灯盏花乙素通过调控cAMP/PKA/CREB信号通路促进3T3‑L1细胞脂肪分解的作用研究

Effects of scutellarin on lipolysis of 3T3‑L1 cells by regulating cAMP/PKA/CREB signaling pathway

摘要

目的 从体外探究灯盏花乙素（scutellarin， SCU）对3T3‑L1细胞脂解的作用及可能的分子机制，为代谢综合征的治疗提供借鉴。 方法 将3T3‑L1细胞诱导为成熟脂肪细胞，分别采用CCK‑8法检测SCU对3T3‑L1细胞活力的影响；分析细胞的脂质积累水平并检测细胞中总胆固醇（TC）、三酰甘油（TG）的含量；ELISA法检测细胞上清中炎症因子（TNF‑α、IL‑1β、IL‑4和IL‑6）含量；实时荧光定量PCR检测UCP‑1、Dio2和Pgc‑1α mRNA的表达；Western blot法检测CREB、HSL与ATGL蛋白的表达。 结果 SCU对脂肪细胞活力无明显影响，但可明显抑制3T3‑L1细胞中脂质积累，降低细胞中TC与TG含量及上清液中TNF‑α、IL‑1β含量，升高上清液中IL‑4和IL‑6的含量，升高细胞中UCP‑1、Dio2、Pgc‑1α mRNA的表达，上调细胞中p‑HSL、ATGL、p‑CERB和p‑PKA蛋白的表达（P<0.05）。 结论 SCU可减轻脂肪炎症反应、促进3T3‑L1脂肪细胞的脂质分解，抑制TG合成和脂质积累，其作用机制与激活cAMP/PKA/CERB信号通路有关，从而为SCU抗代谢综合征作用的开发提供了必要的借鉴。

Abstract

Objective To explore the effect of scutellarin （SCU） on 3T3‑L1 cell lipolysis and its possible molecular mechanism in vitro， and provide reference for the treatment of metabolic syndrome. Methods After inducing 3T3‑L1 cells to mature adipocytes， cell viability of 3T3‑L1 treated with SCU was assessed by CCK‑8 assay. Lipid accumulation level of the cells was analyzed， and the contents of total cholesterol （TC） and triacylglycerol （TG） in the cells were determined. The contents of tumor necrosis factor‑α （TNF‑α）， interleukin‑1β （IL‑1β）， IL‑4 and IL‑6 in the supernatant of cell culture were evaluated by ELISA. Real‑time fluorescence quantitative PCR was used to detect the mRNA of uncoupling protein‑1 （UCP‑1）， deiodinase gene 2 （Dio2） and peroxisome proliferator‑activated receptor γ coactivator 1α （Pgc‑1α） and the expressions of CREB， HSL and ATGL proteins were determined by Western Blot. Results SCU had no significant effect on the viability of adipocytes， but could significantly inhibit lipid accumulation in 3T3‑L1 cells， decrease the contents of TC and TG in the cells. Meanwhile， SCU decreased the levels of TNF‑α and IL‑1β and increase the levels of IL‑4 and IL‑6 in the supernatant. The mRNA expression of UCP‑1， Dio2 and Pgc‑1α in the cells was also upregulated， while the expression of p‑HSL， ATGL，p‑CERB and p‑PKA proteins was reduced （P<0.05）. Conclusion SCU can alleviate the inflammatory response of 3T3‑L1 adipocytes， promote lipidolysis by inhibit TG synthesis and lipid accumulation， and its mechanism is related to the activation of cAMP/PKA/CERB signaling pathway， which provides a necessary reference for the exploration of anti‑metabolic syndrome effects of SCU.

Graphical abstract

关键词

灯盏花乙素 / 3T3‑L1细胞 / 脂解 / cAMP/PKA/CERB通路

Key words

Scutellarin / 3T3‑L1 cells / Lipidolysis / cAMP/PKA/CERB pathway

代谢综合征及其并发症已成为21世纪最主要的公共卫生问题之一^［1‑5］。其中，肥胖是代谢综合征的重要危险因素和核心组分，减肥降重则是调节代谢综合征的重要目标。

肥胖患者以体内白色脂肪组织大量堆积为特征。作为人体中最具可塑性的器官，脂肪组织除具有扩张能力外^［6‑8］，也是生物体内调节能量稳态并对内环境信号做出反应的主要器官^［9‑11］。脂肪组织代谢功能的紊乱是导致肥胖等代谢类疾病发生的重要原因之一^{［12‑15］}。研究显示，脂肪细胞可储存三酰甘油（TG），易引发脂质沉积，在肥胖发生、发展的过程中起到重要的作用，因而抑制前脂肪细胞成脂分化及脂肪沉积将能够有效地控制肥胖的进程^{［16，17］}。在寒冷暴露后，白色脂肪组织中会存在褐色样的脂肪细胞，这一过程称为脂肪组织的褐化，其特征主要是非寒颤产热的增加^{［18，19］}。另外，脂肪组织中解偶联蛋白1（uncoupling protein‑1， UCP‑1）以及脂解蛋白的表达会明显升高^{［20，21］}。因此，促进脂肪组织褐化继而增加机体热量的消耗，成为一种治疗肥胖的可能策略。

灯盏花乙素（scutellarin，SCU）是从中国传统中药材灯盏花中提取的一种黄酮苷，具有保护缺血再灌注损伤、抗纤维化、抗炎、抗氧化以及抗肿瘤等多种药理作用^{［22‑27］}。前期结果显示SCU可明显降低高脂喂养小鼠的体重和脂肪组织质量，改善小鼠的血脂指标^［28］。但其改善脂质代谢的机制尚未完全阐明。因此，本研究采用小鼠前脂肪细胞系3T3‑L1为研究对象，在特定条件下诱导其逐渐分化为成熟的脂肪细胞，在体外水平上探究SCU对其脂质的影响，为SCU干预代谢综合征的临床应用提供必要的借鉴。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

3T3‑L1细胞株购自中科院上海细胞库；胎牛血清购自美国Gibco公司；DMEM培养基购自美国Gibco公司；0.25%胰酶购自Biosharp生物科技公司；灯盏花乙素粉末购自昆明龙津药业有限公司；3‑异丁基‑1‑甲基黄嘌呤（IBMX）购自美国Sigma公司；地塞米松（DEX）购自美国Sigma公司；胰岛素（INS）购自美国Sigma公司；油红O染色购自美国Sigma公司；TG/总胆固醇（TC）/LDL‑C/HDL‑C测定试剂盒购自南京建成生物工程研究所；总RNA提取试剂Trizol购自Thermofisher公司；RNA逆转录合成cDNA试剂盒购自Thermofisher公司； p‑HSL/脂肪TG脂肪酶（ATGL）/激素敏感性脂肪酶（HSL）/PKA/p‑PKA/p‑CREB/CREB抗体购自CST公司。

ELX808酶标仪购自美国BIOTEK公司；实时定量PCR仪购自美国Illumina公司。

1.2 细胞培养

将3T3‑L1细胞于DMEM中至37 ℃、5% CO₂的恒温恒湿培养箱内进行孵育培养。在细胞传代时，以0.25%胰蛋白酶‑EDTA消化液对细胞进行常规消化处理，进而完成细胞的传代操作。

1.3 3T3‑L1细胞诱导分化

3T3‑L1细胞在含有10%胎牛血清且添加了10 μg/mL胰岛素（INS）、1 μmol/L地塞米松（DEX）以及0.5 mmol/L异丁基甲基黄嘌呤（IBMX）的DMEM条件培养基环境下，进行为期2 d的诱导分化操作。待该阶段结束后，将培养基更换为含有10 μg/mL INS以及10%胎牛血清的DMEM培养基，持续培养10 d。直至通过显微镜能够观察到已分化的脂肪细胞呈现出典型特征，即细胞浆内积聚了大量的脂滴，以此作为细胞成功分化的显著标志。

1.4 CCK‑8实验

当细胞生长至接触抑制状态后，依据“1.3”中所描述的步骤，于96孔板中对其诱导分化。在分化过程完成后，分别向各孔中添加呈不同浓度梯度的SCU，具体浓度设置为0、10、20、40、80 μmol/L；与此同时，设立空白对照组（该组中不存在3T3‑L1细胞），且每组均设置6个复孔。经过48 h的孵育培养后，向每孔内加入10 μL的CCK‑8检测溶液，继续孵育2 h。随后，运用酶标仪对各孔在450 nm波长处的光密度（OD）值进行测定。

1.5 油红O染色及定量

当3T3‑L1细胞分化进程完成后，分别添加浓度为40 μmol/L以及80 μmol/L的SCU。在细胞接受药物作用并持续处理48 h后，采用PBS对细胞进行2次清洗操作，之后加入10%多聚甲醛溶液固定细胞10 min后用三蒸水冲洗3次。随后将新配制的油红O染色液加入其中，使细胞浸染20 min；待浸染结束，弃去染色液，并利用三蒸水反复冲洗，直至无多余染液残留，此时可于显微镜下对细胞进行观察并拍照记录细胞形态特征。完成上述操作后，向每孔内加入500 μL异丙醇，以便油红O染料充分溶解，最后将其置于酶标仪上，在510 nm波长处测量吸光度值。

1.6 TC与TG的含量测定

当3T3‑L1细胞依据“1.3”所述的方法完成分化后，分别向各孔中添加浓度为40 μmol/L以及80 μmol/L的SCU。在细胞接受药物作用48 h后，对各孔中的细胞进行收集操作，随后严格按照相应试剂盒的说明书对所收集的细胞进行一系列处理，进而测定细胞内总胆固醇（TC）以及TG的含量。

1.7 炎症因子含量测定

按照“1.6”项下方法进行分组和处理细胞，药物作用结束后收集各孔的细胞上清液，按照ELISA说明书上步骤测定上清液中TNF‑α、IL‑1β、IL‑4与IL‑10的含量。

1.8 实时荧光定量PCR检测3T3‑L1细胞中相关因子转录水平的表达

使用Trizol试剂从脂肪细胞中提取RNA，随后利用逆转录试剂盒将RNA逆转录为cDNA。实验步骤依据试剂盒说明书进行操作。基因引物序列见表1。

1.9 Western blot检测细胞中相关蛋白水平的表达

使用RIPA裂解液在冰上对脂肪细胞进行裂解以提取总蛋白。蛋白定量后，取30 μg总蛋白进行SDS‑PAGE电泳，转膜并封闭，然后将一抗在4 ℃摇床上孵育过夜。随后用TBST洗膜，加入二抗在常温下孵育1 h。再用TBST洗膜后，加入ECL显色液对蛋白条带进行显影并拍照。最后，分析条带的灰度值，并以β‑actin作为内参计算各目的条带的相对表达量。

1.10 统计学处理

采用GraphPad Prism 8软件对数据进行统计和分析。本实验所有数据均以\overline{x}\pm s表示。多组比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用t检验，P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 SCU对3T3‑L1细胞活力的影响

首先采用CCK‑8实验考察SCU对3T3‑L1细胞活力的作用。当使用浓度为10、20、40、80 μmol/L的SCU处理细胞48 h后，与空白对照组相比，10、20、40、80 μmol/L的SCU对3T3‑L1细胞的活力无明显影响（P>0.05）（图1）。

2.2 SCU对3T3‑L1细胞脂代谢的影响

通过油红O染色检测SCU对3T3‑L1细胞中脂质积累影响，相比于对照组，40 μmol/L SCU组与80 μmol/L SCU组3T3‑L1细胞中脂质积累明显降低，差异具有统计学意义（t=4.139，P=0.014 4； t=7.824，P=0.001 4）。见图2。

2.3 SCU对3T3‑L1细胞中TC与TG的影响

对照组、40 μmol/L SCU组与80 μmol/L SCU组细胞内TC含量分别为0.333、0.258及0.168 mmol/g prot；TG含量分别为0.503、0.323及0.192 mmol/g prot。其中，与对照组相比，40 μmol/L SCU与80 μmol/L SCU处理3T3‑L1细胞后，细胞内的TC（t=5.641，P=0.007 3； t=10.23，P=0.000 5）与TG（t=5.314，P=0.006； t=9.924，P=0.000 6）的含量均明显降低（P均<0.05）。见图3。

2.4 SCU对3T3‑L1细胞上清液中相关炎症因子水平的影响

与对照组相比，40 μmol/L SCU与80 μmol/L SCU处理3T3‑L1细胞后，细胞内促炎因子TNF‑α（t=4.467， P=0.011 1； t=7.505， P=0.001 7）、IL‑1β（t=5.602， P=0.005； t=8.751， P=0.000 9）含量均明显降低；而抗炎因子IL‑4（t=6.694， P=0.002 6； t=9.673， P=0.000 6）、IL‑6（t=4.775， P=0.008 8； t=8.279，P=0.001 2）含量均明显升高（P均<0.05）。见图4。

2.5 SCU对3T3‑L1细胞生热基因表达的影响

通过实时荧光定量PCR法检测各给药组对3T3‑L1细胞中相关生热基因的表达变化。与对照组相比，40 μmol/L SCU组与80 μmol/L SCU组细胞中的UCP‑1（t=15.69， P<0.000 1； t=17.85，P<0.000 1）、Dio2（t=9.839，P=0.000 6； t=11.86， P=0.000 3）与Pgc‑1α（t=3.453， P=0.026； t=5.325， P=0.006）表达均上调（P均<0.05）。见图5。

2.6 SCU对3T3‑L1细胞脂解相关蛋白表达的影响

脂肪细胞经诱导分化后，使用SCU干预24 h后分析脂肪酶p‑HSL和ATGL的蛋白表达。与对照组相比，40 μmol/L SCU组与80 μmol/L SCU组细胞中p‑HSL（t=7.600， P=0.000 3； t=10.53， P<0.000 1）和ATGL（t=4.044， P=0.006 8； t=9.368， P<0.000 1）蛋白表达均明显升高。见图6。

2.7 SCU对3T3‑L1细胞PKA及CREB底物磷酸化的影响

利用SCU处理3T3‑L1脂肪细胞后分析磷酸化PKA、CREB蛋白表达。在SCU干预24 h后，与对照组相比，40 μmol/L SCU组与80 μmol/L SCU组p‑PKA（t=3.081， P=0.021 6； t=7.730， P=0.000 2）、p‑CREB（t=5.814， P=0.001 1； t=12.00， P<0.000 1）蛋白水平明显增加，表明SCU通过激活cAMP/PKA/CREB通路发挥诱导脂肪分解的作用。见图7。

3 讨论

《成人代谢综合征防控健康教育专家共识》指出，以肥胖为基础的代谢综合征已成为全球范围内危害人类健康的重要公共卫生问题^［29］。肥胖患者体内大量堆积的白色脂肪组织不仅对患者外观产生不良影响，同时作为重要的内分泌器官，还可分泌多种脂肪因子，诱导机体持续低度炎症状态的产生，继而导致胰岛素抵抗、糖尿病、心血管疾病等多种健康问题的发生^{［12‑14］}。因此，寻找安全、有效的肥胖治疗药物成为当今研究的一大热点。

传统中医药是中华民族的瑰宝。从传统中药材中寻找新的治疗药物的促进中药现代化的重要举措。SCU是从传统中药材灯盏细辛中提取的一种的黄酮苷，已被证实具有抗炎、抗肿瘤等多种药理作用^{［22‑27］}。本课题组前期结果显示SCU可明显降低肥胖小鼠的体重和脂肪组织质量，改善小鼠的血脂指标^［28］。但其抗肥胖和改善脂质代谢的机制尚未完全阐明。

肥胖患者脂肪细胞中存在过多的TG积聚。而脂质的积累状况取决于脂肪分解、脂肪生成以及脂质摄取这三者之间的平衡状态。脂肪分解是指原本储存在细胞脂滴中的TG所经历的分解代谢过程，该过程由包含ATGL以及HSL等在内的多种脂肪酶共同催化，使脂肪分解为游离脂肪酸和甘油，最终使脂滴体积减小，进而对脂肪组织的代谢稳态产生影响，在整个机体的能量代谢平衡中扮演着重要角色。

cAMP/PKA信号通路在调控脂肪分解方面处于经典地位^{［20‑31］}，细胞外信号刺激腺苷酸环化酶的活化，促使其催化ATP转变为环磷酸腺苷（cyclic adenosine monophosphate， cAMP）^{［32，33］}。cAMP作为细胞内的关键“第二信使”，对于糖脂代谢起着至关重要的调节作用。胞内cAMP水平的上升会诱导蛋白激酶A（protein kinase A， PKA）发生磷酸化，而被激活的PKA进一步诱导HSL的磷酸化以及激活ATGL，由此开启脂肪分解的进程^{［34，35］}。转录因子环磷酸腺苷反应元件结合蛋白（CREB）的激活过程在脂肪生成与分解等多个环节中都占据着关键地位，PKA能够催化CREB发生磷酸化，进而激活下游靶基因的转录和翻译过程，从而对整个脂肪代谢过程产生深远影响^{［36，37］}。鉴于cAMP/PKA/CREB通路对脂肪分解的重要作用，本研究聚焦于SCU对诱导成熟的3T3‑L1脂肪细胞脂肪分解以及对该通路激活情况所产生的具体影响。

研究结果显示，SCU在不影响3T3‑L1脂肪细胞活力的前提下，成功降低了脂肪细胞内TG与TC的含量。在炎症相关细胞因子释放方面，SCU促进了抗炎因子IL‑4、IL‑6的释放，同时有效减少了促炎因子TNF‑α、IL‑1β的生成。此外，还上调了Ucp‑等生热基因的表达。值得注意的是，SCU能够通过激活PKA，促进对CREB的磷酸化，继而提升HSL磷酸化水平并上调ATGL的表达，以此促进脂肪细胞的脂肪分解过程。

综上所述，本研究认为SCU可能是通过激活cAMP/PKA/CREB信号通路，发挥其降脂的功效，为进一步深入探究SCU在脂肪代谢相关疾病治疗中的应用潜力提供了重要的理论依据和实验基础，为相关领域的研究和临床实践带来新的思路和方向。

作者贡献度说明：

陈延绅：完成实验与指标检测、撰写论文；方晨曦：数据分析、检索文献；田冲冲：数据分析；张琦：设计实验、论文修改、最后校审。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

参考文献

[1] Fahed G， Aoun L， Bou Zerdan M， et al. Metabolic syndrome： Updates on pathophysiology and management in 2021［J］. Int J Mol Sci， 2022， 23（2）： 786.

[2] Silveira Rossi JL， Barbalho SM， Reverete de Araujo R， et al. Metabolic syndrome and cardiovascular diseases： Going beyond traditional risk factors［J］. Diabetes Metab Res Rev， 2022， 38（3）： e3502.

[3] Belladelli F， Montors F， Martini A. Metabolic syndrome， obesity and cancer risk［J］. Curr Opin Urol， 2022， 32（6）： 594‑597.

[4] Iafrate M， Ermacora C， Morlacco A， et al. Metabolic syndrome and andrological diseases［J］. Panminerva Med， 2022， 64（3）： 324‑328.

[5] Kim JE， Kim JS， Jo MJ， et al. The roles and associated mechanisms of adipokines in development of metabolic syndrome［J］. Molecules， 2022， 27（2）：334.

[6] Sakers A， DE Siqueira MK， Seale P， et al. Adipose‐tissue plasticity in health and disease［J］. Cell， 2022， 185（3）： 419‑446.

[7] Maniyadath B， Zhang Q， Gupta RK， et al. Adipose tissue at single‑cell resolution［J］. Cell Metab， 2023， 35（3）：386‑413.

[8] Marcelin G， Gautier EL， Clement K. Adipose tissue fibrosis in obesity： Etiology and challenges［J］. Annu Rev Physiol， 2022， 84： 135‑155.

[9] Yang Loureiro Z， Solivan‑Rivera J， Corvera S. Adipocyte heterogeneity underlying adipose tissue functions［J］. Endocrinology， 2022， 163（1）： bqab138.

[10] Li B， Sun S， Li JJ， et al. Adipose tissue macrophages： Implications for obesity‑associated cancer［J］. Mil Med Res， 2023， 10（1）： 1.

[11] Kersten S. The impact of fasting on adipose tissue metabolism［J］. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids， 2023， 1868（3）： 159262.

[12] Ahmed B， Sultana R， Greene MW. Adipose tissue and insulin resistance in obese［J］. Biomed Pharmacother， 2021， 137： 111315.

[13] Longo M， Zatterale F， Naderj J， et al. Adipose tissue dysfunction as determinant of obesity‑associated metabolic complications［J］. Int J Mol Sci， 2019， 20（9）： 2358.

[14] Guerreiro VA， Carvaho D， Freitas P. Obesity， adipose tissue， and inflammation answered in questions［J］. J Obes， 2022， 2022（1）： 2252516.

[15] Zhao S， Kusminski CM， Scherer PE. Adiponectin， leptin and cardiovascular disorders［J］. Circ Res， 2021， 128（1）：136‑149.

[16] Li X， Ren Y， Chang K， et al. Adipose tissue macrophages as potential targets for obesity and metabolic diseases［J］. Front Immunol， 2023， 14： 1153915.

[17] Mills EL， Pierce KA， Jedrychowski MP， et al. Accumulation of succinate controls activation of adipose tissue thermogenesis［J］. Nature， 2018， 560（7716）： 102‑106.

[18] Mu WJ， Zhu JY， Chen M， et al. Exercise‑mediated browning of white adipose tissue： Its significance， mechanism and effectiveness［J］. Int J Mol Sci， 2021， 22（21）： 11512.

[19] Herz CT， Kiefer FW. Adipose tissue browning in mice and humans［J］. J Endocrinol， 2019，241（3）： R97‑R109.

[20] Symonds ME， Pope M， Bloor I， et al. Adipose tissue growth and development： The modulating role of ambient temperature［J］. J Endocrinol， 2021， 248（1）： R19‑R28.

[21] Parson JC， Zhang X， Craft CS， et al. Development and expansion of intramuscular adipose tissue is not dependent on UCP‑1‑lineage cells in mice［J］. J Orthop Res， 2023， 41（12）： 2599‑2609.

[22] Dai J， Li C， Zhao L， et al. Scutellarin protects the kidney from ischemia/reperfusion injury by targeting Nrf2［J］. Nephrology， 2022， 27（8）： 690‑700.

[23] Peng L， Wen L， Shi QF， et al. Scutellarin ameliorates pulmonary fibrosis through inhibiting NF‑κB/NLRP3‑mediated epithelial‑mesenchymal transition and inflammation［J］. Cell Death Dis， 2020， 11（11）： 978.

[24] Zeng S， Chen L， Sun Q， et al. Scutellarin ameliorates colitis‑associated colorectal cancer by suppressing Wnt/β‑catenin signaling cascade［J］. Eur J Pharmacol， 2021， 906： 174253.

[25] Chen S， Li R， Chen Y， et al. Scutellarin enhances anti‑tumor immune responses by reducing TNFR2‑expressing CD4⁺ Foxp3⁺ regulatory T cells［J］. Biomed Pharmacother， 2022， 151： 113187.

[26] Ju S， Tan L， Liu P， et al. Scutellarin regulates osteoarthritis in vitro by inhibiting the PI3K/AKT/mTOR signaling pathway［J］. Mol Med Rep， 2021， 23（1）： 83.

[27] 田冲冲， 张琦， 包小波， 等. 灯盏花乙素对黑色素瘤B16体内外的作用及机制研究［J］.食品工业科技， 2023， 44（17）： 406‑412.

[28] Tian CC， Zhang Q， Bao XB， et al. Effect of Scutellarin on Melanoma B16 in vitro and in vivo and its mechanism ［J］. Sci Technol Food Ind， 2023， 44（17）： 406‑412.

[29] 张琦， 田冲冲， 张洋， 等. 灯盏花乙素通过PPARγ‑PGC1α‑UCP1通路改善小鼠肥胖作用及机制［J］. 药物评价研究， 2024， 47（8）： 1787‑1796.

[30] Zhang Q， Tian CC， Zhang Y， et al. Scutellarin ameliorates obesity in high‑fat fed mice by regulating PPARγ‑PGC1α‑UCP1 signaling pathway［J］. Drug Eval Res， 2024， 47（8）： 1787‑1796.

[31] 中华医学会健康管理学分会， 《中华健康管理学杂志》编辑委员会， 国家老年疾病临床医学研究中心（湘雅医院）， 等. 成人代谢综合征防控健康教育专家共识［J］. 中华健康管理学杂志， 2024， 18（2）： 81‑92.

[32] Chinese Society of Health Management， Chinese Journal of Health Management Editorial Committee， National Research Center for Clinical Medicine of Geriatric Diseases （Xiangya Hospital）， et al. Expert consensus on health education for prevention and control of metabolic syndrome in adults［J］. Chin J Health Manage， 2024， 18（2）： 81‑92.

[33] Cremonini E， Da Silva LME， Lanzi CR， et al. Anthocyanins and their metabolites promote white adipose tissue beiging by regulating mitochondria thermogenesis and dynamics［J］. Biochem Pharmacol， 2024， 222： 116069.

[34] Wang R， Wei L， Wazir J， et al. Curcumin treatment suppresses cachexia‑associated adipose wasting in mice by blocking the cAMP/PKA/CREB signaling pathway. Phytomedicine［J］， 2023， 109： 154563.

[35] Silva D， Kacprzak K， Quintas C， et al. Activation of β‑adrenoceptors promotes lipid droplet accumulation in MCF‑7 breast cancer cells via cAMP/PKA/EPAC pathways［J］. Int J Mol Sci， 2023， 24（1）： 767.

[36] Lövfors W， Simonsson C， Komai AM， et al. A systems biology analysis of adrenergically stimulated adiponectin exocytosis in white adipocytes［J］. J Biol Chem， 2021， 297（5）： 101221.

[37] Ma D， Qu Y， Wu T， et al. Excessive fat expenditure in MCT‑induced heart failure rats is associated with BMAL1/REV‑ERBα circadian rhythmic loop disruption［J］. Sci Rep， 2024， 14（1）： 8128.

[38] Zhu Q， Guo L， An W， et al. Melatonin inhibits testosterone synthesis in Roosters Leydig cells by regulating lipolysis of lipid droplets［J］. Theriogenology， 2022， 189： 118‑126.

[39] Tang Y， Gao Y， Nie K， et al. Jiao‑tai‑wan and its effective component‑berberine improve diabetes and depressive disorder through the cAMP/PKA/CREB signaling pathway［J］. J Ethnopharmacol， 2024， 324： 117829.

[40] Zhao Y， Li S， Chen Y， et al. Histone phosphorylation integrates the hepatic glucagon‑PKA‑CREB gluconeogenesis program in response to fasting. ［J］ Mol Cell， 2023， 83（7）： 1093‑1108.e8.

基金资助

江苏省盐城市卫生健康委员会2023年度医学科研立项项目(YK2023097)