基于肠道菌群/LPS轴探讨甘草酚对结肠损伤小鼠的保护作用

Protective effect of glycyrol against colonic injury in mice via gut microbiota/LPS axis

摘要

目的 探讨甘草酚（GC）是否通过调节肠道菌群与细胞自噬缓解5-氟尿嘧啶（5-FU）所致的小鼠肠道损伤。　方法将32只5周龄雄性SPF级BALB/c小鼠（体质量约18 g）分为对照组、甘草酚组、模型组（5-FU致结肠损伤）和甘草酚+5-FU组。对照组1~14 d每天灌胃生理盐水，12~14 d每天腹腔注射生理盐水；甘草酚组1~14天每天灌胃甘草酚20 mg/kg，12~14 d每天腹腔注射生理盐水；模型组1~14 d每天灌胃生理盐水，12~14 d每天腹腔注射5-FU 100 mg/kg；甘草酚+5-FU组1~14 d每天灌胃甘草酚20 mg/kg，12~14 d每天腹腔注射5-FU 100 mg/kg。实验期间，每天测量一次体质量和摄食量，实验最后一天取小鼠粪便，16S rRNA测序技术分析各组小鼠肠道菌群结构及功能，处死后取胸腺和脾脏，计算胸腺指数和脾指数。酶联免疫吸附法（ELISA）检测血清脂多糖（LPS）和结肠组织肿瘤坏死因子-α（TNF-α）浓度，HE染色法观察小鼠结肠病理形态变化；Western blot检测结肠组织中自噬蛋白p62、LC3-Ⅱ表达。将人结肠癌细胞系HCT116分为正常对照组、甘草酚组（培养液加入GC 20 μmol/L培养48 h）、LPS组（培养液加入LPS 1 μg/L培养48 h）、甘草酚+LPS组（培养液加入GC 20 μmol/L和LPS 1 μg/L培养48 h），通过Western blot检测细胞中自噬蛋白LC3-Ⅱ、p62水平。 结果 与对照组相比，第14天甘草酚组小鼠各项指标无显著差异；而模型组小鼠体质量和摄食量显著下降（P<0.01），胸腺和脾脏指数显著降低（P<0.01），HE染色结果发现结肠组织炎症细胞浸润明显，小鼠结肠组织TNF-α浓度显著升高（P<0.01），血清LPS明显上升（P<0.05），LPS产生相关菌拟杆菌属、螺杆菌属、毛螺菌属的相对丰度明显上升（P<0.05），小鼠肠组织自噬蛋白p62明显升高（P<0.05）、LC3-Ⅱ明显降低（P<0.01）。与模型组相比，甘草酚+5-FU组体质量、摄食量、胸腺和脾脏指数显著上升（P<0.05），HE染色结果发现结肠组织病理损伤减轻，TNF-α和LPS浓度显著下降（P<0.05）；LPS产生相关菌拟杆菌属、螺杆菌属、毛螺菌属的相对丰度明显下降（P<0.05），小鼠结肠组织自噬蛋白p62明显下降（P<0.05）、LC3-Ⅱ明显上升（P<0.05）。在HCT116细胞中，与对照组相比，甘草酚组自噬相关蛋白p62和LC3-Ⅱ水平无显著差异，LPS组自噬蛋白p62水平明显升高（P<0.01）、LC3-Ⅱ水平明显降低（P<0.01）；与LPS组相比，甘草酚+LPS组自噬蛋白p62水平降低（P<0.05）、LC3-Ⅱ水平升高（P<0.05）。 结论 甘草酚可能通过调节肠道菌群抑制LPS过量产生，恢复自噬水平，保护肠道。

Abstract

Objective To investigate whether glycyrol（GC） alleviates 5-fluorouracil（5-FU）-induced intestinal injury in mice by modulating the gut microbiota and the cellular autophagy. Methods Thirty-two 5-week-old male SPF-grade BALB/c mice（approximately 18 g） were randomly divided into four groups： control group， glycyrol（GC） group， model group（5-FU-induced colon injury）， and glycyrol+5-FU group. The mice in control group received daily intragastric administration of normal saline at days 1-14 and daily intraperitoneal injection of normal saline at days 12-14. The mice in GC group received daily intragastric administration of glycyrol（20 mg/kg） at days 1-14 and daily intraperitoneal injection of normal saline from days 12-14. The mice in model group received daily intragastric administration of normal saline at days 1-14 and daily intraperitoneal injection of 5-FU（100 mg/kg） at days 12-14. The mice in glycyrol+5-FU group received daily intragastric administration of glycyrol（20 mg/kg） at days 1-14 and daily intraperitoneal injection of 5-FU（100 mg/kg） at days 12-14. Body weight and food intake were measured daily. On the final day of the experiment， fecal samples were collected for 16S rRNA sequencing to analyze the gut microbiota structure and function. After euthanasia， the thymus and the spleen were harvested to calculate thymus index and spleen index. Serum lipopolysaccharide（LPS） and colon tumor necrosis factor-α（TNF-α） concentrations were detected by enzyme-linked immunosorbent assay（ELISA）. Colon histopathological changes were observed by HE staining. The expressions of autophagy-related proteins p62 and LC3-Ⅱ in colon tissue were detected by Western blot. The human colon cancer cell line HCT116 was divided into normal control group， GC group（cultured with 20 μmol/L GC for 48 h）， LPS group（cultured with 1 μg/L LPS for 48 h）， and GC+LPS group（cultured with 20 μmol/L GC and 1 μg/L LPS for 48 h）. The levels of autophagy-related proteins LC3-Ⅱ and p62 in HCT116 cells were detected by Western blot. Results Compared with control group， no significant differences were observed in any indicators at day 14 in GC group. Compared with control group， body weight and food intake significantly decreased in model group（P<0.01）， thymus index and spleen index were significantly reduced（P<0.01）， significant inflammatory cell infiltration in colon tissue was found by HE staining， colon TNF-α concentration was significantly increased（P<0.01）， serum LPS was significantly elevated（P<0.05）， the relative abundances of LPS-producing bacteria including Bacteroides， Helicobacter， and Lachnospiraceae， were significantly increased（P<0.05）， p62 expression in colon tissue was significantly increased（P<0.05）， and LC3-Ⅱ expression was significantly decreased（P<0.01）. Compared with model group， body weight， food intake， thymus index， and spleen index were significantly increased in glycyrol+5-FU group（P<0.05）； the pathological damage in colon tissue was alleviated by HE staining； TNF-α and LPS concentrations were significantly decreased（P<0.05）； the relative abundances of LPS-producing bacteria Bacteroides， Helicobacter， and Lachnospiraceae were significantly reduced（P<0.05）； p62 expression in colon tissue significantly decreased（P<0.05）， and LC3-Ⅱ was significantly increased（P<0.05）. In HCT116 cells， compared with control group， the levels of autophagy-related proteins p62 and LC3-Ⅱ showed no significant differences in GC group. Compared with control group， p62 level was significantly increased in LPS group（P<0.01）， and LC3-Ⅱ level was significantly decreased（P<0.01）. Compared with LPS group， p62 level was decreased while LC3-Ⅱ level was increased in GC+LPS group（P<0.05）. Conclusion Glycyrol may protect the intestine by modulating the gut microbiota， inhibiting the excessive LPS production， and restoring the autophagy levels.

Graphical abstract

关键词

甘草酚 / 结肠损伤 / 肠黏膜屏障 / 肠道菌群 / 脂多糖 / 自噬

Key words

glycyrol / colon injury / intestinal mucosal barrier / gut microbiota / LPS / autophygy

肠黏膜屏障是抵御潜在致病物（如肠道微生物、食物抗原和胃肠道毒素）的第一道防线^［1，2］。肠黏膜的完整性受到诸多因素影响，如药物刺激、饮食等^［3，4］，肠黏膜屏障受损会导致肠道通透性改变，致病微生物成分进入体内，病原抗原侵入黏膜组织，激活局部免疫诱发炎症反应。所以维持肠道黏膜的完整性和稳定性对身体健康至关重要。

肠道菌群的组成和功能与人体健康密切相关。肠道菌群通过代谢膳食营养素^［5］、防止肠道病原体定植^［6］、调节宿主免疫系统和代谢^［7］等维持肠道稳态。研究表明，肠道菌群失调与宿主免疫功能密切相关^［8，9］。因此，预防肠道菌群失调，保持肠道内环境稳态对机体健康十分重要。脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）是革兰阴性菌细胞壁的主要成分之一，是一种致病因子。一般健康人群肠道中有少量LPS，但菌群失调时会产生过量的LPS，直接破坏肠道黏膜，引发炎症^［10］。因此，预防肠道菌群紊乱对保护肠道至关重要。

甘草是一种药食同源植物，据《中华人民共和国药典》记载，甘草归肺、心、胃经，有消炎祛痰等功效^［11］。据报道，甘草有改善小鼠肠道微生态、缓解炎性损伤、保护肠黏膜屏障、缓解腹泻等功能^［12-15］，提示其在肠道保护方面的潜力。甘草酚（glycyrol， GC）是甘草多酚类活性物质^［16］，课题组前期研究表明，甘草酚能抑制结肠癌细胞增殖，激活自噬减轻肠道损伤^{［17，18］}。然而，GC进入肠腔后如何发挥作用尚不清楚。因此，本研究使用甘草酚干预结肠损伤小鼠，探究甘草酚对肠道菌群、产物LPS以及肠道细胞自噬的影响，揭示甘草酚在结肠保护方面的机制，为甘草酚保护肠道提供理论基础和数据支持。

1 材料与方法

1.1 主要试剂

甘草酚购自云南西力生物技术股份有限公司，纯度98.5%；5-FU购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司，纯度>99%；小鼠组织TNF-α ELISA试剂盒购自上海鑫乐生物公司；血清LPS检测ELISA试剂盒购自泉州睿信生物科技有限公司；兔抗LC3抗体、兔抗p62抗体均购自武汉Abclonal生物公司；兔抗β-actin抗体购自美国Bioworld公司。人结肠癌细胞系HCT116（山西省肿瘤医院动物实验室馈赠）。

1.2 动物分组及处理

将32只5周龄雄性SPF级BALB/c小鼠，体质量约18 g，购买于北京斯贝福实验动物技术有限公司，实验动物生产许可证：SCXK（京）2019-0010），在动物房12 h明暗交替，适应性喂养1周后开始实验。将小鼠随机分为4组（n=8）：对照组、甘草酚组（20 mg/kg）、模型组（5-FU，100 mg/kg），甘草酚+5-FU组。小鼠灌胃和腹腔注射方法参照文献［19］。对照组1~14 d每天灌胃生理盐水，12~14 d每天腹腔注射生理盐水；甘草酚组1~14 d每天灌胃甘草酚20 mg/kg，12~14 d每天腹腔注射生理盐水；模型组1~14 d每天灌胃生理盐水，12~14 d每天腹腔注射5-FU 100 mg/kg；甘草酚+5-FU组1~14 d每天灌胃甘草酚20 mg/kg，12~14 d每天腹腔注射5-FU 100 mg/kg。实验期间每天称一次小鼠体质量，12~14 d每天称一次食物质量计算摄食量。各组小鼠于取材前一天（末次给药后）禁食但不禁水12 h，样本采集当天首先称定小鼠体质量，摘眼球取血后脱颈椎处死小鼠^［19］，取胸腺、脾脏、结肠组织进行后续实验。所有动物实验过程均按照《实验动物管理条例》执行，并经山西省肿瘤医院动物研究中心批准（IACUC-2022004）。

1.3 细胞分组及处理

细胞培养于含10%胎牛血清的培养基（含1%双抗），37 ℃、5% CO₂饱和湿度的的培养箱中培养。甘草酚溶液配制：称取10 mg甘草酚粉剂，准确加入1 mL二甲基亚砜，配置成10 mg/mL的母液，过滤除菌，将其冻于-20 ℃待用；使用时待其融化后，用完全培养基将其配制为20 μmol/L。为探究LPS对自噬的影响，取对数生长期细胞接种至细胞培养板上，待细胞贴壁后将细胞随机分为：对照组、模型组（LPS，1 μg/mL）、甘草酚组（20 μmol/L甘草酚）、甘草酚+LPS组（1 μg/mL LPS+20 μmol/L甘草酚，甘草酚干预2 h后加入LPS），干预48 h后收集细胞，收集总蛋白后对自噬蛋白LC3-Ⅱ、p62行检测。

1.4 胸腺和脾脏指数的测定

处死小鼠后取胸腺和脾脏，滤纸吸去血迹后分别称重，计算胸腺和脾脏指数。胸腺（脾脏）指数=胸腺（脾脏）质量/体质量。

1.5 苏木精-伊红染色检测结肠组织病理

取1 cm的结肠组织置于多聚甲醛固定液中，固定后的组织经梯度乙醇脱水、二甲苯透明，52 ℃石蜡包埋，常规切片，切片厚5 mm，贴于处理过的干净载玻片上，34 ℃烤片过夜，之后收集于载片盒中，4 ℃密封保存。脱蜡复水后用苏木精-伊红（HE）染色。脱水、封片，光学显微镜观察、拍照。

1.6 小鼠血清LPS检测

在4 ℃条件下将小鼠血液4 000 r/min 离心20 min后吸出上层血清，-80 ℃保存，避免反复冻融。根据小鼠血清LPS ELISA检测试剂盒说明书步骤检测小鼠血清LPS浓度。

1.7 结肠组织肿瘤坏死因子检测

结肠组织与生理盐水按1∶9［质量（g）∶体积（mL）］，冰水浴条件下匀浆，10 000 r/min离心15 min，取上清液。根据ELISA检测试剂盒说明书步骤检测小鼠组织TNF-α浓度。给出主要步骤，波长。

1.8 蛋白免疫印迹检测LC3-Ⅱ、p62蛋白水平

取20 mg结肠组织样品，剪碎后加入200 μL裂解液和2 μL蛋白酶抑制剂，用组织匀浆仪将组织匀浆后，13 000 r/min离心10 min，取上清待用；在1.3中所述4组细胞中分别加入200 μL裂解液和2 μL蛋白酶抑制剂，分别提取各组细胞总蛋白，用BCA法检测蛋白浓度。SDS-PAGE分离蛋白，湿法转膜，5%脱脂牛奶室温封闭2 h，加入相应一抗：p62（1∶1 000）、LC3-Ⅱ（1∶1 000）、β-actin（1∶10 000），4 ℃孵育过夜；PBST洗涤3次，每次10 min，加入羊抗兔IgG-HRP（1∶10 000），室温孵育 2 h，PBST漂洗3次，ECL发光液显色，于凝胶成像系统下成像，用ImageJ软件检测积分吸光度值，以目标蛋白与内参蛋白条带积分吸光度值比值表示蛋白的相对表达水平。

1.9 16S RNA肠道菌群测序

提取小鼠粪便DNA，对特定长度的PCR产物或者捕获的片段进行测序。测序工作委托北京诺禾致源有限公司使用NovaSeq6000平台进行二代测序完成。通过SILVA（release 132）分类器使用每个样本的相对丰度对特征丰度进行归一化。将分配的读段数与测序的总读段数进行归一化，计算各分类单元的相对丰度，并计算各类群的平均丰度。使用Qiime软件（Version 1.9.1）计算Chao1、Shannon、ACE指数，使用graphpad软件进行Alpha多样性指数组间差异分析；LEfSe分析使用LEfSe软件，默认设置LDA Score的筛选值为4。

1.10 统计学分析

使用Graphpad 8.4.2绘制图形。计量数据以平均值±标准差（X±S）表示，计量资料服从正态分布且方差齐时采用单因素方差分析（One-way ANOVA） 进行统计比较；服从正态分布且方差不齐时采用Welch矫正的单因素方差分析；多组间进一步比较采用Tukey事后检验。P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 甘草酚对小鼠基础指标的影响

与对照组相比，第14天模型组小鼠体质量明显下降（P<0.01）；与模型组相比，第14天甘草酚+5-FU组小鼠体质量有所恢复（见图1）。与对照组相比，第14天模型组摄食量明显减少（P<0.05）；与模型组相比，第14天甘草酚+5-FU组明显改善摄食量（P<0.01，见图1）。

2.2 甘草酚对肠损伤小鼠免疫指数的影响

与对照组相比，模型组小鼠胸腺指数和脾脏指数显著降低（P<0.01）；与模型组相比，甘草酚+5-FU组小鼠胸腺指数和脾脏指数明显增加（P<0.05，见图2）。

2.3 甘草酚对肠损伤小鼠结肠形态和组织病理学的影响

对照组和甘草酚组小鼠结肠黏膜结构完整，上皮细胞和肠绒毛排列整齐，肠腺内杯状细胞数量丰富，无淋巴细胞浸润现象；而在模型组中，肠壁边缘出现断裂，隐窝结构被破坏，并有明显的炎性细胞浸润；与5-FU组比较，甘草酚+5-FU组结肠黏膜受损程度得到改善，隐窝的形状和分布得以恢复（见图3）。

2.4 甘草酚对肠损伤小鼠炎症指标的影响

与对照组相比，模型组小鼠结肠组织中TNF-α浓度明显升高（P<0.01）；与模型组相比，甘草酚+5-FU组可以降低TNF-α浓度（P<0.05，见图4）。与对照组相比，模型组小鼠血清中LPS浓度明显升高（P<0.05）；与模型组相比，甘草酚+5-FU组小鼠LPS水平降低（P<0.05，见图4）。

2.5 甘草酚对结肠损伤小鼠肠道菌群结构的影响

与对照组相比，模型组ACE指数明显升高，差异有统计学意义；与对照组相比，模型组Chao1指数明显升高（P<0.01，见表1）。与模型组相比，甘草酚+ 5-FU组ACE指数、Chao1指数明显下降（P<0.05，见表1），更接近对照组。

线性判别分析（LDA）结果确定了28个判别特征（LDA得分>4），其相对丰度在各组之间差异显著（见图5A）。模型组和对照组相比，对照组中毛螺菌科、拟杆菌目、拟杆菌纲、拟杆菌门、鼠李糖乳杆目相对丰度更高，而模型组中副拟杆菌属、坦纳菌科、假单胞菌目、弯曲杆菌目、弯曲杆菌纲、弯曲杆菌门、螺杆菌属和螺杆菌科的相对丰度更高（见图5B）；甘草酚+ 5-FU组和模型组相比，模型组肠杆菌目、肠球菌属、粪肠球菌、肠球菌科、短波单胞菌属、假单胞菌目、乳杆菌科、γ-变形菌纲、变形菌门、乳杆菌目、芽孢杆菌纲相对丰度更高，而甘草酚+5-FU组毛螺菌科、拟杆菌纲、拟杆菌门、拟杆菌目相对丰度更高（见图5C）。

2.6 小鼠肠道菌群的分类学组成和分布

通过16S RNA测序一共检测到28个菌门，选取最大丰度排名前10的物种，分别是拟杆菌门、厚壁菌门、疣微菌门、弯曲菌门、变形菌门、蓝藻菌门、放线菌门、脱铁杆菌门（见图6A）。与对照组相比，模型组拟杆菌门丰度有下降趋势，而厚壁菌门丰度和变形菌门丰度有所上升，弯曲菌门明显上升；与模型组相比，甘草酚+5-FU组拟杆菌门、厚壁菌门、变形菌门丰度下降，弯曲菌门丰度上升。

各组小鼠肠道菌群在属水平的分类学组成和分布不同，列举了丰度排列在前35的菌群属名，其余丰度较低的属均以“Others”归为一类。如图6B所示，与对照组相比，模型组肠球菌、芽孢杆菌、普雷沃菌丰度明显升高；与模型组相比，甘草酚+5-FU组肠球菌、芽孢杆菌、拟普雷沃菌丰度下降。与对照组相比，模型组益生菌双歧杆菌丰度明显降低；而与模型组相比，甘草酚+5-FU组双歧杆菌丰度上升。

2.7 甘草酚对LPS产生菌丰度的影响

与对照组相比，模型组中与LPS产生相关的革兰阴性杆菌包括拟杆菌属、螺杆菌属、毛螺菌属的相对丰度明显增加（P<0.05），普雷沃氏菌属的相对丰度有所上升（P<0.05）；与模型组比较，甘草酚+5-FU组拟杆菌属、螺杆菌属、毛螺菌属的相对丰度明显下降（P<0.05，见图7）。

2.8 甘草酚恢复肠损伤小鼠结肠自噬水平

与对照组比较，模型组p62水平明显升高（P<0.01），LC3-Ⅱ水平明显降低（P<0.01）；与模型组相比，甘草酚+5-FU组p62水平明显降低（P<0.05），LC3-Ⅱ水平升高（P<0.05，见图8）。

2.9 甘草酚恢复HCT116细胞自噬水平

与对照组比较，LPS组p62水平明显升高（P<0.01），LC3-Ⅱ水平明显降低（P<0.05）；与LPS组相比，甘草酚+LPS组p62水平明显下降（P<0.05）、LC3-Ⅱ水平升高（P<0.05，见图9）。

3 讨论

肠道由肠黏膜机械屏障、化学屏障以及生物屏障组成。肠黏膜机械屏障损伤及由此导致的肠道黏膜屏障失衡是引发肠道异常免疫、炎症产生和溃疡形成的前提，是肠道疾病发病的始动因素和病程进展的核心环节，因此维持肠道的完整性和稳定性对身体健康至关重要^［20］。目前在治疗肠道疾病时使用较多的是抗生素类药品，使用这类药品时会出现如过敏、呕吐及腹泻等副作用^［21］。植物提取物治疗疾病时副作用较小，且多项研究表明植物提取物可以通过影响肠道菌群、炎症因子产生等减轻肠道不良反应^［22］。因此寻找有效减轻肠道损伤、保护肠黏膜的植物提取物对健康有重要价值。课题组之前研究表明甘草酚能够保护肠道^［17］。本研究结果显示，甘草酚可以调节肠道菌群减少肠损伤小鼠体内的LPS，恢复肠道自噬水平，从而保护肠道。

肠道菌群与肠道健康密切相关，肠道中一些致病微生物可能会引起多种炎症细胞和炎症因子产生，破坏肠道黏膜壁的完整性，影响黏膜的免疫功能。据报道，溃疡性结肠炎的发生常伴随着肠道菌群紊乱^［23］，而补充益生菌可以预防结肠黏液缺陷，治疗腹泻患者的黏液层退化问题^［24］。本研究通过16S rRNA扩增测序技术分析了各组小鼠粪便样本中的微生物群，结果表明，结肠损伤小鼠肠道菌群的丰富度显著增加，而多样性却有所降低，很可能与致病菌的数量增加、有益菌的数量减少有关，甘草酚则能够将肠道菌群的整体结构调节到正常水平。多项研究表明，拟杆菌门能够抑制致病菌及增强宿主对病毒的抵抗力^{［25，26］}。弯曲杆菌、变形菌、肠球菌丰度的增加表示肠道微生物的紊乱及肠道微生态环境的失调，在特定条件下会诱导肠道炎症的发生^［27］。本次结果显示，模型组的拟杆菌门比例下降，变形杆菌门、弯曲杆菌门和肠球菌比例明显增加。这些致病菌比例失调可能是导致5-FU小鼠肠损伤的原因，甘草酚可以调节以上肠道菌群。革兰氏阴性杆菌产物LPS过量产生会破坏肠黏膜^［28］，因此研究肠损伤小鼠体内LPS的产生对保护肠道非常重要。本次实验中，模型组革兰阴性杆菌包括拟杆菌属、螺杆菌属、普雷沃氏菌属、毛螺菌属的相对丰度明显增加，甘草酚干预后使其恢复到正常水平。本结果表明，甘草酚能调节肠损伤小鼠肠道内的LPS产生菌，抑制LPS过量产生进而保护肠道损伤。

自噬对维持肠道健康发挥关键作用。自噬可通过调控肠上皮细胞的通透性及减轻炎症^{［29，30］}，维持肠道健康。此外，肠道菌群与自噬有相互调节作用^{［31，32］}，但具体机制不明。本研究结果表明，模型组p62蛋白明显上升、LC3-Ⅱ蛋白明显下降，表明肠损伤小鼠自噬受到抑制，甘草酚干预能够恢复肠损伤小鼠自噬水平。在细胞实验中发现，LPS抑制了自噬，这提示革兰阴性杆菌产物LPS很可能是抑制自噬的关键。本研究仅关注了LPS和自噬之间的单向调控，在细胞实验中观察到LPS会抑制自噬的现象，为后续体内实验提供了一定的基础。但因两者关系复杂，自噬是否会影响肠道菌群和LPS的产生并未探明，因此未来研究可以在动物模型中深入探究自噬和LPS作用的具体机制。

综上，甘草酚通过调节小鼠肠道菌群抑制LPS过量产生，恢复肠道自噬水平可能是减轻损伤的机制之一，这提示甘草酚可能是一种改善肠道健康的天然物质。

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基金资助

国家自然科学基金青年科学基金项目(82304147)

空军军医大学航空航天医学系文职人员成长扶持“引航计划”项目(2024HYYH07)