组织蛋白酶C通过介导中性粒细胞胞外陷阱释放促进动脉粥样硬化的发展

Cathepsin C promotes neutrophil extracellular trap release to aggravate the development of atherosclerosis

摘要

目的 探讨组织蛋白酶C（cathepsin C，CTSC）促进中性粒细胞胞外陷阱（neutrophil extracellular traps，NETs）释放在动脉粥样硬化（atherosclerosis， AS）进展中的作用及其潜在机制。 方法 从基因表达数据库（GEO）下载AS基因表达数据集GSE28829，使用GEO2R筛选差异表达基因（DEGs）。收集心源性猝死者（sudden cardiac death，SCD）组10例、冠心病患者（coronary heart disease，CHD）组10例和对照者（Control）组10例的冠状动脉，利用免疫组化染色冠脉中CTSC和NETs的标志物瓜氨酸组蛋白3（citrulline histone 3，Cit‑H3）和髓过氧化物酶（myeloperoxidase，MPO）的表达水平，通过Western blot检测CTSC的表达水平。采用ApoE^‑/‑ 小鼠并给予高脂饲料，构建AS模型。将小鼠随机分为3组：单纯高脂对照组（AS组）、腺相关病毒对照组（Con‑AAV‑KD组）和CTSC基因敲低组（CTSC‑AAV‑KD组），每组8只。使用H&E染色和油红O染色观察小鼠主动脉斑块形成和脂质沉积情况。使用Western blot检测人体和小鼠组织中CTSC及NETs标志物Cit‑H3和MPO的表达。 结果 在GSE28829数据集中，共鉴定出469个DEGs，其中上调398个，下调71个，CTSC表达上调。免疫组化和蛋白印迹结果显示：与Control组相比，CHD组和SCD组冠状动脉中CTSC的蛋白表达水平升高（P<0.001）；CHD组和SCD组NETs标志物Cit‑H3和MPO的蛋白表达水平升高（P<0.001）；敲低CTSC基因可降低ApoE^‑/‑ 小鼠主动脉斑块负荷和脂质沉积，并减少主动脉中NETs标志物Cit‑H3和MPO的蛋白表达（P<0.05），而与Control组相比，AS组中CTSC的表达水平上升（P<0.001）。人冠脉和小鼠主动脉相关性分析结果显示，CTSC与NETs存在相关关系，且人冠脉CTSC蛋白的相对表达和AS斑块的纤维帽厚度存在负相关关系。 结论 CTSC可能通过促进NETs的形成，加速AS的发展，从而加重冠心病的病情。

Abstract

Objective To investigate the role of Cathepsin C （CTSC） in promoting the release of neutrophil extracellular traps （NETs） in the progression of atherosclerosis （AS） and its potential mechanism. Methods The gene expression dataset GSE28829 for AS was downloaded from the Gene Expression Database （GEO）， and differentially expressed genes （DEGs） were screened using GEO2R. Collect coronary artery samples from 10 cases of sudden cardiac death （SCD）， 10 cases of coronary heart disease （CHD）， and 10 controls （Control）， and the expression levels of Citrulline histone 3 （Cit‑H3） and Myeloperoxidase （MPO）， markers of CTSC and NETs， were stained by immunohistochemistry in coronary arteries； And the expression levels of CTSC were detected by immunohistochemistry； The expression levels of CTSC were measured by Western blot. ApoE^‑/‑ mice were given high‑fat chow to construct an AS model. The mice were randomly divided into 3 groups： the pure high fat control group （AS group）， the adeno‑associated virus control group （Con‑AAV‑KD group）， and the CTSC knockdown group （CTSC‑AAV‑KD group）， with 8 mice in each group. Aortic plaque formation and lipid deposition in the mice were detected by H&E staining and Oil Red O staining. Expression of CTSC and NETs markers Cit‑H3 and MPO in human and mouse tissues was detected by Western blot. Results A total of 469 DEGs were identified in the GSE28829 dataset， of which 398 were up‑regulated and 71 down‑regulated， with up‑regulation of CTSC expression. Immunohistochemistry results showed that the expression level of CTSC in coronary arteries was increased in the CHD and SCD groups compared to the Control group （P<0.001）. The protein expression levels of NETs markers Cit‑H3 and MPO were increased in the CHD and SCD groups （P<0.001）； knockdown of the CTSC gene reduced aortic plaque burden and lipid deposition in ApoE^‑/‑ mice and decreased aortic protein expression of NETs markers Cit‑H3 and MPO （P<0.05）. And the expression level of CTSC was increased in the AS group compared to the Control group （P<0.001）. The results of the correlation analysis of human coronary arteries and mouse aorta showed that there was a correlation between CTSC and NETs， and a negative correlation between the relative expression of CTSC protein in human coronary arteries and the fibrous cap thickness of atherosclerotic plaques. Conclusion CTSC may accelerate the development of atherosclerosis by promoting the formation of NETs， thereby exacerbating coronary artery disease.

Graphical abstract

关键词

动脉粥样硬化 / 生物信息学 / 组织蛋白酶C / 中性粒细胞胞外陷阱

Key words

Atherosclerosis / Bioinformatics / Cathepsin C / Neutrophil extracellular trap

动脉粥样硬化（atherosclerosis， AS）疾病是导致全球范围内患者死亡的主要原因之一^［1］。它不仅是冠状AS的基本病理生理基础，也是心肌梗死、缺血性心脏病发作和心源性猝死（sudden cardiac death，SCD）等心血管疾病的重要诱因^［2，3］。AS是一种以炎症浸润和血管壁脂质沉积为特征的慢性疾病。高脂血症会导致内皮细胞受损，促进脂质沉积和随后的斑块形成。既往研究表明，高脂血症可诱导中性粒细胞增多，而中性粒细胞增多与AS和AS相关疾病中性粒细胞呈正相关^［4，5］。在高脂饮食（high‑fat diet，HFD）的ApoE^‑/‑小鼠中，血清中白细胞和中性粒细胞计数增加；另外，ApoE^‑/‑小鼠AS斑块的大小与循环中性粒细胞计数呈正相关^［4］。消耗ApoE^‑/‑小鼠的中性粒细胞后，发现在病变的早期，ApoE^‑/‑小鼠主动脉根部AS病变形成的程度明显降低^［6，7］。

中性粒细胞不仅通过直接的炎症作用影响AS的进展，还可通过形成中性粒细胞胞外陷阱（neutrophil extracellular traps，NETs）促进AS的发展。Xiao等^［8］研究表明，中性粒细胞膜结合蛋白酶3（PR3）可以被组织蛋白酶C（cathepsin C，CTSC）调控，促进白细胞介素‑1β（IL‑1β）的加工和核因子κB（NF‑κB）的活化，从而上调IL‑6和CCL3的表达，这促进了中性粒细胞的募集，诱导中性粒细胞产生活性氧（ROS）并形成NETs。NETs能够降解血栓软蛋白‑1（TSP‑1）进而促进癌细胞在肺部的转移性生长。

CTSC是一种溶酶体半胱氨酸蛋白酶，与动脉粥样硬化症、韦格纳肉芽肿病、类风湿性关节炎、肺炎和病毒感染等多种炎症性疾病有关。Dai等^［9］研究发现，CTSC的蛋白表达在冠状动脉粥样硬化性心脏病的斑块中明显上调，并通过黏附斑激酶（focal adhesion kinase，FAK）诱导的p38/MAPK信号通路调节巨噬细胞M1极化，这促进了炎症因子的释放，进而增加了炎症反应。另有研究发现，CTSC在冠状动脉组织中的表达上调可能促进了TNF‑α的表达，从而影响冠心病的发生、发展^［10］。

然而，目前CTSC在AS中的作用及其与NETs之间的关系尚不明确。因此，本研究主要探讨CTSC通过促进NETs形成在AS发生、发展中的作用及其潜在机制，以期为AS的防治提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 实验样本及材料

1.1.1 收集人体冠状动脉样本

采集2021年1~12月在贵州医科大学法医司法鉴定中心进行尸体解剖死者的冠状动脉，对照（Control）组10例、冠心病（CHD）组10例、冠心病猝死（SCD）组10例，共30例。本研究获得贵州医科大学伦理委员会的批准（批准号：2021187）。

1.1.2 实验动物

购买32只6~8周龄，雄性ApoE^‑/‑小鼠。实验设施合格证编号：SYXK（黔）2018‑0001。本研究获得贵州医科大学动物伦理委员会审查批准（批准号：2101192），并遵守动物伦理相关规定。

1.1.3 主要试剂

CTSC敲低腺相关病毒（上海吉凯生物），油红O染色试剂盒（北京Solarbio），CTSC抗体（1∶1 000，上海Absin），免疫组化染色试剂盒、H&E染色试剂盒（北京中杉金桥），MPO抗体（1∶1 000，武汉Proteintech），Cit‑H3（1∶1 000，武汉Proteintech）。

1.1.4 主要仪器

光学显微镜（日本Olympus）、全自动冷冻切片机（德国Leica）、化学发光成像系统、PAC300型垂直电泳仪、湿式转印槽（美国Bio‑Rad）。

1.2 生物信息学分析

1.2.1 数据采集

在基因表达综合数据库（gene expression comprehensive database，GEO；https： //www.ncbi.nlm.nih.gov/geo）以“atherosclerosis”为关键词进行检索，筛选与AS相关的基因，选择GSE28829的AS数据集，其中包含13例早期AS斑块和16例晚期AS斑块。

1.2.2 PCA分析

为了验证该芯片组内数据的可重复性和相似性，使用了主成分分析（principal component analysis，PCA），并作图展示。

1.2.3 筛选差异表达基因（differential expression genes，DEGs）

本研究使用了GEO2R工具（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/geo2r/）筛选早期AS斑块和晚期AS斑块的DEGs，|logFC|≥1和P<0.05为筛选标准；使用Hiplot（https：//hiplot.com.cn/）绘制热图和火山图。

1.3 实验方法

1.3.1 人体冠状动脉处理与分组

剥离冠状动脉，4%多聚甲醛固定，石蜡包埋，制作切片。根据尸检结果并结合法医鉴定书进行分组，将人体冠状动脉分为3组：Control组（10例）、CHD组（10例）、SCD组（10例）。Control组纳入标准：（1）病理检查未发现任何心脏病或冠状动脉狭窄；（2）常见毒药物检测阴性。CHD组纳入标准：组织学检查确诊冠状动脉有粥样斑块形成。SCD组纳入标准：（1）符合CAD标准（胆固醇结晶、出血等）的病例；（2）死亡时间≤3 d。排除标准：组织自溶、腐败；病理检查发现有高血压性心脏病及其他心脏疾病。

1.3.2 构建AS模型与注射腺相关病毒分组

8只普通饮食小鼠为对照组（Control）。24只小鼠随机分为3组：高脂（AS）组、腺相关病毒对照（Con‑AAV‑KD）组和CTSC基因敲低（CTSC‐AAV‑KD）组，每组8只。每周给CTSC‑AAV‑KD组小鼠通过尾静脉注射CTSC特异性腺相关病毒，构建ApoE^‑/‑ 小鼠靶向敲低CTSC体系；Con‐AAV‐KD组小鼠每周通过尾静脉注射对照腺相关病毒；AS组不做任何处理。所有小鼠自由进食高脂饲料，持续16周后在麻醉下处死并收集主动脉，一部分主动脉保存于-80 ℃冰箱中，另一部分主动脉用4%多聚甲醛固定后制作石蜡切片。

1.3.3 检测CTSC、NETs（Cit‑H3和MPO）在冠状动脉和小鼠主动脉中的表达

取“1.3.1”和“1.3.2”中后一部分动脉组织进行IHC染色和H&E染色，IHC染色：切片脱蜡至水、过氧化氢封闭、抗原修复、山羊血清封闭，一抗及二抗孵育、DAB显色液显色、复染与反蓝、脱水、封片、拍照；H&E染色：脱蜡水化、苏木精染色、分化反蓝、伊红染色、脱水、透明、封片。取“1.3.1”前一部分动脉组织进行Western blot：提取组织蛋白，进行SDS‑PAGE电泳、转膜、快速封闭，孵育一抗及二抗、ECL试剂显影，ImageJ软件分析条带。

1.3.4 油红O染色

取“1.3.2”主动脉中一部分制作冰冻切片，进行油红O染色，观察脂质沉积情况。

1.4 统计学处理

使用SPSS 22.0、GraphPad Prism（版本9.5.1）对数据进行统计分析，计量资料以\overline{x}\pm s表示，使用t检验进行2组间比较、单因素方差分析用于多组间比较。相关性分析采用Pearson法。P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 生物信息学原始数据标准化处理及PCA分析

在进行差异表达分析之前，首先对表达矩阵进行归一化处理（图1A），在主成分分析中，晚期AS组各样本之间的距离较近，早期AS组各样本之间的距离也较近，而2组间距离越远，且无明显交集，显示出良好的区分（图1B）。

2.2 DEGs的筛选鉴定

对GSE28829数据集进行标准化处理，随后运用GEO2R工具进行DEGs的筛选分析。共识别出469个差异表达基因，其中398个基因上调，71个基因下调。火山图（图2A）和热图（图2B）直观地展示了这些基因的表达变化。CTSC基因在晚期斑块中的表达水平明显上调。

2.3 CTSC在人冠状AS中的表达

H&E染色结果显示，Control组冠状动脉内膜光滑、管腔通畅；CHD组冠状动脉内膜纤维性增厚，纤维帽下可见坏死核心物。与Control组和CHD组相比，SCD组斑块面积明显增加，存在斑块破裂，血管腔高度狭窄（图3A）。免疫组化染色结果显示，CTSC的阳性表达主要在泡沫细胞胞质中，在CHD组和SCD组中CTSC的阳性表达均明显高于Control组（F＝676.7，P<0.05）；且与CHD组相比，SCD组的CTSC阳性表达明显增加（P<0.05），见图3B、C。Western blot结果与免疫组化染色一致（F＝130.3，P<0.05），见图3D、E。

2.4 NETs在人类冠状AS中的表达

免疫组化结果显示，与Control组相比，NETs标志物Cit‑H3和MPO在CHD组和SCD组冠状动脉中的表达明显上调，见图4A。同时通过统计分析显示，差异具有统计学意义（F_Cit‑H3＝135.0，F_MPO＝29.78，P<0.05），见图4B、C。

2.5 敲低CTSC后对小鼠主动脉AS斑块形成的影响

通过H&E染色观察，CTSC‑AAV‑KD组小鼠的主动脉AS斑块面积明显小于Con‑AAV‑KD组，且差异具有统计学意义（F＝58.85，P<0.05）。此外，油红O染色的结果也显示，CTSC‐AAV‑KD组小鼠主动脉中的粥样硬化斑块脂质沉积较Con‑AAV‑KD组明显减少（F＝737.0，P<0.05）。免疫组化分析进一步表明，CTSC‑AAV‑KD组小鼠主动脉中CTSC蛋白的表达水平明显低于Con‑AAV‑KD组，具有统计学意义（F＝139.5，P<0.05）。见图5A~F。

2.6 敲低CTSC后对小鼠主动脉NETs表达的影响

免疫组化分析结果显示，CTSC‑AAV‑KD组小鼠主动脉中Cit‑H3和MPO蛋白的表达水平较Con‑AAV‑KD组有明显下降，且这种差异具有统计学意义（F_Cit‑H3＝43.74，F_MPO＝137.6，P<0.05），见图6。

2.7 CTSC和NETs的表达与小鼠主动脉斑块面积的相关性分析及CTSC表达与NETs表达的相关性分析

相关性分析显示，随着主动脉斑块面积增加，CTSC、Cit‑H3和MPO的表达水平明显上调且主动脉斑块中CTSC、Cit‑H3和MPO的表达与斑块面积呈正相关（r＝0.731，P＝0.007；r＝0.769，P＝0.001；r＝0.687，P＝0.013），见图7A~C；此外，主动脉中CTSC与Cit‑H3和MPO的表达呈正相关（r＝0.847，P＝0.000；r＝0.849，P＝0.000），见图7D、E。

2.8 CTSC和NETs的表达与人冠脉斑块面积的相关性分析及CTSC表达与NETs表达的相关性分析

相关性分析结果显示，随着冠状动脉斑块面积增加，CTSC、Cit‑H3和MPO的表达上调且在冠状动脉中CTSC、Cit‑H3和MPO的表达与斑块面积呈正相关（r＝0.887，P＝0.000；r＝0.966，P＝0.000；r＝0.909，P＝0.000），见图8A~C；此外，冠状动脉粥样斑块中CTSC、与Cit‑H3和MPO的表达呈正相关（r＝0.802，P＝0.000；r＝0.938，P＝0.000），见图8D、E。

2.9 CTSC蛋白相对表达与人冠脉斑块中纤维帽厚度的相关性分析

相关性分析结果显示，CTSC蛋白相对表达的值为0.084±0.067，冠脉纤维膜厚度的值为（17.766±14.876） μm，见表1；CTSC蛋白相对表达和纤维帽厚度相关性分析线图显示r＝-0.638，P＝0.014，P<0.05，表明二者呈明显负相关关系（P<0.05），见图9。

3 讨论

AS是一种慢性炎症性疾病，其特征是炎症细胞和脂质在血管壁的积累。AS的发展与多种炎性细胞密不可分，如中性粒细胞、巨噬细胞、T细胞等。这些细胞通过释放炎症因子（如IL‑1β、IL‑6、IL‑10、TNF‑α、IFN‑γ等）加剧炎症反应、影响脂质代谢，促进AS的进展^{［11‑15］}。本研究探讨了CTSC在AS中的作用，特别是在炎症反应和NETs形成中的功能。

CTSC是一种溶酶体半胱氨酸蛋白酶，广泛参与多种炎症疾病，包括癌症、慢性阻塞性肺疾病、自身免疫性疾病以及AS性心血管疾病（ASCVD）^{［16‑18］}。有研究表明CTSC参与了调节炎症细胞因子的产生，影响炎症细胞（如中性粒细胞和巨噬细胞）、免疫细胞（如T细胞）的募集、黏附、转运、活化等过程^［8，19］。

在AS的研究中，CTSC借助FAK激活的p38/MAPK信号通路调控巨噬细胞向M1型极化，进而推动炎症因子的分泌，加剧局部慢性炎症反应^［9］。此外，相关研究发现，CTSC与TNF‑α存在正相关性。CTSC在冠状动脉组织中的表达上调可能促使TNF‑α表达增加，进而对冠心病的发生与发展产生影响^［10］。本研究通过生物信息学分析，从AS基因表达数据集GSE28829中筛选了469个DGEs，发现与早期AS组相比，晚期AS组CTSC表达上调，与本次实验人体冠脉及小鼠主动脉组织中的IHC和Western blot表达趋势一致。这一结果与以往研究一致，表明了CTSC可能通过多通路协同作用，塑造促AS的炎症微环境，参与AS的发展。

多个研究表明中性粒细胞参与了AS的发生、发展，早期中性粒细胞可以加重内皮功能障碍，吸引白细胞，特别是单核细胞迁移至病变部位，并促进泡沫细胞的形成^{［20‑22］}；晚期斑块暴露于中性粒细胞来源的蛋白酶和活性氧中，导致斑块不稳定^{［23，24］}。中性粒细胞参与了AS病变的各阶段，包括AS斑块形成、发展阶段，斑块破裂阶段及破裂后血栓形成阶段^［25］。

NETs是由中性粒细胞释放的一种大网状结构。作用机制涉及捕获病原体并促进其清除，但同时也对宿主组织造成损伤，特别是在血管系统中^［26］。在中性粒细胞分化过程中，CTSC可以激活中性粒细胞弹性蛋白酶（neutrophil elastase，NE）、PR3和CTSG酶等蛋白酶，这些蛋白酶在炎症反应和NETs形成中起着重要的作用^{［27，28］}。NETs通过激活内皮细胞、增加血管通透性，以及增强局部的炎症反应，直接加剧了AS的进展^［29］。之前的研究表明，CTSC可以通过CTSC‑PR3‑IL‑1β轴诱导中性粒细胞活性氧的产生和NETs的形成，下调TSP‑1来支持癌细胞在肺部的转移生长^［8］。本研究的结果显示，随着CTSC表达的增加，NETs标志物Cit‑H3和MPO的表达也相应增加，此外，敲低CTSC基因观察到小鼠AS斑块中NETs形成明显减少。这一发现提示CTSC在AS中的作用可能是通过促进NETs的形成而实现的。这些数据提示，CTSC与NETs之间存在协同作用，共同推动了AS病变的发展。

同时斑块稳定性与细胞外基质（ECM）的完整性密切相关。本研究通过相关性分析发现，CTSC高表达与纤维帽变薄、斑块稳定性下降明显相关。机制上，CTSC一方面通过激活弹性蛋白酶加速ECM成分（如胶原、弹性蛋白）降解^{［30，31］}。本研究通过相关性分析发现，随着CTSC的增加，斑块稳定性下降，且与纤维帽厚度呈明显负相关关系；推测CTSC的过度表达会加速ECM的降解，削弱斑块的机械强度，使其更容易受到血流动力学压力的影响而发生破裂。此外，纤维帽变薄也使得斑块内的坏死核心更易暴露于血液中，进一步加剧炎症反应和血栓形成的风险。此外，本研究还表明，CTSC通过促进NETs的形成，对AS斑块的不稳定性产生影响，说明NETs的产生可能是一把双刃剑，一方面，它可以通过其网状结构将病原体“包围”并限制其扩散，另一方面它对宿主组织造成损伤，加剧了ECM的降解过程，导致斑块稳定性下降，并且CTSC促进了NETs的释放，可诱导更多的炎症因子释放，进一步破坏ECM，加速斑块的不稳定性。这提示在抗炎治疗和AS斑块稳定化方面，两者可能是一个潜在的治疗靶点。

尽管本研究揭示了CTSC通过促进NETs形成在AS中的作用，但仍存在一些局限性。首先，本研究只选取了一个研究中心的样本，可能存在人体冠脉样本选择偏差，未来可以增加样本量来提高结果的普遍性。其次，本研究仅验证CTSC敲低后对NETs及AS形成中的作用，尚未进行CTSC过表达验证，而不同表达水平下CTSC促进NETs的作用机制非常重要。另外，本研究仅通过CTSC‐PR3‑IL‑1β轴去研究机制，但是它在其他炎症通路的研究也成为后续研究的重点。

综上，本研究结合了CTSC和NETs在AS中的作用，提示CTSC在AS中的多重促进作用，其通过调控NETs的形成，加剧炎症反应，削弱ECM的稳定性，增加斑块破裂和血栓生成的风险，这些结果不仅对AS的研究提供了一个全新的视野，同时对于全面理解CTSC在AS中的研究具有一定的创新，为AS的预防和治疗提供了新的理论依据。

作者贡献度说明：

王小丽：负责实验和指标检测及撰写文稿；夏冰，安洋：负责样本收集和实验方法指导；王杰和戴佳琳：负责基金资助和实验设计指导，及进行最后校审。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

科研速递

我校空天医学新成果：从“太空实验”到“临床转化”，髓核细胞力学感知通路破译，局部给药逆转椎间盘退变

“向天图强”是海南省“五向图强”战略的关键一环。海南医科大学将“向天图强”确立为“十五五”学科规划的重点发展方向，全力布局空天生命科学领域，聚焦空间病理生理机制与靶点发现，致力打造“从空间到临床”的医学创新策源地。

在此战略布局下，海南医科大学（海南省医学科学院）邹卫国团队联合空军军医大学西京医院高博、罗卓荆课题组在国际期刊《Cell Death and Differentiation》（《细胞死亡和分化》）上在线发表题为“Targeting AMPK signaling in nucleus pulposus cells ameliorates spaceflight microgravity-induced intervertebral disc degeneration”的研究成果。

该研究从以下三个方面进行：

1.太空实验溯源：真实微环境下锁定“重力缺失”靶点

研究人员首次将髓核细胞送入中国空间站，在真实太空微重力条件下发现：机械敏感离子通道PIEZO1表达显著下降，伴随细胞外基质（ECM）代谢紊乱。这一发现从源头证实，重力缺失会直接削弱髓核细胞的力学感知能力。

同时，在地面腰椎失稳大鼠模型及不同退变程度的人类椎间盘样本中，PIEZO1表达水平均随退变加重而同步降低——天上地下互为印证，共同指向PIEZO1是维持髓核稳态的核心“力学传感器”。

2.通路破译：从力学失稳到细胞凋亡的完整“翻译”链条

髓核特异性Piezo1敲除小鼠实验表明，仅髓核细胞的Piezo1缺失即可独立诱发自发性椎间盘退变，并导致脊柱功能单位抗压能力下降与应力分布异常。机制上，研究完整揭示了“PIEZO1‑Ca²⁺‑钙调磷酸酶‑AMPK”信号轴：PIEZO1功能缺失时，AMPK被异常激活，驱动细胞凋亡与ECM代谢紊乱，完成了从力学感知到细胞命运的全链条解析。

3.转化验证突破：局部缓释给药实现椎间盘退变“逆转”

基于上述机制，团队在大鼠尾椎穿刺模型中，将AMPK抑制剂负载于介孔二氧化硅中，局部注射至受损椎间盘实现持续缓释。影像学与组织学分析证实：退变进程显著延缓；椎间盘高度与结构完整性得到有效恢复。这一策略避开了全身用药的副作用风险，具备精准、安全、可操作性强的转化优势。

该研究完成了“太空实体验证—信号通路破译—局部给药逆转”的闭环，确立了髓核作为脊柱力学核心单元的定位，并明确了PIEZO1‑AMPK轴作为干预靶点的转化潜力。

参考文献

[1] Tsao CW， Aday AW， Almarzooq ZI， et al. Heart disease and stroke statistics‑2022 update： A report from the American heart association［J］. Circulation， 2022，145 （8）：e153‑e639.

[2] Sun KH， Yang MF， Xu XR， et al. Comparative pharmacokinetics of seven major compounds in normal and atherosclerosis mice after oral administration of Simiao Yong'an Decoction［J］. Evid Based Complement Alternat Med， 2022，2022：4604601.

[3] Li X， Shang X， Sun L. Tacrolimus reduces atherosclerotic plaque formation in ApoE^‑/‑ mice by inhibiting NLRP3 inflammatory corpuscles［J］. Exp Ther Med， 2020，19（2）：1393‑1399.

[4] Lavillegrand JR， Al‑Rifai R， Thietart S， et al. Alternating high‑fat diet enhances atherosclerosis by neutrophil reprogramming［J］. Nature， 2024，634（8033）：447‑456.

[5] Zhao T， Jiang Q， Li W， et al. Antigen‑presenting cell‑like neutrophils foster T cell response in hyperlipidemic patients and atherosclerotic mice［J］. Front Immunol， 2022，13：851713.

[6] Catz SD， McLeish KR. Therapeutic targeting of neutrophil exocytosis［J］. J Leukoc Biol， 2020，107（3）：393‑408.

[7] Martinez‑Campanario MC， Cortés M， Moreno‑Lanceta A， et al. Atherosclerotic plaque development in mice is enhanced by myeloid ZEB1 downregulation［J］. Nat Commun， 2023，14（1）：8316.

[8] Xiao YS， Cong M， Li JT， et al. Cathepsin C promotes breast cancer lung metastasis by modulating neutrophil infiltration and neutrophil extracellular trap formation［J］. Cancer Cell， 2021，39（3）：423‑437.e7.

[9] Dai J， Liu J， Zhang Q， et al. Cathepsin C is involved in macrophage M1 polarization via p38/MAPK pathway in sudden cardiac death［J］. Cardiovasc Ther， 2021，2021：6139732.

[10] 张琼， 万昌武， 于燕妮， 等. 组织蛋白酶C和肿瘤坏死因子α在人冠脉组织中的表达及其与冠心病的相关性研究［J］. 中国病理生理杂志， 2020，36（12）：2133‑2138.

[11] Zhang Q， Wang CW， Yu YN， et al. Expression of cathepsin C and tumor necrosis factor‑ α in human coro‑nary artery and their relationships with coronary heart disease［J］.Chin J Pathophysiol，2020，36（12）：2133‑2138.

[12] 李志明， 王铭洁. 细胞因子在动脉粥样硬化发病中的作用机制及相关治疗举措研究现状［J］. 生理学报， 2021，73（3）：501‑508.

[13] Li ZM， Wang MJ. Current studies of cytokines in the pathogenesis of atherosclerosis and its therapeutic measures［J］. Acta Physiologica Sinica，2021，73（3）：501‑508.

[14] Liu H， Li Y， Lin N， et al. Interleukin‑1β promotes Ox‑LDL uptake by human glomerular mesangial cells via LOX‑1［J］. Int J Med Sci， 2020，17（8）：1056‑1061.

[15] Li X， Guo D， Chen Y， et al. Effects of altered levels of pro‑ and anti‑inflammatory mediators on locations of in‑stent reocclusions in elderly patients［J］. Mediators Inflamm， 2020，2020：1719279.

[16] Lopez‑Pedrera C， Barbarroja N， Patiño‑Trives AM， et al. Role of microRNAs in the development of cardiovascular disease in systemic autoimmune disorders［J］. Int J Mol Sci， 2020，21（6）：2012.

[17] Lin S， Zhu P， Jiang L， et al. Neutrophil extracellular traps induced by IL‑1β promote endothelial dysfunction and aggravate limb ischemia［J］. Hypertens Res， 2024，47（6）：1654‑1667.

[18] 彭海龙， 杨媛， 秦满. 掌跖角化‑牙周破坏综合征（一家系）组织蛋白酶C基因突变及功能分析［J］. 口腔医学研究， 2022，38（7）：616‑621.

[19] Peng HL， Yang Y， Qin M. Cathepsin C gene mutations and functional analysis of a Chinese papillon‑lefèvre syndrome family［J］. J Oral Sci Res，2022，38（7）：616‑621.

[20] 于铭， 李靖， 曲鹏. 半胱氨酸组织蛋白酶在动脉粥样硬化形成发展中的作用研究进展［J］. 中华高血压杂志， 2021，29（2）：115‑120.

[21] Yu M， Li J， Qu P. Research progress on the role of cysteine proteases in the formation and development of atherosclerosis［J］.Chin J Hypertens，2021，29（2）：115‑120.

[22] Dang YZ， Chen XJ， Yu J， et al. Cathepsin C promotes colorectal cancer metastasis by regulating immune escape through upregulating CSF1［J］. Neoplasma， 2023，70（1）：123‑135.

[23] Pillay J， Hietbrink F， Koenderman L， et al. The systemic inflammatory response induced by trauma is reflected by multiple phenotypes of blood neutrophils［J］. Injury， 2007，38（12）：1365‑1372.

[24] Borregaard N， Theilgaard‑Mönch K， Cowland JB， et al. Neutrophils and keratinocytes in innate immunity‐cooperative actions to provide antimicrobial defense at the right time and place［J］. J Leukoc Biol， 2005，77（4）：439‑443.

[25] Wang Y， Shi Y， Shao Y， et al. S100A8/A9（hi） neutrophils induce mitochondrial dysfunction and PANoptosis in endothelial cells via mitochondrial complex Ⅰ deficiency during sepsis［J］. Cell Death Dis， 2024，15（6）：462.

[26] Feng X， Chen W， Ni X， et al. Metformin， macrophage dysfunction and atherosclerosis［J］. Front Immunol， 2021，12：682853.

[27] Chen P， Li X. NLRP3 inflammasome in atherosclerosis： Mechanisms and targeted therapies［J］. Front Pharmacol， 2024，15：1430236.

[28] Yang X， Ma Y， Chen X， et al. Mechanisms of neutrophil extracellular trap in chronic inflammation of endothelium in atherosclerosis［J］. Life Sci， 2023，328：121867.

[29] Lin S， Zhu P， Jiang L， et al. Neutrophil extracellular traps induced by IL‑1β promote endothelial dysfunction and aggravate limb ischemia［J］. Hypertens Res， 2024，47（6）：1654‑1667.

[30] Castanheira F， Kubes P. Neutrophils and NETs in modulating acute and chronic inflammation［J］. Blood， 2019，133（20）：2178‑2185.

[31] Cipolla D， Zhang J， Korkmaz B， et al. Dipeptidyl peptidase‑1 inhibition with brensocatib reduces the activity of all major neutrophil serine proteases in patients with bronchiectasis： Results from the WILLOW trial［J］. Respir Res， 2023，24（1）：133.

[32] Chitsamankhun C， Siritongtaworn N， Fournier B， et al. Cathepsin C in health and disease： From structural insights to therapeutic prospects［J］. J Transl Med， 2024，22（1）：777.

[33] Herías V， Biessen EA， Beckers C， et al. Leukocyte cathepsin C deficiency attenuates atherosclerotic lesion progression by selective tuning of innate and adaptive immune responses［J］. Arterioscler Thromb Vasc Biol， 2015，35（1）：79‑86.

[34] 张瑾， 李勇， 李剑， 等. Cystatin C/组织蛋白酶在动脉粥样硬化中的作用机制及与冠心病流行病学研究［J］. 国际心血管病杂志， 2009，36（5）：264‑266，273.

[35] Zhang J， Li Y， Li J， et al. Cystatin C/tissue protease in atherosclerosis mechanism of action and epidemiological studies on coronary heart disease［J］.Int J Cardiovasc Dis，2009，36（5）：264‑266，273.

[36] Ly TD， Lindenkamp C， Kara E， et al. The impact of inflammatory stimuli on Xylosyltransferase‑Ⅰ regulation in primary human dermal fibroblasts［J］. Biomedicines， 2022，10（6）：1451.