hASCs 外泌体治疗SD大鼠骨质疏松效果评估

Evaluation of hASCs exosome therapy for osteoporosis in SD rats

摘要

目的 探讨人脂肪间充质干细胞（human adipose‑derived mesenchymal stem cells，hASCs）来源外泌体在SD大鼠骨质疏松模型（ovariectomized，OVX）治疗效果评估，简述hASCs来源外泌体在绝经后SD大鼠骨质疏松作用。 方法 采用组织块研磨消化法提取hASCs，超速梯度离心法提取脂肪间充质干细胞来源外泌体，透射电镜TEM和纳米粒度分析追踪仪对外泌体进行表征。通过双侧卵巢摘除手术构建雌激素缺乏骨质疏松SD大鼠模型，术后4周，将大鼠随机分组，隔天行股骨颈近端髋关节注射1次，共注射4周后，收集大鼠股骨，拍摄显微CT，分析骨参数。收集大鼠肝脏、肾脏、骨髓、肌肉的病理切片进行H&E染色，评估外泌体注射的可行性，ELISA分析E2和TNF‑α与血清骨钙素水平。 结果 成功提取hASCs外泌体，并符合外泌体的形态表征，注射hASCs外泌体的OVX大鼠较注射PBS的OVX大鼠股骨骨小梁更为稳定，骨密度上升，并与假手术Sham+PBS组相比并未出现明显的骨密度降低。注射4周后OVX大鼠肝脏、肾脏、骨髓、肌肉的病理切片与sham组相比未发生病理改变，血清骨钙素和TNF‑α结果具有一定差异。 结论 hASCs外泌体能减轻OVX大鼠骨质疏松的发生进展，可能通过抑制TNF‑α介导的炎症反应，同时上调骨钙素水平从而改善骨代谢失衡，这些发现为hASCs外泌体作为一种新的治疗手段在骨质疏松症的进程中提供新的见解。

Abstract

Objective To investigate the therapeutic potential of exosomes derived from human adipose‑derived mesenchymal stem cells （hASCs） in treating osteoporosis in Sprague‑Dawley （SD） rats（ovariectomized，OVX）， and provides a concise overview of their effects on postmenopausal osteoporosis in SD rats. Methods hASCs were isolated using tissue block grinding digestion， while exosomes were extracted via ultracentrifugation. The characteristics of the exosomes were confirmed using transmission electron microscopy （TEM） and nanoparticle size analysis. The osteoporosis model of SD rats was constructed by bilateral ovariectomy. Four weeks post‑surgery， the rats were randomly allocated into groups and received injections into the proximal hip joint of the femoral neck every other day over a 4‑week period. Following this， the femurs were harvested and analyzed using micro‑computed tomography （micro‑CT） to evaluate bone parameters. Hematoxylin and eosin （H&E） staining was performed on liver， kidney， bone marrow， and muscle tissues to assess the safety of exosome injection. Enzyme‑linked immunosorbent assay （ELISA） was employed to measure estradiol （E2）， TNF‑α， and serum osteocalcin levels. Results hASC‑derived exosomes were successfully isolated and exhibited typical exosome morphology. OVX rats treated with hASC exosomes demonstrated more stable femoral trabeculae compared to those receiving PBS， along with increased bone mineral density. Additionally， no significant reduction in bone mineral density was observed in the sham+PBS group compared to the OVX group. Pathological evaluations of liver， kidney， bone marrow， and muscle tissues four weeks after injection revealed no abnormalities when compared to the sham group. Differences were noted in serum osteocalcin and TNF‑α levels. Conclusion Exosomes isolated from human adipose stem cells （hASCs） have the ability to mitigate the development and progression of osteoporosis in OVX rats. This effect might be attributed to the suppression of TNF‑α‑driven inflammation and the enhancement of osteocalcin expression， which stimulates bone formation and helps restore balance to bone metabolism. These results offer valuable perspectives on the therapeutic potential of hASCs‑derived exosomes for managing osteoporosis.

Graphical abstract

关键词

脂肪间充质干细胞 / 外泌体 / 骨质疏松 / 治疗

Key words

Adipose‑derived mesenchymal stem cells / Exosomes / Osteoporosis / Treatment

骨质疏松是一种以骨质含量减少，骨密度降低和骨微观结构改变为特征的常见代谢性疾病^［1］。骨质疏松作为一种与人口老年化相关的疾病，随着我国人口老龄人群比例的上升，其患病率也随之上升，未来骨质疏松疾病在我国仍面临沉重的负担^［2，3］。骨质疏松症已成为 21 世纪的无声疾病，由于其严重性、慢性和进展性而成为公共卫生风险^［4］。骨质疏松症导致的骨折事件频发，后果非常严重，髋部骨折死亡率2年内高达20%，50%丧失自理能力，对其生活质量带来了严峻的考验和挑战^［5，6］。尽管临床已运用靶向骨质疏松症的药物，例如双膦酸盐类和选择性雌激素受体调节剂以及降钙素药物等对骨质疏松的预防、治疗发挥着一定的作用，但需要认识到骨质疏松还没有非常理想的治疗方法^［7，8］。因此，面对骨质疏松患者日益加剧的情况下，寻找一种新的治疗途径且又能减少以往药物所带来潜在危害的治疗方法是非常必要的。

细胞外囊泡已经被广泛研究，外泌体（直径 30~200 nm）就是其中一种，几乎所有类型的细胞都会将外泌体释放到细胞外环境中^［9］。外泌体能够表现出明显的分子异质性，主要包括它们的大小、含量、细胞来源和对受体细胞的功能影响，但作为一种新颖而有效的细胞间通讯机制，外泌体已经受到广泛的关注^［10］。间充质干细胞（mesenchymal stem cells，MSCs）是当今社会热议研究的主题，因为它们是多种临床应用的潜在治疗工具^［11］。与其他间充质干细胞而言，脂肪间充质干细胞占据更多优势，可以从抽脂或术中多余的脂肪组织中采集^［12］。最近的研究结果表明，脂肪来源干细胞产生的外泌体可以有效地保护原代成骨细胞免受 TNF‑α诱导的细胞毒性和死亡^［13］。通过构建过表达脂肪组织来源的 MSC（ADMSCs）的外泌体，可以上调脊柱中白细胞介素‑6（IL‑6）的表达，减少破骨细胞的数量，增加骨矿物质含量和BMD，这些作用都将缓解小鼠的骨质疏松症^［14］。与传统骨质疏松症药物相比，外泌体具有天然性、选择性和适应性等特点，它们的副作用可以忽略不计^［15］。然而，外泌体和骨重塑之间的复杂机制尚不清楚^［16］。因此做好相关临床应用，本文旨在为外泌体治疗骨质疏松症提供有效方法和见解。

1 材料与方法

1.1 主要材料

12周龄SD雌性大鼠购自广东省医学实验动物中心［生产许可证号：SCXK（粤）2022‑002］，实验动物使用许可证号：［SYXK（琼）2024‑0001］，通过海南医科大学实验动物伦理委员会批准（编号：HYLL‑2021‑267号）；脂肪组织采集于海南医科大学第一附属医院废弃组织；Micro‑CT（Skyscan1276）；4%多聚甲醛购自武汉塞维尔生物有限公司；大鼠E2‑ELISA试剂盒购自上海酶联生物；大鼠骨钙素‑试剂盒购自上海生工有限公司；1型胶原酶购自Gibco；二氧化碳培养箱（塞维尔生物）。

1.2 方法

1.2.1 hASCs提取及培养

4 ℃生物安全箱取回脂肪组织块到实验室超净台，用手术刀柄轻轻涂刮成糊状组织后转移到50 mL离心管进行分装，随后放入4 ℃恒温冷藏冰箱沉淀2 h后，形成3层明显分层现象，上层为油，中间层为脂肪组织，下层为血细胞等杂质，保留中间层脂肪组织。用所配置1型胶原酶工作液（50 μg/mL）与25 mL中间层组织放入37 ℃恒温摇床消化2 h，将消化好的脂肪于1 000 r/min离心机中离心10 min，弃上清及其它剩余杂质，保留沉淀。使用89%DMEM/F12培养基，10%胎牛血清，1%100 U/mL青霉素/链霉素进行重悬进行分装至T25培养瓶；培养在37 ℃和5%CO₂培养箱。

1.2.2 hASCs外泌体提取

收集"1.2.1"中第五代ADMSCs细胞培养液，使用PBS润洗3次第五代细胞，更换培养基培养72 h收集细胞培养液，按以下步骤依次进行：4 ℃，2 000 g/min 离心20 min保留上层澄清液；继续4 ℃，100 000 g/min 离心30 min保留上层澄清液；将上层澄清液用0.22 μm过滤后转移至100 000 g/min离心机继续离心60 min后得到的底层沉淀即为所提取的外泌体。

1.2.3 hASCs外泌体鉴定

使用透射电镜（HITACHI‑HT‑7800）观察外泌体的微观形态。2%多聚甲醛将外泌体样本固定0.5 h，转移固定好的外泌体至铜网上，2%醋酸铀饱和酒精溶液和橼酸铅，依次各染色15 min。在80 kV 电压下获取外泌体微观图像。使用纳米粒度分析追踪仪ZetaView‑ Particle Metrix分析外泌体含量及粒径大小分布。

1.2.4 OVX大鼠模型建立

所有大鼠术前进行第一次称重，使用2.5%戊巴比妥钠（1 mL/kg）腹腔注射麻醉对大鼠进行充分麻醉，用电剃刀在大鼠背侧肋脊角处去毛备皮。用碘伏消毒铺巾后，在定位处做长约1 cm纵形切口，钝性分离至皮下肌肉组织，依次剪开肌肉和腹膜，打开腹腔寻找双侧卵巢，用缝线结扎后切除双侧卵巢，回纳暴露组织后依次缝合腹膜、肌肉和皮肤。假手术组大鼠仅予术中暴露双侧卵巢牵拉出体外后回纳，术后大鼠麻醉复苏后放回笼中继续饲并注意观察术后情况。

1.2.5 大鼠体内给药实验

将所制备的外泌体稀释成外泌体浓度 5×10⁹ particles/mL的外泌体注射液，注射剂量为0.5 mL。术后 4周，将大鼠随机分为 3 组：假手术组+PBS、手术组+PBS组和手术组+EXO 组。假手术组+PBS组通过髋关节向大鼠注射0.5 mLPBS，手术组+PBS组通过髋关节向大鼠注射0.5 mLPBS，手术组+EXO 组通过髋关节向大鼠注射0.5 mL外泌体。3 组大鼠注射频率为隔天注射1次，共注射14次后，处死大鼠并取出大鼠股骨进一步分析。

1.2.6 Micro‑CT 与骨形态学分析

将大鼠股骨在4%（体积分数）多聚甲醛中固定2 d后，Micro‑CT（Skyscan1276）拍摄高分辨率图像。使用三维股骨图像进行三维重建，并进行定量分析，分析骨参数和骨小梁等参数。

1.2.7 H&E 苏木精‑伊红染色

将大鼠取材的组织后用4%（体积分数）多聚甲醛中固定，随后包埋在石蜡中，将切片用苏木精‑伊红染色观察。

1.2.8 血清E2和TNF‑α、骨钙素检测

使用2.5%戊巴比妥钠（1 mL/kg）腹腔注射麻醉对大鼠进行充分麻醉，收集腹腔静脉血液，进行离心分装，随后放置-80 ℃冰箱保存，依照所购买试剂盒说明书进行检测。

1.3 统计学处理

使用GraphPad Prism9.0进行结果统计处理，差异性分析用单因素方差（ANOVA）和配对t检验，灰度值使用ImageJ分析。P<0.05 为差异具有统计学意义

2 结果

2.1 hASCs外泌体鉴定表征

使用透射电镜观察外泌体样本的形态，见图1A，透射电镜下可见囊状小泡，直径分布在 100 nm上下。纳米粒度分析追踪分析仪结果，见图1B，外泌体直径分布在90.1~117.5 nm，这与外泌体的特征符合，以下结果表明，提取的外泌体样本中含有本实验使用的外泌体。

2.2 大鼠血清E2和TNF‑α、骨钙素水平

血清E2水平（pg/mL）：与假手术组+PBS组（612.9±11.65）比较，手术组+PBS组（423.7±14.09）和手术组+EXO组（490.0±7.30）血清中的E2明显下降（P<0.01~0.000 1），见图2A。TNF‑α水平（pg/mL）：与假手术组+PBS组（120.2±3.482）比较，手术组+PBS组（151.3±1.814）和手术组+EXO组（134.4±4.517）血清中的TNF‑α明显上升（P<0.01~0.000 1），见图2B。骨钙素水平（pg/mL）：与假手术组+PBS组（9.580±0.635）比较，手术组+PBS组（4.839±0.275）骨钙素明显降低（P<0.000 1）；与手术组+PBS组（（4.839±0.275）相比，手术组+EXO组（8.015±0.1736）血清中的骨钙素明显上升，见图2C。

2.3 病理组织H&E 染色与血常规学结果

收集注射4周后的大鼠肝脏、骨髓、肾脏和肌肉组织进行 H&E切片染色，结果未出现明显的组织学损伤，见图3A~D。血常规学检测结果：白细胞计数：sham+PBS［（9.82±0.27）×10⁹/L］、OVX+PBS组［（10.42±0.69）×10⁹/L］、OVX+EXO组［（9.87±1.03）×10⁹/L］，差异无统计学意义（P>0.05）。血小板计数：sham+PBS［（1 118.00±94.00）］×10⁹/L、OVX+PBS［（1 182.00±109.00）×10⁹/L］、OVX+EXO［（1 167.00±58.00）×10⁹/L］，差异无统计学意义（P>0.05）。血红蛋白含量：sham+PBS［（103.40±6.07）g/L］、OVX+PBS［（107.90±3.12）g/L］；OVX+EXO［（110.80±9.46）g/L］，差异无统计学意义（P>0.05），提示没有出现明显的损伤变化，见图3E~G。

2.4 hASCs外泌体减少 OVX 大鼠骨量丢失

伦理学处死大鼠，并取大鼠股骨近端评估骨质情况。OVX+PBS组大鼠股骨内骨小梁较sham+PBS 组分离度大、股骨出现明显的骨丢失，而OVX+EXO骨量丢失不明显，骨态更为稳定，与sham+PBS组的更接近。见图4。

2.5 骨形态学定量分析

从骨的形态骨密度定量分析参数BMD（mg/cm²）显示，与sham+PBS组（732.60±27.89）对照，OVX+PBS组（512.20±8.80）和OVX+EXO组（616.90±14.33）后的大鼠出现了骨量的丢失（P<0.001）。骨密度的提升与血清骨钙素水平恢复呈正相关（r=0.75，P<0.01），提示OVX+EXO可以防止延缓OVX手术引起的骨质疏松发展。见图5。

3 讨论

3.1 脂肪间充质干细胞来源外泌体在骨质疏松潜在作用

骨质疏松症是一种全身性的骨骼疾病，其主要表现为骨密度降低和骨组织细微结构的损害，从而引发骨骼脆性增强，然而，这种疾病的发病机制和分子机制仍不清楚^［17］。当多种原因（如雌激素减少、炎症和药物）作用于骨骼时，女性绝经后雌激素减少是导致骨质疏松症主要原因，导致骨吸收增加或骨形成受损，并产生一系列不良后果^［18］。外泌体是细胞在晚期多泡内体与质膜融合后分泌的一种微小囊泡，可以选择性募集细胞内蛋白质、脂质和核酸，反映它们的内体生物发生并发挥生物学功能^［19］。越来越多的研究证实，外泌体通过信号传导促进破骨细胞活性和减少成骨细胞生成，从而导致骨质流失^［20］。最近的研究表明，脂肪来源的干细胞（ADMSC‑Exos）产生的外泌体可以有效地保护原代成骨细胞免受 TNF‑α诱导的细胞毒性和死亡，通过在原代成骨细胞中海绵miR‑141‑5p，KCNQ1OT1‑Exos对TNF‑α诱导的细胞毒性和细胞凋亡的抑制作用比ADMSCs‑Exos更明显^［21］。此外过表达脂肪组织来源的MSC（AD‑MSCs）的MiR‑21 可产生外泌体，上调脊柱中IL‑6的表达，减少破骨细胞的数量，降低尿液中脱氧吡啶啉、抗酒石酸盐酸性磷酸酶和血清组织蛋白酶K的含量，增加骨矿物质含量和BMD，这些作用将缓解大鼠的骨质疏松症^［22］。目前文献报道的研究基本都是利用大鼠自身来源外泌体，然而利用人组织来源外泌体的文献报道仅有少量。因此，本研究探索了hASCs外泌体对骨质疏松大鼠治疗的影响，利用人自身组织来源外泌体进行开展实验内容，相关研究数据将为hASCs外泌体的临床应用转化提供重要的理论支持与基础。从大鼠血清学检测中发现TNF‑α和骨钙素水平极有可能从中影响着外泌体治疗骨质疏松大鼠发生、发展。从大鼠肝、肾、骨和肌肉组织病理切片安全性中可以发现，来源于人脂肪组织外泌体在大鼠体内未发生明显的不良反应，以上研究结果为后续进一步研究hASCs预防骨质疏松的分子机制提供了思路，还可为后续预防效果的优化提供更合理指导。

3.2 临床脂肪间充质干细胞的优异性

脂肪来源的干细胞已被引入作为骨髓间充质干细胞的替代品，用于干细胞再生医学修复，脂肪间充质干细胞优异性与其他间充质干细胞相比，脂肪间充质干细胞具有组织来源分布多、采集方便，受试者痛苦低等特点^［23］。Yang等^［25］发现脐带来源的外泌体可以调控miR‑1263/Mob1/Hippo信号通路，延缓骨质疏松症中的细胞凋亡^［24］。另一项研究发现当从髋关节 OA（髋关节病/CA）、骨质疏松症（OP）或两者的组合（CA/OP）患者的成骨细胞中提取EV时，观察到对 BMSCs 代谢和成骨发育的不同影响^［25］。虽然众多细胞分泌的外泌体都在预防延缓骨质疏松发生的过程中起到明显的作用，但这些细胞不足以在临床上大批应用，本研究使用脂肪组织，培养简单高效，具备优异的临床转化性。

3.3 外泌体治疗骨质疏松的新方向

基于间充质干细胞的疗法已成为骨再生的有效治疗方法，尤其是外泌体使用结构修饰和载体构建体治疗骨质疏松症的基础研究取得了优异的成果。随着各种生物材料的最新进展以增强外泌体的治疗功能，生物材料辅助的外泌体已成为一种有前途的骨再生策略^［26］。对工程化外泌体进行表面修饰或者运用外泌体进行包装整改，已经证明可以提高干细胞本身的治疗潜力，通过直接修饰外泌体表面分子来促进其治疗效果，可以将靶向配体添加到外泌体表面，以将治疗药物精确地递送到指定的病变^［27］。这也为今后研究外泌体治疗骨质疏松的方向提供了清晰的路线，尽管已经对外泌体进行了很多相关的研究，但关于外泌体中存在的分子功能和机制、它们的分泌和转运摄取以及外泌体的许多其他方面，面临许多问题，仍需进行更多研究。

本研究中hASCs 外泌体在骨质疏松治疗中表现明显，通过OVX大鼠模型实验，初步阐述了hASCs 外泌体在骨质疏松方面表现出潜力能够明显提高治疗效果，这些结果在临床治疗中具有重要意义。

作者贡献度说明：

曹坤：数据分析和撰写论文；郭鑫、李通、华鹏冰：进行图、表的绘制；刘新宇、高竟彪、陈文建：数据整理；崔红旺：论文修订，论文审阅，监督管理。

所有作者声明不存在利益冲突关系。

参考文献

[1] Ramchand SK， Leder BZ. Sequential therapy for the long‑term treatment of postmenopausal osteoporosis［J］. J Clin Endocrinol Metabolism， 2024， 109（2）： 303‑311.

[2] 祁丽，柴培培，翟铁民，等.1990—2021年我国骨质疏松疾病负担变化及趋势分析［J］.中国卫生经济，2024，43（12）：33‑37，42.

[3] Qi L， Chai PP， Zhai TM， et al. Analysis of changes and trends in the burden of osteoporosis in China from 1990 to 2021 ［J］. Chin J Health Economics， 2024，43（12）：33‑37，42.

[4] 曾颖梅，涂丽莎，杨枝，等.中老年人群骨折风险与骨密度、骨代谢指标的相关性研究［J］.中国骨质疏松杂志，2024，30（6）：836‑841.

[5] Zeng YM， Tu LS， Yang Z， et al. Correlation study on fracture risk and bone density， bone metabolism indicators in the elderly population ［J］. Chin J Osteoporosis， 2024，30（6）：836‑841.

[6] Aibar‑AA， Voltes‑MA， Castellote CY， et al. Current status of the diagnosis and management of osteoporosis［J］. Int J Mol Sci， 2022， 23（16）： 9465.

[7] Cheng X， Zhao K， Zha X， et al. Opportunistic screening using low‐dose CT and the prevalence of osteoporosis in China： A nationwide， multicenter study［J］. J Bone Mineral Res， 2020， 36（3）： 427‑435.

[8] Checa BP， Luque PR， Perez GJ， et al. Osteoporotic vertebral fractures： Natural history and impact［J］. Rev Esp Cir Ortop Traumatol，2024，68（6）：587-596.

[9] Song S， Guo Y， Yang Y， et al. Advances in pathogenesis and therapeutic strategies for osteoporosis［J］. Pharmacol Therapeutics， 2022， 237： 108168.

[10] Leboff MS， Greenspan SL， Insogna KL， et al. The clinician’s guide to prevention and treatment of osteoporosis［J］. Osteoporosis Int， 2022， 33（10）： 2049‑2102.

[11] Kalluri R， LeBleu VS. The biology， function， and biomedical applications of exosomes［J］. Science， 2020， 367（6478）： eaau6977.

[12] Liu Y， Wang Y， Lv Q， et al. Exosomes： From garbage bins to translational medicine［J］. Int J Pharmaceut， 2020， 583： 119333.

[13] Gonzalez CE， Gonzalez FML， Gutierrez VL， et al. Isolation and characterization of exosomes from adipose tissue‐derived mesenchymal stem cells［J］. J Anatomy， 2021， 238（5）： 1203‑1217.

[14] 盛春辉，张晓，吕珑薇，等.人脂肪间充质干细胞外泌体对去势小鼠骨质疏松的预防［J］.北京大学学报（医学版），2025，57（2）：217‑226.

[15] Sheng CH， Zhang X， Lv LW， et al. Effects of exosomes derived from human adipose‑derived mesenchymal stem cells on the prevention of osteoporosis in castrated mice ［J］. J Peking Univ （Medicine Edition）， 2025，57（2）：217‑226.

[16] Wang S， Jia J， Chen C. lncRNA‑KCNQ1OT1： A potential target in exosomes derived from adipose‐derived stem cells for the treatment of osteoporosis［J］. Stem Cells Int， 2021， 2021（1）： 7690006.

[17] Hu L， Guan Z， Tang C， et al. Exosomes derived from microRNA‐21 overexpressed adipose tissue‐derived mesenchymal stem cells alleviate spine osteoporosis in ankylosing spondylitis mice［J］. J Tissue Eng Regenerat Med， 2022， 16（7）： 634‑642.

[18] Geng Z， Sun T， Yuan L， et al. The existing evidence for the use of extracellular vesicles in the treatment of osteoporosis： A review［J］. Int J Surg， 2025， 111（5）： 3414‑3429.

[19] Meng F， Xue X， Yin Z， et al. Research progress of exosomes in bone diseases： Mechanism， diagnosis and therapy［J］. Front Bioeng Biotechnol， 2022， 10： 866627.

[20] Aghebati ML， Dolati S， Zandi R， et al. Prospect of mesenchymal stem cells in therapy of osteoporosis： A review［J］. J Cell Physiol， 2019， 234（6）： 8570‑8578.

[21] Huang G， Zhao Q， Li W， et al. Exosomes：A new option for osteoporosis treatment［J］. Medicine， 2022， 101（52）： e32402.

[22] Jadli AS， Ballasy N， Edalat P， et al. Inside （sight） of tiny communicator： Exosome biogenesis， secretion， and uptake［J］. Mol Cell Biochem， 2020， 467： 77‑94.

[23] Shao J， Li H， Zhang X， et al. Identification of serum exosomal microRNA expression profiling in menopausal females with osteoporosis by high‑throughput sequencing［J］. Curr Med Sci， 2020， 40（6）： 1161‑1169.

[24] Yang B， Kuang M， Kang J， et al. Human umbilical cord mesenchymal stem cell‑derived exosomes act via the miR‑1263/Mob1/Hippo signaling pathway to prevent apoptosis in disuse osteoporosis［J］. Biochem Biophysical Res Communicat， 2020， 524（4）： 883‑889.

[25] Hu L， Guan Z， Tang C， et al. Exosomes derived from microRNA‐21 overexpressed adipose tissue‐derived mesenchymal stem cells alleviate spine osteoporosis in ankylosing spondylitis mice［J］. J Tissue Eng Regenerat Med， 2022， 16（7）： 634‑642.

[26] Yang S， Sun Y， Yan C. Recent advances in the use of extracellular vesicles from adipose‑derived stem cells for regenerative medical therapeutics［J］. J Nanobiotechnol， 2024， 22（1）： 316.

[27] 王彬，何鹏，刘晓伟，等.外泌体微小RNA在骨质疏松症中的研究进展［J］.医学研究与战创伤救治，2023，36（11）：1212‑1216.

[28] Wang B， He P， Liu XW， et al. Research progress of exosomal microRNAs in osteoporosis ［J］. Med Res Trauma Treatment， 2023，36（11）：1212‑1216.

[29] Yang B， Kuang M， Kang J， et al. Human umbilical cord mesenchymal stem cell‑derived exosomes act via the miR‑1263/Mob1/Hippo signaling pathway to prevent apoptosis in disuse osteoporosis［J］. Biochem Biophysical Res Communicat， 2020， 524（4）： 883‑889.

[30] Niedermair T， Lukas C， Li S， et al. Influence of extracellular vesicles isolated from osteoblasts of patients with cox‑arthrosis and/or osteoporosis on metabolism and osteogenic differentiation of BMSCs［J］. Front Bioengineering Biotechnol， 2020， 8： 615520.

[31] Lu Y， Mai Z， Cui L， et al. Engineering exosomes and biomaterial‑assisted exosomes as therapeutic carriers for bone regeneration［J］. Stem Cell Res Therapy， 2023， 14（1）： 55.