靶向抑制KDM1A调控肿瘤恶病质骨骼肌降解的作用机制研究

Mechanism of targeted KDM1A in regulating skeletal muscle degradation during cancer Cachexia

摘要

目的 探讨组蛋白赖氨酸特异性去甲基化酶1A（KDM1A）在肿瘤恶病质骨骼肌降解中的调控作用及其分子机制。 方法 构建肿瘤恶病质小鼠模型与C2C12肌管细胞模型，随机分为4组：正常组（NC）、正常给药组（NC+KDM1Ai）、恶病质组（CC）、恶病质给药组（CC+KDM1Ai），通过RNA测序与生物信息学分析确定KDM1A对骨骼肌的关键调控功能；qPCR、Western blot、免疫荧光实验检测KDM1A、MuRF⁃1、Atrogin1表达水平；免疫荧光、苏木素⁃伊红（H&E）染色实验评估小鼠骨骼肌纤维横截面积（CSA）和肌管细胞直径；Western blot实验检测STAT3、pYSTAT3、H3K4me1、H3K4me2、H3K9me1、H3K9me2表达水平深入探究KDM1A。 结果 转录组数据分析显示KDM1A在肿瘤恶病质骨骼肌萎缩进程中发挥特异性功能。在小鼠与细胞肿瘤恶病质模型中，KDM1A、MuRF⁃1、Atrogin1的mRNA与蛋白表达水平明显上调（P<0.05）。抑制KDM1A可明显改善肿瘤恶病质小鼠体重下降速度及瘦体重、后肢肌肉重量、股四头肌重量、心脏重量和抓握力等指标（P<0.05）。在体内和体外实验中，抑制KDM1A后，小鼠肌纤维横截面积明显增大，肌管细胞直径明显增加，MuRF⁃1和Atrogin1的mRNA与蛋白表达水平明显下调（P<0.05）。与恶病质组相比，恶病质给药组组蛋白H3K4me1、H3K9me1和H3K9me2修饰水平明显上调（P<0.05），组蛋白甲基修饰水平改善。抑制KDM1A后，磷酸化STAT3表达水平明显下调（P<0.05），STAT3信号通路被抑制。 结论 KDM1A在肿瘤恶病质进程中表达上调并促进肌萎缩，抑制KDM1A对肿瘤恶病质骨骼肌降解起保护作用，组蛋白甲基化修饰水平的改善和STAT3信号通路的抑制是其发挥作用的可能机制。

Abstract

Objective To explore the regulatory role and molecular mechanism of Histone lysine⁃specific demethylase 1A （KDM1A） in skeletal muscle wasting during cancer cachexia. Methods Cancer cachexia mouse models and C2C12 myotube models were established and randomly divided into 4 groups： NC，NC+KDM1Ai，CC，CC+KDM1Ai. RNA sequencing and bioinformatics analysis were performed to identify the key regulatory functions of KDM1A in skeletal muscle. qPCR，Western blot and immunofluorescence were used to detect the expression levels of KDM1A， MuRF⁃1， and Atrogin1. Immunofluorescence and H&E staining were employed to evaluate the cross⁃sectional area （CSA） of skeletal muscle fibers and myotube diameter in mice. Western blot was conducted to analyze the expression of STAT3， phosphorylated STAT3 （pYSTAT3）， and histone methylation marks （H3K4me1， H3K4me2， H3K9me1， H3K9me2） to elucidate the regulatory mechanism of KDM1A. Results Transcriptomic data analysis revealed that KDM1A plays a specific role in muscle wasting during cancer cachexia. Both in vivo and in vitro cancer cachexia models， the mRNA and protein expression levels of KDM1A， MuRF⁃1， and Atrogin1 were significantly upregulated（P<0.05）. Inhibition of KDM1A markedly improved cachexia⁃related parameters in tumor⁃bearing mice， including the rate of body weight loss， lean mass， hindlimb muscle weight， quadriceps weight， heart weight， and grip strength（P<0.05）. In both animal and cellular experiments， KDM1A inhibition significantly increased the CSA of muscle fibers and myotube diameter， while downregulating the mRNA and protein levels of MuRF⁃1 and Atrogin1（P<0.05）. Compared to the cachexia group， the inhibitor⁃treated cachexia group exhibited upregulated histone methylation levels（H3K4me1， H3K9me1， and H3K9me2）， indicating improved histone methylation. KDM1A inhibition significantly reduced phosphorylated STAT3 levels（P<0.05）， suggesting suppression of the STAT3 signaling pathway. Conclusion KDM1A is upregulated during cancer cachexia and promotes muscle atrophy. Inhibition of KDM1A exerts a protective effect against muscle wasting in cancer cachexia， potentially through restoring histone methylation and inhibiting the STAT3 signaling pathway.

Graphical abstract

关键词

肿瘤恶病质 / 骨骼肌萎缩 / KDM1A / 组蛋白甲基化修饰 / STAT3信号通路

Key words

Cancer cachexia / Skeletal muscle atrophy / KDM1A / Histone methylation / STAT3 signaling pathway

肿瘤恶病质（cancer cachexia）是一种复杂的代谢综合征，常见于肿瘤发展的中晚期^［1］。流行病学资料显示，恶病质在超过50%的肿瘤患者中发展形成，并直接导致高达20%的肿瘤患者死亡^［2］。肿瘤恶病质的病理学特征主要表现为食欲减退、体重持续性下降、肌肉和脂肪组织降解，其中，骨骼肌的大量降解是影响患者生存质量与生存期的最重要原因^［3，4］。目前临床上主要采用运动锻炼联合营养补充疗法，尚未有针对性治疗药物^［5］，临床治疗需求未得到满足。因此探寻肿瘤恶病质骨骼肌降解新的分子靶点和代谢调控机制具有重要的临床意义。

组蛋白赖氨酸特异性去甲基化酶1A（KDM1A）是首个被鉴定出的组蛋白去甲基化酶^［6］，是一种重要的表观遗传发育调节因子。组蛋白甲基化修饰通常被认为是基因表达中重要且普遍存在的表观遗传调控机制^［7，8］。组蛋白的甲基与去甲基化平衡可调控基因转录的激活与抑制，影响细胞生命进程^［9］。KDM1A可特异性去除组蛋白H3K4me1/2、H3K9me1/2位点上的甲基化修饰，影响多种关键基因的转录表达情况。有研究表明KDM1A在不同类型的肿瘤中异常过度表达，并且与肿瘤细胞的生长、侵袭和转移有关，敲除或抑制KDM1A可以有效抑制肿瘤的发展^［10］。然而KDM1A在肿瘤恶病质进程中的表达情况和表观调控作用目前尚无研究。表观遗传修饰异常和能量代谢障碍是诱发肌肉萎缩的重要因素^［11］，因此本研究旨在探索靶向抑制KDM1A在肿瘤恶病质骨骼肌降解过程中的保护作用和分子机制，为临床治疗提供有效的潜在靶点和治疗策略。

1 材料与方法

1.1 实验材料与试剂

1.1.1 实验动物

6周龄雄性BALB/C小鼠购自江苏华创信诺医药科技有限公司，动物生产许可证号：SCXK（苏）2020⁃0009，动物使用许可证号：SYXK（苏）2019⁃0056。维持SPF状态，驯化并适应一周。在固定湿度、光照（12 h光照/12 h黑暗周期）和温度控制的条件下，食物和水供应充足。所有动物实验符合南京大学动物伦理规范，获得南京大学动物保护与使用委员会的批准（编号IACUC⁃2003124）。

1.1.2 实验细胞株

C26小鼠结直肠癌细胞系购买自CLS Cell Lines Service（德国）； C2C12小鼠成肌细胞购买自美国菌种保藏中心（American Type Culture Collection，ATCC）。C26细胞在含有10%胎牛血清和1%青霉素⁃链霉素的DMEM培养基中培养，C2C12细胞在含有10%胎牛血清和1%青霉素⁃链霉素的RPMI⁃1640培养基中培养。所有细胞在5%CO₂、37 ℃的恒温恒湿细胞培养箱中培养。

1.1.3 主要试剂

组蛋白赖氨酸特异性去甲基化酶1A 抑制剂（GSK⁃LSD1）（MedChemExpress，MCE，美国）；KDM1A、H3K4me1、H3K4me2、H3K9me1、H3K9me2抗体（Abcam，英国），MuRF⁃1、Atrogin1抗体（Santa Cruz，美国），pYSTAT3、STAT3抗体（Cell Signaling Technology，CST，美国），GAPDH抗体（Proteintech，中国），山羊抗兔IgG⁃HRP、山羊抗鼠IgG⁃HRP（弗德生物，中国）；逆转录试剂盒、SYBR Green qPCR 荧光定量预混液（诺维赞，中国）；qRT⁃PCR引物（金斯瑞，中国）；BCA蛋白定量试剂盒、Elisa试剂盒、抗荧光淬灭封片剂（碧云天，中国）；牛血清白蛋白BSA（博巧生物，中国）；DMEM培养基、RPMI⁃1640培养基、胎牛血清FBS（Gibco，美国），马血清HS（HyClone，美国），青霉素⁃链霉素双抗、胰酶（森贝伽，中国）。

1.2 实验方法

1.2.1 动物实验造模与分组

C26异体移植瘤诱导的小鼠恶病质模型建立方法：选取6周龄雄性BALB/C小鼠，将100 μL重悬于生理盐水的C26细胞接种于每只小鼠右身侧（细胞数量为6×10⁵个细胞/只）。造模周期为14~16 d。实验分组：将40只小鼠随机分为4组，于第7天开始腹腔注射生理盐水（100 μL）或GSK⁃LSD1（5 mg/kg，100 μL）给药处理：（1）正常组（NC）：正常非荷瘤小鼠注射生理盐水；（2）正常给药组（NC+KDM1Ai）：正常非荷瘤小鼠注射GSK⁃LSD1；（3）恶病质组（CC）：荷瘤恶病质造模小鼠注射生理盐水；（4）恶病质给药组（CC+KDM1Ai）：荷瘤恶病质造模小鼠注射GSK⁃LSD1。每日称重，记录体重变化。到达实验终点期，收集并记录瘦体重、股四头肌、心脏重量等数据。

1.2.2 细胞实验造模与分组

C26条件培养基（C26 CM）诱导的细胞恶病质模型建立方法：C2C12小鼠成肌细胞在含10%FBS的DMEM培养基中生长至100%汇合时，将其暴露于含2%HS的DMEM培养基中进行培养，隔天换液，4~7 d后可分化为成熟的肌管细胞。C26细胞在含10%FBS的RPMI⁃1640培养基中生长，每2天传代1次，收集培养48 h的细胞上清，通过0.22 μm过滤器过滤获得C26条件培养基。C26条件培养基处理肌管细胞24 h，诱导肌管细胞萎缩。实验分组：（1）正常组（NC）：正常肌管细胞；（2）正常给药组（NC+KDM1Ai）：正常肌管细胞，5 μmol/L GSK⁃LSD1处理；（3）恶病质组（CC）：萎缩肌管细胞；（4）恶病质给药组（CC+KDM1Ai）：萎缩肌管细胞，5 μmol/L GSK⁃LSD1处理。

1.2.3 免疫荧光染色

组织切片经烤片、脱蜡、抗原修复、通透流程，在室温封闭1 h，依次孵育一抗二抗，用含DAPI的抗荧光淬灭封片剂封片，在共聚焦荧光显微镜下镜检拍摄。细胞爬片经固定、通透流程，与组织切片类似处理后镜检拍摄。

1.2.4 H&E染色

收集组织，在4%多聚甲醛中固定至少24 h后石蜡包埋、切片，进行苏木素⁃伊红（H&E）染色。在光学显微镜下观察切片，并采用ImageJ软件对肌纤维横截面积进行统计分析。

1.2.5 实时荧光定量PCR（Quantitative real⁃time PCR，qRT⁃PCR）

使用Trizol试剂提取细胞或组织的总RNA，通过逆转录获得cDNA，用SYBR Green mix构建反应体系，进行qRT⁃PCR实验。本研究使用的内参基因为GAPDH。所有被测基因的引物序列见表1。

1.2.6 蛋白质免疫印迹实验（Western Blot）

提取细胞或组织蛋白，使用BCA试剂盒检测蛋白浓度，将等量的蛋白质溶解于5×上样缓冲液中。10%SDS⁃PAGE凝胶电泳分离蛋白，转移至PVDF膜上，5%BSA封闭1 h。加入一抗试剂4 ℃孵育过夜，次日洗膜并室温孵育对应种属二抗1 h，加入ECL化学发光液显影曝光。采用ImageJ软件进行蛋白质条带的灰度分析。

1.2.7 小鼠抓握力测试

在实验终点期，使用数字握力仪测量小鼠四肢抓握力。将小鼠小心放置在连接有力传感器的网架上，待其稳定后，水平向后平稳且快速拉小鼠尾部至释放网架，记录拉力值。间隔20 min重复3次取平均值。

1.2.8 RNA测序和数据处理

提取正常组与恶病质组小鼠肌肉组织总RNA，随后进行RNA测序分析。测序工作由杭州联川生物技术有限公司使用Novaseq^TM 6000平台进行。

1.3 统计学处理

采用GraphPad Prism 8软件对数据进行统计学分析。定量资料采用Kolmogorov⁃Smirnov检验对其进行正态性检验，符合正态分布，多组间比较采用单因素方差分析。所有检验以 P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 转录组数据显示KDM1A在肿瘤恶病质骨骼肌萎缩进程中发挥功能

本课题组前期成功构建恶病质小鼠模型，并对小鼠肌肉和脂肪组织分别进行转录组测序。IGV可视化结果显示，与正常组相比，恶病质组小鼠肌肉中KDM1A基因的mRNA水平明显上调（图1A）。差异基因热图显示，在肌肉中，KDM1A的表达水平与PDK家族等能量代谢相关基因的上调相一致，在脂肪中则无相关性（图1B、C）。对肌肉转录组数据中的组蛋白甲基转移酶和组蛋白去甲基化酶表达情况进行分析，结果显示，以KDM1A为代表的组蛋白去甲基化酶在恶病质组中呈上调趋势（图1D）。对转录组数据的分析结果表明，KDM1A在肿瘤恶病质诱导的骨骼肌萎缩进程中发挥特异性功能，在脂肪降解进程中的功能暂不明显。

2.2 KDM1A在小鼠与细胞肿瘤恶病质模型中表达上调并调节肌萎缩

为验证KDM1A在恶病质进程中的表达上调，本研究构建并检测了C26肿瘤诱导的小鼠恶病质模型与C26条件培养基诱导的细胞恶病质模型。免疫荧光结果显示，KDM1A在C26小鼠恶病质模型肌肉组织中上调（图2A）。MuRF⁃1和Atrogin1是肌肉特异性的E3泛素连接酶并在肌肉降解过程中发挥重要作用，是检测恶病质肌肉萎缩的重要指标^［12］。qPCR结果显示，与正常组相比，KDM1A、MuRF⁃1和Atrogin1的mRNA水平在小鼠与细胞模型的恶病质组中明显上调（P<0.01）（图2B、C）。Western blot结果同样显示，KDM1A、MuRF⁃1和Atrogin1的蛋白水平在小鼠和细胞恶病质模型中升高（P<0.05）（图2D~G）。

2.3 抑制KDM1A改善肿瘤诱导的小鼠恶病质整体状况。

GSK⁃LSD1是KDM1A特异性抑制剂，在C26小鼠恶病质模型中进行给药实验。结果显示，与恶病质组相比，使用GSK⁃LSD1治疗明显改善了C26荷瘤小鼠的消瘦状态，后肢肌肉得到保护（图3A）。与恶病质组相比，恶病质给药组小鼠的体重下降速度更加缓慢（图3B），瘦体重（图3C）、后肢肌肉重量（图3D）、股四头肌重量（图3E）、心脏重量（图3F）都得到保护（P<0.05）。小鼠抓握力也得到一定程度的改善（P<0.05）（图3G）。以上结果表明，抑制KDM1A后，肿瘤诱导的小鼠恶病质整体状况得到明显改善。

2.4 抑制KDM1A缓解肿瘤诱导的小鼠恶病质骨骼肌萎缩

在组织病理学方面，本研究收集了小鼠股四头肌并进行H&E染色，结果显示，与正常组相比，正常给药组的小鼠肌纤维横截面积无明显改变，恶病质组的小鼠肌纤维横截面积明显缩小（P<0.01）；而抑制KDM1A后，恶病质给药组的小鼠肌纤维横截面积明显增大（P<0.05），抑制剂给药一定程度上阻断了肌纤维的萎缩（图4A、C）。对胫骨前肌的层黏连蛋白（Laminin）染色同样显示出，恶病质给药组的小鼠肌纤维横截面积明显改善（图4B）。Western blot结果显示，与恶病质组相比，恶病质给药组MuRF⁃1和Atrogin1的表达水平明显抑制（P<0.05），代表了骨骼肌降解进程的抑制（图4D、E）。以上结果表明，抑制KDM1A有效缓解了肿瘤诱导的小鼠恶病质骨骼肌萎缩。

2.5 抑制KDM1A缓解C26条件培养基诱导的肌管细胞萎缩

在C26条件培养基诱导的体外恶病质模型中，同样采用抑制剂GSK⁃LSD1处理肌管细胞，得到与小鼠恶病质骨骼肌中相似的结果。细胞肌球蛋白重链（MyHC）免疫荧光结果显示，与正常组相比，正常给药组的肌管细胞直径无明显改变，C26条件培养基处理组的肌管细胞直径明显缩小；抑制KDM1A后则一定程度上保护了肌管细胞，萎缩状态得到明显改善（图5A）。qPCR结果显示，与C26条件培养基处理组相比，抑制KDM1A后Pdk4的mRNA水平明显下降（P<0.01），提示了细胞整体氧化磷酸化水平的改善（图5B）。类似的，qPCR与Western blot结果都显示，给药处理后MuRF⁃1和Atrogin1的表达水平明显抑制（P<0.05），肌管细胞得到保护（图5C~F）。以上结果表明，在体外实验中抑制KDM1A，有效缓解了C26条件培养基诱导的肌管细胞萎缩。

2.6 抑制KDM1A改善肿瘤恶病质进程中的组蛋白甲基修饰紊乱

为进一步验证抑制KDM1A对恶病质肌萎缩进程的表观遗传调控作用，对其组蛋白甲基修饰位点进行检测。Western blot结果显示，与正常组相比，恶病质组的H3K4me1、H3K9me1和H3K9me2位点修饰水平明显下调（P<0.05），组蛋白甲基修饰紊乱。与恶病质组相比，恶病质给药组的H3K4me1、H3K9me1和H3K9me2位点修饰水平明显上调（P<0.05），趋近正常组与正常给药组（图6A、B）。以上结果表明，KDM1A在肿瘤恶病质进程中的异常上调打破了机体组蛋白甲基修饰平衡，抑制KDM1A一定程度上恢复了正常的组蛋白甲基修饰。

2.7 抑制KDM1A可能通过抑制STAT3信号通路激活来调控肿瘤恶病质肌萎缩

GSEA富集分析发现，与正常组相比，恶病质组MYOD（肌肉分化因子）调控的肌肉发育信号通路明显抑制（图7A），IL6⁃JAK⁃STAT3信号通路明显上调（P<0.05）（图7B）。转录组数据显示，在恶病质进程中KDM1A的上调与STAT3的上调相一致（图7C）。Western blot结果显示，恶病质组STAT3磷酸化水平较正常组升高（P<0.05），恶病质给药组治疗后，STAT3磷酸化水平较恶病质组明显下降（P<0.05）（图7D、E）。这提示恶病质骨骼肌中存在KDM1A/STAT3轴的调控机制，抑制KDM1A伴随着STAT3信号通路激活的抑制。

3 讨论

3.1 KDM1A在肿瘤恶病质进程中表达上调并调节肌萎缩

肿瘤恶病质是一种多因素导致的代谢综合征，主要表现为进行性的体重下降，其中以骨骼肌和脂肪组织的大量消耗为主，且常伴有严重的代谢紊乱^［1，13］。目前临床上尚未有针对性治疗药物^［5］。本研究从转录组数据挖掘发现，组蛋白去甲基化酶KDM1A在肿瘤恶病质进程中表达异常升高，可能与骨骼肌降解存在调控关系。有研究表明表观遗传调控在骨骼肌的发育和分化过程中起重要作用，DNA甲基化、组蛋白乙酰化、非编码RNA调控和染色体重塑等表观调控对骨骼肌细胞增殖分化过程产生重要影响^{［14，15］}。组蛋白甲基化修饰同样是基因表达中重要的表观遗传调控机制^［16］。组蛋白赖氨酸甲基化修饰程度能够影响相关基因的表达情况，对于维持正常的生命活动不可或缺^［17］。研究表明H3K27、H3K9、H4K20、H3K79、H2BK5的单甲基化都与基因的激活有关，而H3K27、H3K9以及H3K79的三甲基化则与基因抑制有关^［18］。KDM1A可特异性去除组蛋白H3K4、H3K9位点上的单、双甲基化修饰，调控基因转录的激活与抑制，影响细胞生命进程^［19］。本研究在肿瘤恶病质模型中探究KDM1A的作用机制。结果显示，多种肿瘤恶病质模型中KDM1A伴随肌肉萎缩特异性指标MuRF⁃1和Atrogin1表达水平异常上调，影响了机体正常的组蛋白甲基修饰平衡，进而调控可能的下游基因与信号通路，促进恶病质肌萎缩的发生。

3.2 抑制KDM1A对肿瘤恶病质骨骼肌降解起保护作用

为进一步验证靶向KDM1A在肿瘤恶病质诱导的肌萎缩进程中的作用，本研究采用了KDM1A特异性抑制剂GSK⁃LSD1，分别在体内和体外实验中进行给药处理阻断KDM1A酶活性。GSK⁃LSD1通过特异性结合KDM1A的黄素腺嘌呤二核苷酸（FAD）活性位点，阻断其去甲基化功能^［20］。结果显示，抑制KDM1A后，肿瘤诱导的小鼠恶病质整体状况得到明显改善，小鼠恶病质骨骼肌萎缩和肌管细胞萎缩得到有效缓解。肌肉萎缩特异性指标MuRF⁃1和Atrogin1的表达水平趋向正常组。本研究证明抑制KDM1A对肿瘤恶病质骨骼肌降解起保护作用，KDM1A是一个潜在的肿瘤恶病质治疗靶点。先前已有研究表明KDM1A抑制剂在临床试验中用于治疗实体瘤和血液恶性肿瘤，是癌症治疗的有效分子靶点^{［21，22］}，GSK⁃LSD1在胶质母细胞瘤、胰腺癌等多种癌症中展现出明显的抗肿瘤潜力^{［23，24］}。研发高效低毒的KDM1A抑制剂可能是未来肿瘤恶病质治疗药物的重要研究方向。

3.3 抑制KDM1A改善组蛋白甲基修饰平衡并抑制STAT3信号通路激活

为进一步深入对KDM1A表观遗传调控机制的探索，本研究在体外实验中对组蛋白甲基修饰位点进行检测。结果显示，恶病质状态下组蛋白甲基修饰紊乱；抑制KDM1A后H3K4me1、H3K9me1和H3K9me2位点修饰水平得到恢复。这证明了抑制KDM1A对组蛋白甲基修饰平衡的改善作用，同时提示机体整体代谢状态的改善。Lin等^［25］研究表明，肿瘤恶病质状态下机体存在蛋氨酸循环障碍，恶病质骨骼肌中S⁃腺苷甲硫氨酸（SAM）水平明显下调。SAM被称为活性甲硫氨酸，是DNA、RNA和组蛋白甲基化的主要底物与机体内最主要的甲基直接供体^［26］。因此恶病质状态下骨骼肌中SAM含量不足很可能导致了KDM1A的异常升高，进而影响机体甲基修饰的动态平衡过程。KDM1A的异常升高可能会过度消耗骨骼肌的正常组蛋白甲基化修饰，代偿性补充机体整体甲基供体的缺失^［25］。这一异常过程可能会引起下游某些特定基因和信号通路的改变，诱发恶病质肌肉萎缩。

STAT3在调节骨骼肌生成、肌肉修复等过程中起着至关重要的作用^［27］。STAT3的短暂激活有利于肌肉的再生和肥大^［28］，但骨骼肌中STAT3的持续异常激活是诱导肌肉萎缩的重要因素^［29］。在肿瘤恶病质模型中，GSEA富集分析发现IL6⁃JAK⁃STAT3信号通路明显上调，MYOD肌肉发育信号通路明显抑制。但引发恶病质STAT3通路活化的原因、分子机制和调节因素尚不明确。本研究结果显示，恶病质组STAT3磷酸化水平明显高于正常组，与Niu等^［30］的既往研究结果一致；抑制KDM1A后， 骨骼肌中STAT3磷酸化水平随之下降，这提示KDM1A⁃STAT3轴的存在，Ladaika等^［31］的研究在肠内分泌细胞中同样验证了KDM1A可以调控增强STAT3活性，影响结直肠癌患者预后。因此，KDM1A可能通过STAT3信号通路调控肿瘤恶病质肌萎缩。

综上所述，本研究证实了KDM1A在肿瘤恶病质进程中表达上调并促进肌萎缩，抑制KDM1A在体内与体外实验中对肿瘤恶病质骨骼肌降解起保护作用，改善组蛋白甲基修饰水平和抑制STAT3信号通路激活是靶向抑制KDM1A发挥作用的可能机制，为GSK⁃LSD1应用于肿瘤恶病质的临床治疗提供有力实验依据。但本研究也存在一定的局限性，如未直接证明组蛋白甲基修饰水平改变与STAT3通路活化间的关系。后续将继续深入探究KDM1A⁃STAT3轴的作用机制及下游分子，为肿瘤恶病质的临床治疗提供坚实的理论基础。

作者贡献度说明：

董伟：实验操作、数据整理和论文撰写；王菲、何美薇：数据整理；黄志强：实验指导；王宏伟：课题设计、实验指导和论文修改。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

参考文献

[1] Baracos VE， Martin L， Korc M， et al. Cancer⁃associated cachexia ［J］. Nat Rev Dis Primers， 2018， 4： 17105.

[2] Poisson J， Martinez⁃Tapia C， Heitz D， et al. Prevalence and prognostic impact of cachexia among older patients with cancer： A nationwide cross⁃sectional survey （NutriAgeCancer） ［J］. J Cachexia Sarcopenia Muscle， 2021， 12（6）： 1477⁃1488.

[3] Fearon K， Strasser F， Anker SD， et al. Definition and classification of cancer cachexia： An international consensus ［J］. Lancet Oncol， 2011， 12（5）： 489⁃495.

[4] Argilés JM， Stemmler B， López⁃Soriano FJ， et al. Inter⁃tissue communication in cancer cachexia ［J］. Nat Rev Endocrinol， 2018， 15（1）： 9⁃20.

[5] Le⁃Rademacher JG， Crawford J， Evans WJ， et al. Overcoming obstacles in the design of cancer anorexia/weight loss trials ［J］. Crit Rev Oncol Hematol， 2017， 117： 30⁃37.

[6] Shi Y， Lan F， Matson C， et al. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1 ［J］. Cell， 2004， 119（7）： 941⁃953.

[7] Black JC， Van Rechem C， Whetstine JR. Histone lysine methylation dynamics： Establishment， regulation， and biological impact ［J］. Mol Cell， 2012， 48（4）： 491⁃507.

[8] He K， Cao X， Deng X. Histone methylation in epigenetic regulation and temperature responses ［J］. Curr Opin Plant Biol， 2021， 61： 102001.

[9] Wang H， Fan Z， Shliaha PV， et al. H3K4me3 regulates RNA polymerase Ⅱ promoter⁃proximal pause⁃release ［J］. Nature， 2023， 615（7951）： 339⁃348.

[10] Zhang W， Ruan X， Li Y， et al. KDM1A promotes thyroid cancer progression and maintains stemness through the Wnt/β⁃catenin signaling pathway ［J］. Theranostics， 2022， 12（4）： 1500⁃1517.

[11] Ocampo A， Reddy P， Martinez⁃Redondo P， et al. In vivo Amelioration of age⁃associated hallmarks by partial reprogramming ［J］. Cell， 2016， 167（7）： 1719⁃1733.e12.

[12] Bilgic SN， Domaniku A， Toledo B， et al. EDA2R⁃NIK signalling promotes muscle atrophy linked to cancer cachexia ［J］. Nature， 2023， 617（7962）： 827⁃834.

[13] Setiawan T， Sari IN， Wijaya YT， et al. Cancer cachexia： Molecular mechanisms and treatment strategies ［J］. J Hematol Oncol， 2023， 16（1）： 54.

[14] Liang W， Xu F， Li L， et al. Epigenetic control of skeletal muscle atrophy ［J］. Cell Mol Biol Lett， 2024， 29（1）： 99.

[15] Mbadhi MN， Tang JM， Zhang JX. Histone lysine methylation and long non⁃coding RNA： The new target players in skeletal muscle cell regeneration［J］. Front Cell Dev Biol， 2021， 9： 759237.

[16] Bannister AJ， Schneider R， Kouzarides T. Histone methylation： Dynamic or static［J］. Cell， 2002， 109（7）： 801⁃806.

[17] Martin C， Zhang Y. The diverse functions of histone lysine methylation ［J］. Nat Rev Mol Cell Biol， 2005， 6（11）： 838⁃849.

[18] Barski A， Cuddapah S， Cui K， et al. High⁃resolution profiling of histone methylations in the human genome ［J］. Cell， 2007， 129（4）： 823⁃837.

[19] Sheng W， LaFleur MW， Nguyen TH， et al. LSD1 Ablation stimulates Anti⁃tumor immunity and enables checkpoint blockade［J］. Cell， 2018， 174（3）： 549⁃563.e19.

[20] Hong KS， Ahn JH， Jang JG， et al. GSK⁃LSD1， an LSD1 inhibitor， quashes SARS⁃CoV⁃2⁃triggered cytokine release syndrome in⁃vitro ［J］. Signal Transduct Target Ther， 2020， 5（1）： 267.

[21] Fang Y， Liao G， Yu B. LSD1/KDM1A inhibitors in clinical trials： Advances and prospects ［J］. J Hematol Oncol， 2019， 12（1）： 129.

[22] Maes T， Mascaró C， Tirapu I， et al. ORY⁃1001， a potent and selective covalent KDM1A inhibitor， for the treatment of acute leukemia ［J］. Cancer Cell， 2018， 33（3）： 495⁃511.e12.

[23] Zhao J， Jin W， Yi K， et al. Combination LSD1 and HOTAIR⁃EZH2 inhibition disrupts cell cycle processes and induces apoptosis in glioblastoma cells ［J］. Pharmacol Res， 2021， 171： 105764.

[24] Yao B， Xing M， Meng S， et al. EBF2 Links KMT2D⁃mediated H3K4me1 to suppress pancreatic cancer progression via upregulating KLLN ［J］. Adv Sci （Weinh）， 2024， 11（2）： e2302037.

[25] Lin K， Wei L， Wang R， et al. Disrupted methionine cycle triggers muscle atrophy in cancer cachexia through epigenetic regulation of REDD1 ［J］. Cell Metab， 2025， 37（2）： 460⁃476.e8.

[26] Lu SC， Mato JM. S⁃adenosylmethionine in liver health， injury， and cancer ［J］. Physiol Rev， 2012， 92（4）： 1515⁃1542.

[27] Tierney MT， Aydogdu T， Sala D， et al. STAT3 signaling controls satellite cell expansion and skeletal muscle repair［J］. Nat Med， 2014， 20（10）： 1182⁃1186.

[28] Zhang L， Pan J， Dong Y， et al. Stat3 activation links a C/EBPδ to myostatin pathway to stimulate loss of muscle mass ［J］. Cell Metab， 2013， 18（3）： 368⁃379.

[29] Zimmers TA， Fishel ML， Bonetto A. STAT3 in the systemic inflammation of cancer cachexia ［J］. Semin Cell Dev Biol， 2016， 54： 28⁃41.

[30] Niu M， Song S， Su Z， et al. Inhibition of heat shock protein （HSP） 90 reverses signal transducer and activator of transcription （STAT） 3⁃mediated muscle wasting in cancer cachexia mice ［J］. Br J Pharmacol， 2021， 178（22）： 4485⁃4500.

[31] Ladaika CA， Ghobashi AH， Boulton WC， et al. LSD1 and CoREST2 potentiate STAT3 activity to promote enteroendocrine cell differentiation in mucinous colorectal cancer ［J］. Cancer Res， 2025， 85（1）： 52⁃68.

基金资助

国家自然科学基金面上项目(82070912)