， 2023， 44（3）： 286-292.

[16] Zhang Y， Jing Y， Liao S， et al. The role of JAK2/STAT3 signaling pathway in intestinal ischemia-reperfusion injury by regulating macrophage polarization［J］ Med J Wuhan Univ， 2023， 44（3）： 286-292.

[17] Li J， Song Z， Hou X. Scutellarin ameliorates ischemia/reperfusion injury-induced cardiomyocyte apoptosis and cardiac dysfunction via inhibition of the cGAS-STING pathway［J］. Exp Ther Med， 2023， 25（4）： 155.

[18] Lai L， Zhang A， Yang B， et al. Plasmacytoid dendritic cells mediate myocardial ischemia/reperfusion injury by secreting Type Ⅰ interferons［J］. J Am Heart Assoc， 2021， 10（15）： e020754.

[19] Patel DJ， Yu Y， Xie W. cGAMP-activated cGAS-STING signaling： Its bacterial origins and evolutionary adaptation by metazoans［J］. Nat Struct Mol Biol， 2023， 30（3）： 245-260.

[20] Sarhan J， Liu BC， Muendlein HI， et al. Constitutive interferon signaling maintains critical threshold of MLKL expression to license necroptosis［J］. Cell Death Differ， 2019， 26（2）： 332-347.

[21] Wang L， Zhang S， Wu H， et al. M2b macrophage polarization and its roles in diseases［J］. J Leukoc Biol， 2019， 106（2）： 345-358.

[22] Song J， Yang R， Chang J， et al. Discovery and characterization of a novel cGAS covalent inhibitor for the treatment of inflammatory bowel disease［J］. Acta Pharmacol Sin， 2023， 44（4）： 791-800.

[23] Vincent J， Adura C， Gao P， et al. Small molecule inhibition of cGAS reduces interferon expression in primary macrophages from autoimmune mice［J］. Nat Commun， 2017， 8： 750.

[24] Peet C， Ivetic A， Bromage DI， et al. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction［J］. Cardiovasc Res， 2020， 116（6）： 1101-1112.

[25] Kim Y， Nurakhayev S， Nurkesh A， et al. Macrophage polarization in cardiac tissue repair following myocardial infarction［J］. Int J Mol Sci， 2021， 22 （5）： 2715.

[26] Tang Y， Lin X， Chen C， et al. Nucleolin improves heart function during recovery from myocardial infarction by modulating macrophage polarization［J］. J Cardiovasc Pharmacol Ther， 2021， 26（4）： 386-395.

[27] Frangogiannis NG. Cell biological mechanisms in regulation of the post-infarction inflammatory response［J］. Curr Opin Physiol， 2018， 1： 7-13.

[28] 索森森， 李爱琴， 原玲玲， 等. 巨噬细胞缺氧/复氧及M2型极化对小鼠心肌细胞凋亡的影响及机制［J］. 新乡医学院学报， 2022， 39（7）： 612-616， 621.

[29] Suo S， Li A， Yuan L， et al. Effect and mechanism of macrophage hypoxia/reoxygenation and M2 type polarization on cardio-myocyte apoptosis of mice［J］. J Xinxiang Med Univ， 2022， 39（7）： 612-616， 621.

基金资助

新疆维吾尔自治区自然科学基金项目(2023D01C138)