TrxA基因对类鼻疽伯克霍尔德菌生物学活性的影响

Effects of the TrxA gene on the biological activities of Burkholderia pseudomallei

摘要

目的 探讨TrxA在类鼻疽伯克霍尔德菌（Burkholderia pseudomallei，B. pseudomallei）中的生物功能，重点探究TrxA对B. pseudomallei生物活性的影响。 方法 采用同源重组技术构建TrxA基因缺失（ΔTrxA）株，并通过电击转化获得回补（ΔTrxA∷TrxA）株，以野生型（wild type，WT）B. pseudomallei为对照，系统性评估三株菌在生长能力、运动性、生物膜形成、抗药性、氧化应激能力及感染能力几大方面的差异。具体实验包括：生长曲线检测、点板法与面积测量法评估运动性、结晶紫染色法检测生物膜形成、药敏板测定抗药谱、Kirby‑Bauer法评估氧化应激耐受性，以及利用菌落计数与CCK‑8法分析细菌对宿主细胞的黏附和毒性。 结果 与WT和ΔTrxA∷TrxA株相比，ΔTrxA株的生长速度明显减缓、运动能力明显降低（P<0.05）；对宿主细胞感染能力和毒性也明显降低（P<0.05）。在生物膜形成方面，ΔTrxA株在24 h内形成的生物膜较WT增强，但至72 h时三者差异无统计学意义（P>0.05）；ΔTrxA株对部分抗生素的耐受性增强；而三者对过氧化氢的氧化应激能力差异无统计学意义（P>0.05）；上述结果表明TrxA在B. pseudomallei生物活性及对宿主的感染与毒性发挥方面具有重要作用。 结论 TrxA在调控B. pseudomallei的生长、运动性、生物膜形成、感染能力及毒性发挥等方面发挥了关键作用，本研究为进一步阐明B. pseudomallei的致病机制及开发新的治疗靶点提供了理论基础。

Abstract

Objective To investigate the biological function of TrxA in Burkholderia pseudomallei （B. pseudomallei）， with a focus on exploring the role of TrxA in regulating B. pseudomallei's biological activities. Methods A TrxA gene deletion mutant （ΔTrxA） was constructed using homologous recombination， and a complemented strain （ΔTrxA∷TrxA） was obtained via electroporation. Using the wild‑type （WT） B. pseudomallei strain as a control， systematically evaluated differences among the three strains in terms of growth， motility， biofilm formation， antibiotic resistance， oxidative stress tolerance， and infectivity. Specific assays included： growth curve analysis， point plate and area measurement methods were used to evaluate motility， crystal violet staining was used to detect biofilm formation， drug sensitivity plate was used to test antibiotic susceptibility， the Kirby‑Bauer method was used to evaluate oxidative stress tolerance， and colony counting and CCK‑8 assays were used to assess bacterial adhesion and cytotoxicity to the host cells. Results Compared to the WT and ΔTrxA∷TrxA strains， the ΔTrxA mutant exhibited significantly reduced growth and motility （P<0.05）， as well as significantly decreased infectivity and cytotoxicity toward the host cells （P<0.05）. Regarding biofilm formation， the ΔTrxA strain formed a more robust biofilm than the WT strain at 24 hour. However， by the 72 hour， no statistical significant differences were observed among the three strains （P>0.05）. The ΔTrxA strain showed increased resistance to certain antibiotics， while there were no statistical significant differences in tolerance to oxidative stress induced by hydrogen peroxide among all three strains （P>0.05）. These findings suggested that TrxA plays a critical role in B. pseudomallei's biological activity， as well as infectivity and cytotoxic against the host cells. Conclusion TrxA plays a key role in regulating the growth， motility， biofilm formation， infectivity， and cytotoxicity of B. pseudomallei. This study provides a theoretical basis for further elucidating the pathogenic mechanisms of B. pseudomallei and developing novel therapeutic targets.

Graphical abstract

关键词

类鼻疽伯克霍尔德菌 / 生物活性 / 感染 / TrxA蛋白

Key words

Burkholderia pseudomallei / Biological activity / Infection / TrxA protein

类鼻疽是一种由革兰氏阴性杆菌类鼻疽伯克霍尔德菌（Burkholderia pseudomallei，B. pseudomallei）引起的人畜共患传染病^［1］，广泛流行于东南亚和澳大利亚等热带地区^［2］。在我国，该病主要分布于海南、广东和广西等南方沿海地区^［3，4］，尤其在夏季台风和暴雨频发的环境中更易暴发流行^［2，5］，严重威胁人民生命健康。类鼻疽的临床表现复杂多变，可表现为轻微的局部感染、肺炎，也可迅速发展为败血症，甚至导致死亡^［6，7］，其病死率极高。由于B. pseudomallei具备天然高度耐药性，以及复杂的致病机制，且目前尚无有效疫苗，该病已被世界多国列为潜在生物武器，成为全球公共卫生领域亟待应对的重要威胁之一^［8，9］。在B. pseudomallei感染宿主的过程中，宿主的先天免疫系统会通过氧化爆发产生大量活性氧（reactive oxygen species，ROS），如过氧化氢（H₂O₂）、超氧阴离子和羟基自由基，以破坏入侵病原体的DNA、蛋白质和脂质，发挥清除作用^{［10，11］}。而B. pseudomallei为了在氧化应激环境中存活，进化出了包括硫氧还蛋白（thioredoxin，Trx）系统和谷胱甘肽系统等在内的多种抗氧化防御系统^［12］，使其能够在宿主胞内维持还原状态，从而有效抵御ROS介导的氧化损伤。此外，研究还发现氧化应激不仅是生存挑战，也可作为信号调控细菌的毒力表达^{［13，14］}；同时，还可诱导包括TrxA、AhpC和KatG在内的多种与抗氧化与毒力相关的蛋白表达，从而提升其整体致病性^［15］。

TrxA蛋白作为Trx系统中的核心成分之一，扮演着关键的氧化还原调控角色。TrxA通常为12 kDa的小分子硫醇‑二硫还原酶，在众多细菌中广泛存在。它不仅能参与蛋白质二硫键的还原，维持细胞的氧化还原平衡，还在调控运动相关因子、促进病原体黏附上皮细胞及调节其他毒力因子表达等过程中发挥重要作用^［16］。研究显示，在幽门螺杆菌中，TrxA缺失会使菌株对氧化损伤更为敏感，导致活力下降并明显削弱其在小鼠胃中的定植能力^［17］；在鼠伤寒沙门氏菌中，TrxA是沙门氏菌致病岛2（Salmonella pathogenicity island 2，SPI‑2）编码的Ⅲ型分泌系统正常功能所必需，TrxA缺失后，SPI‑2无法有效增强毒力，表明TrxA是其胞内致病作用的重要调控因子^［18］；在结核分枝杆菌中，ctpD可能通过调控金属离子供应参与TrxA的金属化和功能激活，二者共同构成应对氧化还原应激的重要系统，对结核分枝杆菌的体内生存和毒力具有重要作用^［19］。在牛分枝杆菌卡介苗Tokyo172株中，Ⅰ型亚克隆相较于Ⅱ型在应对H₂O₂诱导的氧化应激时表现出更强的抗性，且相关抗氧化应激基因（包括TrxA）的表达水平明显上调^［20］。以上研究共同表明，TrxA参与多种病原体中的氧化应激反应，并协同毒力因子增强细菌的存活与致病能力，具有重要的研究与应用价值。然而，目前关于TrxA在B. pseudomallei中的具体功能及其与致病性的关系有待进一步系统性研究。本研究旨在探讨TrxA对B. pseudomallei生物活性、对B. pseudomallei感染能力及对宿主毒性的影响，为揭示其在B. pseudomallei致病机制中的潜在作用提供理论基础，为类鼻疽防治提供新的理论依据和潜在的干预靶点。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 菌株和细胞

本研究中所用野生株（wild type，WT）为HNBP001，由本实验室从海南临床类鼻疽患者体液样本中分离获得，并由本实验室保存，缺失株（ΔTrxA）、回补株（ΔTrxA∷TrxA）由本实验构建；A549细胞购于美国生物标准品资源中心。

1.1.2 主要仪器与试剂

生物安全柜（HEAL FORCE）；多功能酶标仪（Biotek）；电转仪和电转杯（Bio‑Rad）；二氧化碳培养箱（PHCbi）；普通显微镜（Motic）；BamH Ⅰ和Xba Ⅰ限制性内切酶（NEB）；无缝克隆试剂ClonExpress Ⅱ One Step Cloning Kit（Vazyme）；甲氧苄啶和庆大霉素（Biafrox）；1%结晶紫（Solarbio）；胎牛血清（Gibco）；DMEM高糖培养基（Gibco）；PBS缓冲液（biosharp）；CCK‑8试剂盒（上海百赛生物）；药敏指示板（美华）。

1.1.3 实验所需引物

本实验用于构建ΔTrxA和ΔTrxA∷TrxA株的引物序列见表1。

1.2 方法

1.2.1 构建TrxA缺失株、回补株

为构建B. pseudomallei的ΔTrxA株，首先以B. pseudomallei基因组为模板，通过表1中TrxA上游、下游两对引物，利用PCR扩增获得TrxA基因上游和下游约600 bp的同源臂片段。将两段同源臂通过无缝克隆技术连接至携带蔗糖敏感基因（sacB）的自杀质粒pK18mobSacB上，构建重组载体pK18‑ΔTrxA。构建完成的重组质粒经热激法转化至大肠杆菌S17‑1λpir感受态细胞，通过双亲接合法将pK18‑ΔTrxA导入B. pseudomallei中。在含15%蔗糖浓度的选择性培养基上进行筛选，利用pK18‑ mobSacB的蔗糖敏感性，筛选出已完成第二次同源重组、实现TrxA基因敲除的突变株。通过PCR和基因测序验证目标基因已成功敲除，获得ΔTrxA株。

在TrxA回补株的构建中，首先通过表1中TrxA回补引物，以B. pseudomallei基因组为模板，PCR扩增获得TrxA基因片段，并将其连接至PUCP28T质粒上，构建回补质粒PUCP28T‑TrxA。以对数生长期的ΔTrxA株为材料制备感受态细胞：12 000 r/min离心1 min收集菌体，弃去上清后用4 ℃预冷无菌水洗涤菌体，重复3次。最后一次洗涤后，将菌体重悬于100 μL无菌水中，即为B. pseudomallei感受态细胞。取10 μL构建好的回补质粒加入B. pseudomallei感受态菌液中，置于冰上孵育30 min后，在2.5 kV条件下进行电击转化。电击完成后立即加入900 μL LB培养基混匀，转移至15 mL离心管中，在37 ℃、80 r/min条件下的摇床中复苏培养3 h。室温4 000 r/min离心5 min收集菌液，弃900 μL上清，保留100 μL重悬菌体。重悬菌体全部涂布到含有100 μg/mL甲氧苄啶和100 μg/mL庆大霉素的LB固体培养基上，37 ℃静置培养24 h，挑取单菌落，通过PCR验证是否回补成功。

1.2.2 生长曲线的测定

分别挑取WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株的单个菌落，接种于5 mL LB液体培养基中，其中ΔTrxA∷TrxA B. pseudomallei株培养基中需额外加入5 μL甲氧苄啶抗生素。随后，将各菌液置于37 ℃、220 r/min条件下摇床培养12~18 h。次日按1∶100体积比进行传代培养，直至菌液OD₆₀₀=0.5。随后，采用新鲜LB培养基将菌液稀释至OD₆₀₀=0.01，并将各株菌液各取200 μL接种于96孔板中，每种菌株设置3个复孔。将96孔板置于多功能酶标仪中，于37 ℃条件下进行连续监测，以绘制细菌生长曲线。

1.2.3 泳动能力的测定

B. pseudomallei的培养与传代方法同前述。传代后将菌液稀释至OD₆₀₀=0.1，取2 μL菌液滴加于0.3%琼脂的LB蔗糖软琼脂平板中央。将平板置于37 ℃培养箱中静置培养，并分别于24、48、72 h测量并记录泳动圈面积大小，以评估细菌的运动能力。

1.2.4 生物膜形成能力的测定

B. pseudomallei的培养与传代方法同前述。传代后将菌液稀释至OD₆₀₀=0.1，取2 mL菌液接种于无菌玻璃试管和24孔板中，在37 ℃静置培养。分别于24、48、72 h观察并记录生物膜形成情况，结合结晶紫染色法对生物膜形成量进行定量测定。在采用结晶紫染色法测定生物膜形成能力时，当培养达到设定时间后，缓慢吸除24孔板中的菌液，并使用PBS轻轻洗涤黏附在培养孔中的生物膜3次。加入2 mL甲醇4 ℃固定过夜。吸出甲醇并再次用PBS洗涤孔板3次后，加入1%结晶紫溶液室温染色20 min，去除多余染料并用PBS洗涤3次。最后加入33%乙酸溶解附着在孔底和孔壁上的结晶紫染料，取200 μL溶液转移至96孔板中，在OD=595 nm波长下测定吸光度。

1.2.5 细菌耐药性的测定

挑取多个单菌落接种于稀释液中，调节至0.5麦氏比浊度后，取50 μL菌悬液加入Mueller‑Hinton（MH）肉汤中充分混匀。将配制好的菌液各取100 μL滴加至美华药敏指示板各孔中。密封后置于37 ℃培养箱中孵育18 h。培养结束后观察各孔颜色及沉淀情况判断最小抑菌浓度（minimum inhibitory concentration，MIC），评估菌株的耐药性。

1.2.6 细菌黏附能力的比较

B. pseudomallei的培养与传代方法同前述。以MOI=50感染A549细胞1 h后，用PBS冲洗细胞3次，去除游离在培养皿上的B. pseudomallei。弃去PBS后用1 mL 0.1% TritonX‑100裂解细胞并孵育5 min，以回收附着在A549细胞表面的B. pseudomallei，将裂解液收集到EP管中经倍比稀释后涂布在无抗LB平板上，37 ℃孵育24 h，计数单菌落数量。

1.2.7 细胞存活实验

B. pseudomallei的培养与传代方法同前述。将1×10⁴个A549细胞接种于96孔板各孔中，37 ℃、5% CO₂条件下培养24 h后，弃原有培养基，更换为无血清培养基，并按MOI=50的比例加入B. pseudomallei菌液感染细胞，感染时间为16 h。PBS洗涤3次终止感染后加入CCK‑8工作液并孵育30 min，最后通过酶标仪测定450 nm波长下的吸光度值，进而评估被B. pseudomallei感染细胞的存活率。

1.2.8 氧化应激能力的测定

B. pseudomallei的培养与传代方法同前述。传代后将菌液稀释至OD₆₀₀=0.1。利用棉签取少量菌液并均匀涂布于MH板，在MH上放置无菌空白药敏纸片，并将10 μL的0.1% H₂O₂滴加在空白药敏纸片上，37 ℃培养24 h后测量抑菌圈直径。

1.2.9 统计学处理

使用GraphPad Prism 10软件进行统计学分析。组内比较采用配对t检验，组间比较则采用非配对t检验。多组数据比较使用单因素方差分析进行显著性检验。本研究各实验独立重复3次。P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 TrxA缺失株、回补株的验证

利用同源重组与电击转化的方法成功构建了ΔTrxA株与ΔTrxA∷TrxA株，利用琼脂糖电泳与基因测序进行验证，见图1。

2.2 TrxA影响B. pseudomallei的生长

在37 ℃条件下，ΔTrxA株与WT的生长曲线存在明显差异。与WT相比，ΔTrxA的生长速度明显减缓，其生长对数期起始时间由第8小时延迟至第14小时。值得注意的是，在培养至第40小时后，ΔTrxA与WT的生长曲线出现重合，并在此之后ΔTrxA的生长水平逐渐超过WT，而ΔTrxA∷TrxA的生长曲线与WT基本重叠。表明在正常生长温度下，TrxA在B. pseudomallei生长前期具有调控作用，而随着继续生长，B. pseudomallei可能通过其他基因来应对TrxA的缺失，加速生长。但在42 ℃高温胁迫条件下，ΔTrxA株的生长速度明显低于WT和ΔTrxA∷TrxA株，始终处于劣势，表明TrxA的缺失明显削弱了B. pseudomallei对高温环境的适应生长能力，见图2A、B。

2.3 ΔTrxA减弱B. pseudomallei株运动能力

为评估TrxA对B. pseudomallei运动能力的影响，对WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株在24、48、72 h时的泳动能力分别进行了检测和测量分析。实验结果显示，在上述3个时间点，ΔTrxA的泳动圈面积明显小于WT和ΔTrxA∷TrxA株（P<0.05）。相比之下，ΔTrxA∷TrxA株的泳动能力与WT基本一致。上述结果表明，TrxA的缺失明显削弱了B. pseudomallei的运动能力，提示TrxA在调控B. pseudomallei运动性方面可能发挥关键作用，见图3A、B。

2.4 ΔTrxA增强B. pseudomallei株生物膜形成能力

采用试管观察和吸光度测定比较WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株的生物膜形成能力，并进行统计分析。结果显示在24 h，ΔTrxA株的生物膜形成量明显高于WT与ΔTrxA∷TrxA株（P<0.000 1）。然而，到48 h及72 h时，ΔTrxA的生物膜形成量与其在24 h时相当，未见增加；WT与ΔTrxA∷TrxA株的生物膜形成量随时间延长而持续增加。直至72 h三者之间的生物膜形成量差异无统计学意义（P>0.05）。该结果提示TrxA在B. pseudomallei生物膜形成过程中可能发挥阶段性负调控作用。TrxA缺失后，细菌可能通过调节氧化还原状态或激活补偿性应答机制，在早期（24 h）促进生物膜的迅速形成，但其后续增强能力受限。相比之下，WT与ΔTrxA∷TrxA株则表现出生物膜逐步累积的趋势，最终在72 h达到与ΔTrxA相当的水平。TrxA可能通过调控胞外多糖合成或信号转导等机制，在生物膜形成的时间进程中发挥调节作用，其缺失可能导致生物膜形成提前激活但持续性不足，见图4A~C。

2.5 TrxA调控B. pseudomallei的耐药性

在对WT、ΔTrxA、ΔTrxA∷TrxA株进行药物敏感性比较的实验结果显示，ΔTrxA株对头孢类抗生素的MIC较WT株明显升高，耐药性增强，MIC值约为WT的2倍。此外，ΔTrxA对阿米卡星和氨曲南的MIC也出现约2倍的升高。尽管在部分抗生素中，ΔTrxA∷TrxA的敏感性恢复至与WT相当，但在头孢类抗生素中并未完全恢复原始敏感性，仍存在一定程度的耐药性升高。整体来看，TrxA的缺失降低了B. pseudomallei对多种抗生素的敏感性，而TrxA的回补未能完全逆转该表型，推测质粒回补的TrxA未能在B. pseudomallei抗药性方面发挥功能，但B. pseudomallei染色体上本身的TrxA在调控B. pseudomallei对抗生素敏感性过程中发挥一定作用，见表2。

2.6 ΔTrxAB. pseudomallei株对宿主细胞的黏附能力减弱

比较WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株对宿主细胞黏附能力的实验结果显示，在以MOI=50感染A549细胞1 h后，黏附到A549细胞上的ΔTrxA的数量明显低于WT与ΔTrxA∷TrxA黏附到A549细胞上的数量，且计数统计发现其差异具有统计学意义（P<0.01）。表明TrxA在B. pseudomallei黏附宿主细胞过程中可能发挥重要作用，其缺失明显削弱了B. pseudomallei对宿主细胞黏附能力，而该表型可通过TrxA的回补得到恢复，见图5A、B。

2.7 ΔTrxA减弱B. pseudomallei株对宿主细胞的毒性

CCK‑8评估WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株对宿主细胞毒性的实验结果显示，在以MOI=50感染A549细胞16 h后，ΔTrxA感染的细胞存活率约为65%，明显高于WT和ΔTrxA∷TrxA感染组（两者细胞存活率约为50%），且经统计分析后，其差异具有统计学意义（P<0.001）。表明TrxA的缺失明显减弱了B. pseudomallei对宿主细胞的致损能力，而该表型可通过TrxA的回补得以恢复，提示TrxA在感染过程中协助B. pseudomallei对宿主产生毒性，见图6A、B。

2.8 ΔTrxA对B. pseudomallei氧化应激耐受性的影响不明显

在氧化应激耐受性实验中，采用Kirby‑Bauer（K‑B）纸片扩散法对WT、ΔTrxA及ΔTrxA∷TrxA株进行了抑菌圈测定。结果显示，ΔTrxA株与WT在氧化胁迫条件下形成的抑菌圈直径平均约为1.5 cm，其差异无统计学意义（P>0.05）。ΔTrxA∷TrxA的结果与WT相当，其差异无统计学意义（P>0.05），表明TrxA虽然在许多细菌中作为氧化还原系统的核心成分，但可能不参与B. pseudomallei对氧化条件的应激，见图7A、B。

3 讨论

本研究系统性评估了TrxA在B. pseudomallei生物学表型中的功能，发现该蛋白在B. pseudomallei的多个关键表型中发挥重要作用，尤其涉及对生长、运动能力、对宿主细胞感染能力、对宿主毒性的影响。

结果表明，ΔTrxA株在生长速率和泳动能力明显低于WT及ΔTrxA∷TrxA株，提示TrxA对于B. pseudomallei的正常生理活动至关重要。这一结果与先前在Edwardsiella和2型猪链球菌中的研究结果一致^{［21，22］}。该表型现象可能源于TrxA在调控细胞内氧化还原稳态中的关键作用。作为典型的硫氧还蛋白，TrxA通过调节蛋白质的巯基二硫键状态，维持多种蛋白的正常构象与功能，其缺失可能导致依赖还原环境的代谢酶或结构蛋白失活，进而影响细胞代谢、能量生成及鞭毛系统的组装与功能，最终表现为生长速率降低及运动能力减弱。该现象提示TrxA在维持细菌正常生理过程中具有综合性的调控作用，后续可通过蛋白组学或转录组学手段深入探讨其分子机制。但本论文的结果显示TrxA缺失未明显影响B. pseudomallei对外源性氧化应激的敏感性。尽管TrxA通常被认为是细菌抗氧化系统的关键组成部分^［23］，推测由于B. pseudomallei具备其他可替代TrxA功能的冗余抗氧化机制。现有研究也表明，B. pseudomallei拥有多种氧化还原相关蛋白（如TrxC、过氧化物酶、过氧化氢酶等）及KatG、AhpC等应激响应调控系统，可在TrxA缺失时通过功能互补维持氧化还原平衡^{［24‑27］}；在对2型猪链球菌的研究中也发现TrxA并不参与氧化应激防御，进一步支持TrxA在不同菌种中可能具有非典型功能^［28］。此外，K‑B法检测的是对胞外氧化剂的敏感性，可能无法准确反映TrxA在胞内氧化还原稳态维持中的功能。因此，该实验结果提示TrxA的抗氧化作用可能更多体现在菌内水平，其在B. pseudomallei中的生物学功能或主要与胞内稳态调节及毒力调控等过程相关。

而对A549细胞的感染能力和毒性结果表明，ΔTrxA在宿主细胞表面的黏附能力及其致病性明显下降。这提示TrxA可能通过调控与黏附相关的表面结构蛋白或分泌系统（如Ⅲ型或Ⅵ型分泌系统），在B. pseudomallei早期感染宿主过程中发挥关键作用。相关研究也支持这一推论：TrxA在多种病原菌中被证实参与黏附、入侵和毒力因子的调控。例如，在2型猪链球菌中，TrxA缺失会明显降低细菌对上皮细胞的黏附能力及其在巨噬细胞内存活率^［22］；在鲍曼不动杆菌中，TrxA影响Ⅳ型菌毛相关基因表达，间接调控定植能力^［29］；在鼠伤寒沙门氏菌中，TrxA对于三型分泌系统的活性至关重要，尤其在吞噬细胞内，其还原功能对该系统功能的正常发挥具有决定性作用^［18］；而在爱德华氏菌中，TrxA缺失则明显削弱了抗氧化能力、鞭毛形成和在宿主组织中的扩散能力^［21］。由此可见，TrxA作为调控因子，通过影响多条与细菌结构和功能相关的关键信号通路，协调黏附、运动、免疫逃逸与毒力表达等多个过程，在病原菌感染机制中发挥核心作用。

本实验发现ΔTrxA表现出增强的生物膜形成能力。这一现象与其运动性下降形成对照，可能反映了细菌在应对氧化压力等不利环境时，由游动状态向附着稳态的转变策略。生物膜通常有助于增强细菌的抗逆性和持久生存能力，因此，TrxA的缺失可能促使B. pseudomallei通过增强生物膜形成来弥补其环境适应性的不足，体现了一种环境应答的代偿机制。

综上所述，TrxA在调控细菌生长、运动、对宿主细胞的感染能力及毒性方面具有明显作用。本研究为深入理解B. pseudomallei的毒力调控机制及其环境适应策略提供了理论依据，并提示TrxA有望成为类鼻疽防治的潜在分子靶点。未来研究可结合体内感染模型，进一步阐明TrxA的分子调控机制及其在B. pseudomallei致病过程中的具体作用。

作者贡献度说明：

李欣泽与刘双媛贡献度一致：设计实验、实施研究过程、数据分析；夏乾峰：实验指导、论文审阅；李雪霞：课题设计、论文审阅与修改；宋兆杰：参与实验、数据整理。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

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基金资助

国家自然科学基金(82060001)

海南医科大学大学生创新创业项目(S202411810006)