气管导管不同程度套囊压及不同插管状态对成年兔气管内膜形态结构损伤程度的影响

Effects of different degrees of cuff pressures of endotracheal tubes and different intubation states on degree of injury of morphology and structure of tracheal intima in adult rabbits

摘要

目的 探讨不同程度套囊压及不同插管状态对成年兔气管内膜形态结构的影响，为临床气管插管套囊压管理提供参考。 方法 32只新西兰白兔随机分为健康状态插管组（HSI组）（n=16）和失血休克插管组（BLSI组）（n=16）。BLSI组兔建立失血性休克模型。2组兔分别按套囊压分为30 cmH₂O（P30 cmH₂O，n=4）、40 cmH₂O（P40 cmH₂O，n=4）、50 cmH₂O（P50 cmH₂O，n=4）和60 cmH₂O（P60 cmH₂O，n=4）4个亚组。肉眼和HE染色分别观察各组兔套囊压迫部位气管内膜大体标本形态表现和病理形态表现，检测各组兔气管内膜假复层柱状纤毛上皮缺失率、炎性细胞浸润率、黏膜下充血水肿、黏膜下出血等各种组织损伤表现。 结果 大体标本形态表现观察到兔气管套囊压迫部位呈不同程度苍白色且气管呈不同程度向外周膨隆，未受压部位呈现暗红色，压迫部位和未受压部位气管内膜颜色差异明显；在相同套囊压力条件下，与HSI组比较，BLSI组兔气管内膜苍白程度加重。与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜假复层纤毛柱状上皮缺失率均明显升高（P<0.05）；与30 cmH₂O压力组比较，40 cmH₂O压力组、50 cmH₂O压力组和60 cmH₂O压力组兔气管内膜假复层纤毛柱状上皮缺失率均明显升高（P<0.05）。与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜炎性细胞浸润率明显增加（P<0.05）；与30 cmH₂O压力组比较，40 cmH₂O压力组、50 cmH₂O压力组和60 cmH₂O压力组兔气管内膜炎性细胞浸润率明显增加（P<0.05）。与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜充血水肿程度明显增加（P<0.05）；与30 cmH₂O压力组比较，40 cmH₂O压力组、50 cmH₂O压力组和60 cmH₂O压力组兔气管内膜充血水肿程度明显增加（P<0.05）。2组兔均未观察到0度损伤。 结论 气管导管套囊压超过安全限度会造成气管内膜不同程度损伤。

Abstract

Objective To investigate the effects of different degrees of cuff pressures and different intubation states on the morphology and structures of the tracheal intima in the adult rabbits， and to provide a reference for clinical tracheal intubation cuff pressure management. Methods Thirty-two New Zealand white rabbits were randomly divided into healthy state intubation group （HSI group）（n=16） and hemorrhagic shock intubation group （BLSI group）（n=16）. The hemorrhagic shock model of the rabbits in BLSI group was established. Each group was further divided into four subgroups according to cuff pressure： 30 cmH₂O （P30 cmH₂O， n=4）， 40 cmH₂O （P40 cmH₂O， n=4）， 50 cmH₂O（P50 cmH₂O， n=4）， and 60 cmH₂O（P60 cmH₂O， n=4）. The gross and pathological morphology of the tracheal intima of the rabbits at the cuff compression site in various groups were observed by visual inspection and HE staining. The various histological injury manifestations， including the rate of absence of pseudostratified ciliated columnar epithelium， the amount of inflammatory cell infiltration， the degree of submucosal congestion and edema， and submucosal hemorrhage of the rabbits in various groups were detected. Results The gross examination results revealed that the tracheal intima at the cuff compression site of the rabbits exhibited varying degrees of paleness， accompanied by peripheral bulging of the trachea； in contrast， non-compressed regions appeared dark red， and the color difference between compressed and non-compressed areas was obvious. Under the condition of the same cuff pressure， the degree of tracheal intima paleness of the rabbits in BLSI group was increased compared with HSI group. Compared with HSI group， the rates of abscence of pseudostratified ciliated columnar epithelium in the tracheal intima of the rabbits in all subgroups in BLSI group were significantly increased （P<0.05）. Compared with 30 cmH₂O pressure group， the rates of abscence of pseudostratified ciliated columnar epithelium in the tracheal intima of the rabbits in 40 cmH₂O， 50 cmH₂O， and 60 cmH₂O pressure groups were significantly elevated （P<0.05）. Compared with HSI group， the rates of inflammatory cell infiltration in the tracheal intima of the rabbits in all subgroups in BLSI group were significantly increased （P<0.05）. Compared with 30 cmH₂O pressure group， the rates of inflammatory cell infiltration in the tracheal intima of the rabbits in 40 cmH₂O， 50 cmH₂O， and 60 cmH₂O pressure groups were significantly increased （P<0.05）. Compared with HSI group， the degrees of tracheal submucosal congestion and edema of the rabbits in all subgroups in BLSI group were significantly increased （P<0.05）. Compared with 30 cmH₂O pressure group， the degrees of tracheal submucosal congestion and edema of the rabbits in 40 cmH₂O， 50 cmH₂O， and 60 cmH₂O pressure groups were significantly increased （P<0.05）.No Grade 0 injury of the rabbits was observed in either group. Conclusion Exceeding the safe upper limit of endotracheal tube cuff pressure results in varying degrees of tracheal intima injury.

Graphical abstract

关键词

气管黏膜损伤 / 气管狭窄 / 肉芽增生 / 套囊压 / 气管插管

Key words

Tracheal mucosal injury / Tracheal stenosis / Granulation hyperplasia / Cuff pressure / Endotracheal intubation

气管插管是全身麻醉、重症治疗、呼吸衰竭和心肺复苏等治疗必须采用的技术措施^［1］。气管导管以套囊充压封闭气道，当套囊压过高或长时间存在时，其压迫的气管部位会发生不同程度的气管内膜损伤，严重者可发生气管黏膜缺血坏死，继而出现气管内膜纤维组织增生导致气管腔狭窄、呼吸困难等危害^［2-3］。ESTELLER-MORÉ等^［4］发现：气管插管相关气道损伤大多是由封闭气道的恒定压过高所引发。在麻醉过程中，为了与气管特殊形状相弥合，达到完全密闭气道的目的，套囊内压就会超过气管的弹性变形限度，此类医源性损伤不可避免。但即使是短时间的套囊压力升高也可能导致气管黏膜损伤，包括缺血、溃疡、坏死、气管食管瘘和潜在的致命性气管破裂^［5-6］。本研究以兔为研究对象，通过大体标本和病理学观察，探讨不同程度套囊压对成年兔气管内膜形态结构的影响，为临床气管插管套囊压管理提供参考依据。本研究系统地揭示休克状态下套囊压的损伤风险，通过多压力梯度、病理分级和临床转化建议，能够警示高压的危害，更强调了对特殊人群（如休克患者）的个体化管理，为优化气管插管实践和减少并发症提供了实证依据。

1 材料与方法

1.1　实验动物、主要试剂和仪器

32只成年雄性新西兰兔购自北京美绿洲生物科技有限公司（编号：110333241100066023），体质量3~4 kg，实验动物使用许可证号：SYXK（吉）2021-0002，实验动物生产许可证号：SCXK（京）2020-0003。饲养于吉林大学公共卫生学院实验动物中心。饲养温度20 ℃~25 ℃，湿度40%~65%，每只单独饲养，适应5 d，自由获取水和食物，专人定期补充。本研究经本院伦理委员会审核通过，伦理审批编号：SY2024-07-003，所有动物操作均符合实验动物使用和保护条例。实验用吸入用七氟烷（日本丸石制药株式会社），丙泊酚（江苏盈科生物制药有限公司），顺式阿曲库铵（江苏恒瑞医药股份有限公司），甲醛中性固定液（批号：240421，南昌雨露实验器材有限公司）。一次性使用气管插管常用普通型2.5 mm有套囊（江西格兰斯医疗器械有限公司），注射泵（型号：BenefusionSP1，深圳迈瑞科技有限公司），手持压力表（型号：109-02，德国VBM Medizintechnik GmbH 公司），兽用电子血压计［型号：CONTEC08A-VET，康泰医学系统（秦皇岛）股份有限公司］，脉搏血氧仪（型号：BM1000A，上海贝瑞电子科技有限公司），Nikon单反照相机［型号：D750，尼康影像仪器销售（中国）有限公司］，生物显微镜［型号：BX53F2C，仪景通光学科技（广州）有限公司］。

1.2　实验动物分组和模型制备

将32只新西兰白兔采用随机数字表法随机分为健康状态插管组（HSI组）和失血休克插管组（BLSI组），每组16只。兔失血性休克模型的制备：在麻醉维持状态下，经兔股动脉放血，释放血容量20%，建立失血性休克模型。持续测量血压，若30 min后收缩压较放血前下降20~30 mmHg，即判定成功建立休克模型。见图1。健康状态插管组按囊内压分为4个亚组：30 cmH₂O（HP 30 cmH₂O）、40 cmH₂O（HP 40 cmH₂O）、50 cmH₂O（HP 50 cmH₂O）和60 cmH₂O（HP 60 cmH₂O），每组4只；失血休克插管组按囊内压分4个亚组：30 cmH₂O（SP 30 cmH₂O）、 40 cmH₂O（SP 40 cmH₂O）、50 cmH₂O（SP 50 cmH₂O） 和 60 cmH₂O（SP 60 cmH₂O），每组4只。麻醉及气管套囊压设置：术前禁食12 h禁饮6 h，麻醉诱导采用七氟烷吸入，至眼睑反射消失，后腿钳夹反射消失，固定于动物固定板上，耳缘静脉置入留置针，静脉推注丙泊酚2 mg·kg^-1和顺式阿曲库铵0.15 mg·kg^-1，经口盲探插入2.5号带套囊气管导管，深度为14~15 cm。麻醉维持注射泵静注1%丙泊酚2.5 mL·kg^-1·h^-1，持续4 h。通过压力充气表为导管套囊充气，压力表显示目标压力后须在2~3 s内保持不变；每30 min定期检查压力。2组导管套囊压分别达到30、40、50和60 cmH₂O。

1.3　囊内压监测

将手持压力表与气管导管套囊接口精准对接，通过压力表配套气囊缓慢注气，直至达到实验预设压力标准；注气完成后需维持2~3 s压力稳定，以排除瞬时充气误差，确保压力数值的准确性；实验全程每30 min进行一次套囊压力复核，动态监控压力变化，及时纠正可能出现的压力偏移，保障套囊压持续符合实验设定要求。

1.4　监测指标和标本采集及制备

①七氟烷麻醉诱导后监测兔心率、血压和血氧饱和度。②实验时长4 h后，在麻醉状态下，实验兔注射过量丙泊酚（100 mg·kg^-1）安乐死处理，切取套囊压迫区气管组织，纵向剖开，肉眼观察黏膜改变并拍照记录，标本经10%甲醛固定48 h，石蜡包埋，制备4 μm厚度切片；再进行HE染色：切片经过二甲苯脱蜡和乙醇梯度水化后，分别用苏木精和伊红染色，乙醇梯度脱水和二甲苯透明化，最后封片，于光学显微镜下观察各组兔气管黏膜病理形态表现。

1.5　观察指标

本研究的观察指标涵盖大体形态表现和病理形态表现，围绕兔气管黏膜损伤展开，同时建立分级评估标准量化损伤程度，具体如下：①大体形态表现：重点记录各组兔气管黏膜的色泽异常特征（如苍白、暗红和出血点）及气管壁形态学改变（如膨隆、塌陷和局部增厚），聚焦套囊压迫区域与未压迫区域的差异，为损伤程度提供直观依据。②病理形态表现：采用100倍光学显微镜，观察各组兔气管组织的黏膜层、基膜层、固有层及疏松纤维组织层，分析气管组织假复层柱状纤毛上皮缺失率、炎性细胞浸润率、黏膜下充血水肿程度和黏膜下出血灶形成情况4种病理损伤指标。

1.6　判断标准

参考文献［7］方法，结合本实验病理特征，将黏膜损伤（含黏膜上皮损伤）统一划分为0~Ⅳ级，各级病理表现如下；0级：正常黏膜；Ⅰ级：假复层纤毛柱状上皮部分缺失（10%~20%），有少量炎性细胞浸润（11%~30%），黏膜下轻度充血水肿（11%~30%）；Ⅱ级：部分黏膜柱状上皮细胞坏死脱落（21%~44%），中等量炎性细胞浸润（31%~60%），黏膜下中度充血水肿（31%~60%）；Ⅲ级：广泛黏膜上皮细胞坏死脱落（45%~99%），大量炎性细胞浸润（61%~90%），黏膜下重度充血水肿（61%~90%）；Ⅳ级：黏膜上皮完全脱落（100%），大量炎性细胞浸润（91%~100%），黏膜下极重度充血水肿（91%~100%），伴黏膜下出血。损伤标准及损伤程度见表1。观察每组家兔气管组织损伤情况。

1.7　统计学分析

采用SPSS 27.0统计软件进行统计学分析。采用Shapiro-Wilk法对计量资料进行正态性检验，各组兔假复层纤毛柱状上皮部分缺失率、炎性细胞浸润率和黏膜下充血水肿程度均符合正态分布和方差齐性，以x±s表示，采用析因设计方差分析，组内样本均数两两比较采用Bonferroni检验。以P<0.05为差异有统计学意义。

2 结 果

2.1　兔气管大体标本形态表现

HSI组和BLSI组兔气管内膜在不同套囊压迫部位气管组织均表现为苍白色改变，压力越大，苍白程度越重，且伴随不同程度向周围组织膨隆（推测与套囊持续压力导致的局部组织张力增加相关）；未受压迫的气管区域则呈现暗红色，提示该区域血供正常。见图2。标本切取与细节观察：精准切取套囊压力下的套囊压迫区域气管组织，沿气管膜部纵向完整剖开后展平固定，可见气管内膜存在不同程度的苍白色缺血表现；同期切取同一兔相同长度的未受压气管组织并剖开，所有实验组兔的该区域内膜均呈现均匀红白相间色泽。见图3。与HSI组比较，在50 cmH₂O套囊压力下，BLSI组兔气管内膜的苍白色改变程度明显加重，提示休克状态可能通过影响组织灌注，进一步加重套囊压迫介导的气管黏膜缺血表现。见图4。

2.2　各组兔气管组织病理形态表现

正常组织形态基础：气管组织最外层为均匀分布的假复层柱状纤毛上皮，正常生理状态下其缺失比例<10%，基膜完整，上皮细胞排列规则。黏膜固有层由基膜层与致密结缔组织构成，其下方为疏松结缔组织层，三层结构协同维持气管黏膜的结构稳定性与功能完整性。深层组织病理表现：随着套囊压力进一步升高，HSI组和BLSI组兔气管组织均出现不同程度的病理性改变，主要表现为上皮缺失弥漫性炎性细胞浸润、毛细血管扩张充血及组织间隙水肿；HSI组和BLSI组兔套囊压力越高，上皮缺失越重，炎症细胞浸润越多，黏膜下充血水肿程度越重。部分高压力亚组（如60 cm H₂O）还观察到黏膜下出血灶，提示损伤已累及黏膜下层血管结构。见图5。

2.3　各组兔气管黏膜损伤程度

与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜假复层纤毛柱状上皮缺失率均明显升高（P<0.05）；与30 cmH₂O压力组比 较，40 cmH₂O 压 力 组、50 cmH₂O 压 力 组 和60 cmH₂O压力组兔气管内膜假复层纤毛柱状上皮缺失率均明显升高（P<0.05），提示兔气管内膜上皮屏障功能持续受损。与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜炎性细胞浸润率明显增加 （P<0.05）；与30 cmH₂O压力组比较，40 cmH₂O压力组、50 cmH₂O压力组和60 cmH₂O压力组兔气管内膜炎性细胞浸润率明显增加（P<0.05），提示兔气管内膜微循环障碍加剧。与HSI组比较，BLSI组各亚组兔气管内膜充血水肿程度明显增加（P<0.05）；与 30 cmH₂O 压 力 组 比 较，40 cmH₂O 压 力 组、50 cmH₂O压力组和60 cmH₂O压力组兔气管内膜充血水肿程度明显增加（P<0.05）。见表2~4。

2.4　不同套囊压下各组兔气管黏膜损伤级别

HSI组HP 30 cmH₂O亚组兔气管组织显示出现Ⅰ~Ⅱ级损伤，Ⅰ级损伤基底膜存在，假复层纤毛柱状上皮部分缺失（10%~20%），有少量炎性细胞浸润（11%~30%），黏膜下轻度充血水肿（11%~30%）；Ⅱ级损伤基底膜部分缺失，部分黏膜柱状上皮细胞坏死脱落（21%~44%），中等量炎性细胞浸润（31%~60%），黏膜下中度充血水肿（31%~60%）。BLSI组SP 30 cmH₂O亚组兔气管组织出现Ⅱ~Ⅲ级损伤，Ⅲ级损伤基底膜基本消失，广泛黏膜上皮细胞坏死脱落（45%~99%），大量炎性细胞浸润（61%~90%），黏膜下重度充血水肿（61%~90%）。套囊压达到40 cmH₂O时，HP 40 cmH₂O亚组兔气管组织会出现Ⅱ级损伤，SP 40 cmH₂O亚组出现Ⅱ-Ⅲ级损伤。套囊压为50 cmH₂O时，HP 50 cmH₂O亚组兔气管组织会出现Ⅱ级损伤，SP 50 cmH₂O亚组出现Ⅲ级损伤。套囊压为60 cmH₂O时，HP 60 cmH₂O亚组兔气管组织出现Ⅲ级损伤，SP 60 cmH₂O亚组兔气管组织出现了Ⅳ级损伤，基底膜完全缺失（100%），黏膜上皮 完 全 脱 落（100%），极 大 量 炎 性 细 胞 浸 润（91%~100%），黏膜下极重度充血水肿（91%~100%），伴黏膜下出血。

相同4 h干预时长下，套囊压力≥30 cm H₂O即可诱发黏膜损伤。HP 30 cmH₂O亚组兔气管组织出现Ⅰ-Ⅱ级损伤（上皮部分缺失、轻度炎症与水肿），而压力≥40 cmH₂O 后，损伤等级跃升至Ⅲ级（基底膜基本消失、广泛上皮坏死、重度炎症）；HSI组和BLSI组套囊压为60 cmH₂O亚组兔气管组织出现Ⅳ级损伤（上皮完全脱落、黏膜下出血）。

3 讨 论

临床手术和重症治疗工作中常出现气管插管后气道狭窄并发症，对患者的远期预后产生严重影响^［8］。KARBING等^［9］研究显示：套囊压在20~30 cmH₂O可以减少对气管壁的损伤。但临床工作时套囊压常超出此范围。SHIBASAKI等^［10］发现：气管直径预测的套囊体积更可能提供最佳的套囊压（65%的患者），而身高和年龄预测套囊压的成功率为45%。TAN等^［11］研究显示：插入食管超声探头会导致套囊压显著增加。在麻醉操作中，套囊压超过气管组织的弹性阈值时套囊的形状才能适配气管内径形态并确保气道密封。气管导管套囊压在重症监护病房的管理存在难点。一项观察性研究^［12］对101例患者808 h套囊压记录进行了分析，18例患者在记录时间内套囊压在正常范围内（20~30 cmH₂O），54例患者套囊压不足，73例患者套囊压力过高。郭木等^［13］研究发现：长时间机械通气的患者中，维持30 cmH₂O的套囊压力也会导致气道黏膜损伤。在腹腔镜结直肠肿瘤切除术中，气腹阻碍膈肌顺应性，增加呼吸阻力，显著增加气管套囊压^［14］。心脏手术应用体外循环维持全身血液灌注，体外循环期间的组织低灌注、血液稀释和系统性炎症反应综合征（systemic inflammatory response syndrome，SIRS）等因素可能促进气管套囊压对气道黏膜的损伤。

气管壁由软骨、肌肉、结缔组织和黏膜构成。软骨环为“C”形，软骨环之间以韧带连接，软骨环缺如部分为气管膜部，由平滑肌和致密结缔组织构成，气管腔表面为黏膜层，表面覆盖纤毛上皮^［15］。气管有舒缩功能，当套囊膨胀超过气管舒张限度时气管黏膜受压导致微循环障碍，如此状态长时间持续可导致气管黏膜发生缺血性损伤^［16］。

为分析气管插管在气道损伤发生的作用机制和原理，本研究在正常兔和失血休克兔气管插管模型中设置多种套囊压亚组，经历相同作用时间后，观察套囊压迫部位的气管内膜大体标本和显微镜下病理特征。结果显示：相同套囊压下BLSI组较HSI组损伤程度更严重，说明休克状态时套囊压造成的黏膜损伤更严重。

本研究套囊压为30 cmH₂O时，100倍光镜下观察HE染色的气管切片，显示出现Ⅰ级损伤和Ⅱ级损伤，基底膜存在或部分缺失，假复层纤毛柱状上皮部分缺失或坏死脱落，有少量或中等量炎性细胞浸润，黏膜下轻中度充血水肿；套囊压≥40 cmH₂O时，会出现Ⅲ级损伤，基底膜基本消失，广泛黏膜上皮细胞坏死脱落，大量炎性细胞浸润，黏膜下重度充血水肿。BLSI组在套囊压30 cmH₂O时即可产生Ⅱ级以上损伤；套囊压60 cmH₂O时，可出现Ⅳ级损伤：基底膜完全缺失，黏膜上皮完全脱落，伴黏膜下出血。证实套囊压力是损伤程度的关键调控因子，且30 cmH₂O套囊压可能是临床需警惕的“损伤临界值”。与HSI组比较，BLSI组兔气管组织在套囊30 cmH₂O压力下即出现Ⅱ级以上损伤，气管组织损伤明显加重，提示休克状态通过双重机制加剧损伤：一方面，休克导致的组织低灌注会降低黏膜对压力的耐受阈值；另一方面，休克相关的炎症反应会放大局部炎症浸润，形成“压力压迫+炎症激活”的协同损伤效应。

气道黏膜损伤-修复过程可分为3个阶段，即炎症期、增殖期与成熟期^［17］。在炎性激活阶段，组织损伤后受损细胞释放白三烯（leukotrienes，LTs）、前列腺素E2（prostaglandin E2，PGE2）、血小板活化因子（platelet-activating factor，PAF）及C-X-C基序趋化因子配体8/C-X-C基序趋化因子配体12（C-X-C motif chemokine ligand 8，CXCL8/C-X-C motif chemokine ligand 12，CXCL12）等信号分子^［18-19］，随之炎症细胞释放大量的炎性因子，包括白细胞介素6（interleukin-6，IL-6）、肿瘤坏死因子α（tumour necrosis factor-α，TNF-α）和转化生长因子β1（transforming growth factor-β1，TGF-β1）等^［17］，此阶段黏膜刺激和炎性介质（如PGE2）激活咳嗽反射使患者出现咳嗽症状；炎症细胞（中性粒细胞和巨噬细胞）浸润，炎性因子（IL-6、TNF-α和TGF-β1）大量产生，黏膜水肿、渗出和坏死组织清除，形成痰液；黏膜水肿、分泌物增多导致气道狭窄，气流受限（听诊可闻及湿啰音或哮鸣音）；IL-6和TNF-α等促炎因子释放引发全身炎症反应，患者表现为发热；黏膜糜烂累及神经末梢（如喉和气管损伤时），患者会有胸痛或烧灼感。炎症期的主要作用是清除病原体与坏死碎屑，为后续组织修复做准备。进入增殖阶段后，成纤维细胞与新生血管内皮细胞形成肉芽组织基质，若此阶段炎性介质持续激活，间质细胞异常增殖将导致管腔进行性狭窄，此期患者由于肉芽增生导致气道狭窄发生进行性呼吸困难（活动后加重，可伴三凹征）；喘鸣音（固定性干啰音）：局部管腔狭窄引起湍流；反复感染：狭窄部位分泌物潴留，细菌定植（如铜绿假单胞菌）。咯血：肉芽组织血管丰富，易破裂出血；低氧血症：严重狭窄导致通气/血流比例失调（血气分析示PaO₂降低）。成熟期，细胞外基质重构与胶原沉积主导修复进程，同时启动再上皮化程序以恢复黏膜屏障完整性^{［17， 20-21］}。至成熟阶段，胶原沉积、细胞外基质重构、再上皮化，但瘢痕形成可能导致气道壁僵硬或持续性狭窄。此期患者表现为慢性咳嗽：瘢痕刺激或上皮化不完全（咳嗽受体敏感性增高）；固定性呼吸困难：瘢痕性狭窄导致不可逆气流受限（肺功能示阻塞性通气障碍）；易疲劳、活动耐量下降：长期低效通气及呼吸做功增加；反复呼吸道感染：纤毛功能受损、黏液清除障碍（如支气管扩张样改变）；气道塌陷或软化：细胞外基质异常重塑（见于长期炎症或插管后损伤）。

根据临床实践观察可知，气管内膜不同程度损伤可产生相应的临床表现和后果，0级和Ⅰ级损伤后可出现咽喉痛，1~2 d就可以生理性黏膜修复；Ⅱ级损伤，炎症若持续存在，间质组织包括成纤维细胞，血管内皮细胞等将不断增殖，引起局部气管管腔缩窄。Ⅲ级损伤和Ⅳ级损伤由于基底膜缺失严重，毛细血管和成纤维细胞过度增生形成气管周圈肉芽组织，其向心性增长导致气管腔狭窄，呼吸时气流进出困难。

综上所述，为避免气管导管套囊造成的气管内膜损伤，应推广套囊压力监测设备，加强医护人员培训，强调“适度封闭”而非“过度充气”的原则。同时应动态调整压力，针对休克或低灌注状态患者，应缩短压力监测间隔（如每15 min检查一次），并根据血流动力学变化及时调整套囊压。为根本性解决导管套囊长时间恒定高压对气道损伤问题，在建立健全套囊管理措施基础上，加强研发气管导管套囊封闭气道新原理、新结构和新材料也是重要途径。

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基金资助

吉林省科技厅科技发展计划项目(20200404172YY)

吉林大学概念验证医学专项(2023YX009)