苏荠宁黄酮通过抑制PI3K/AKT信号通路拮抗肠上皮细胞凋亡改善小鼠实验性结肠炎

Moslosooflavone ameliorates dextran sulfate sodium-induced colitis in mice by suppressing intestinal epithelium apoptosis via inhibiting the PI3K/AKT signaling pathway

摘要

目的 探讨苏荠宁黄酮（MOS）改善实验性结肠炎的作用和机制。 方法 通过C57BL/6J小鼠饮用2.5% 葡聚糖硫酸钠（DSS）诱导实验性结肠炎，并采用腹腔注射MOS（200 mg/kg）进行干预。实验小鼠共分为4组（n=6）：WT、WT+MOS、DSS和DSS+MOS组，通过检测小鼠体质量、结肠长度、HE染色、肠屏障功能和TUNEL染色来评估MOS对拮抗结肠炎和肠上皮细胞凋亡的作用。体外通过脂多糖（LPS，100 μg/mL）刺激小鼠结肠类器官，并采用MOS（120 μmol/L）进行干预。体外实验共分为4组：Control、Control+MOS、LPS和LPS+MOS组，以评估MOS对LPS诱导的肠屏障损伤和炎症反应的药理作用。网络药理学分析MOS作用的功能学途径和分子机制，并联合免疫印迹检测验证细胞凋亡相关蛋白的表达及其调控机制。 结果 体内实验表明MOS治疗改善DSS小鼠的体质量减轻（P<0.05）、DAI评分（P<0.05）、结肠缩短（P<0.05）、结肠组织炎症评分（P<0.05）和促炎因子（TNF-α、IL-1β、IL-6和IFN-γ，P<0.05）的表达。肠屏障功能检测表明，MOS治疗降低血中的FITC-Dextran（P<0.05）和I-FABP的浓度，并增加了肠上皮细胞间紧密连接蛋白的表达（ZO-1和claudin-1，P<0.05）。体外实验显示MOS治疗能够改善LPS诱导的结肠类器官的炎症因子水平和肠上皮细胞屏障的损伤（P<0.05）。免疫印迹结果表明，MOS干预在体内和体外都下调C-caspase3和BAX的表达（P<0.05），并上调抗凋亡蛋白Bcl-2的表达（P<0.05）。机制分析表明，DSS小鼠结肠组织和LPS刺激的结肠类器官的PI3K和AKT蛋白的磷酸化水平都被MOS抑制（P<0.05）。 结论 MOS可能通过PI3K/AKT信号抑制肠上皮细胞凋亡，从而改善肠道屏障的完整性并缓解实验性结肠炎。

Abstract

Objective To investigate the effect of moslosooflavone (MOS) for ameliorating dextran sulfate sodium (DSS)-induced colitis in mice and the underlying molecular mechanism. Methods C57BL/6J mice with or without DSS exposure in the drinking water were both randomized into two groups for treatment with intraperitoneal injections with MOS (200 mg/kg) or normal saline for 7 days (n=6). Disease severity of the mice was assessed by observing changes in body weight, colon length, histopathology (HE staining), intestinal barrier function, and TUNEL staining. In the in vitro studies, lipopolysaccharide (LPS)-stimulated mouse colon organoids were treated with MOS (120 μmol/L) for 24 h, and the changes in barrier dysfunction and inflammation were analyzed. Network pharmacology and Western blotting were employed to identify functional pathways and apoptotic protein regulation associated with the therapeutic effect of MOS on colitis. Results In the mouse models of DSS-indcued colitis, MOS treatment significantly reduced body weight loss, disease activity index (DAI) scores and colon shortening, ameliorated colonic histopathological changes and inflammation, and lowered pro-inflammatory cytokine levels (TNF-α, IL-1β, IL-6, and IFN-γ). MOS effectively restored intestinal barrier integrity in the mice by reducing serum FITC-dextran and I-FABP concentrations while enhancing the tight junction proteins (ZO-1 and claudin-1). In the colon organoids, MOS significantly suppressed LPS-induced inflammatory responses and epithelial barrier disruption. Western blotting revealed that MOS downregulated C-caspase-3 and BAX and upregulated Bcl-2 expressions in both models. Mechanistically, MOS suppressed PI3K and AKT phosphorylation in both DSS-treated mouse colonic tissues and LPS-stimulated organoids. Conclusion MOS alleviates experimental colitis in mice by inhibiting intestinal epithelial apoptosis via inhibiting the PI3K/AKT pathway, thereby restoring intestinal barrier integrity and reducing inflammation.

Graphical abstract

关键词

炎症性肠病 / 苏荠宁黄酮 / 肠上皮细胞凋亡 / PI3K/AKT信号

Key words

inflammatory bowel disease / moslosooflavone / intestinal epithelium apoptosis / PI3K/AKT signaling

炎症性肠病（IBD）被定义为一种慢性炎症性疾病，其特点是肠道屏障受损和严重的肠道炎症反应^{［1， 2］}。尽管IBD的发病率在全球范围内持续上升，但其复杂的发病机制仍未完全被阐明^［3］。以生物制剂为代表的传统药物治疗效果不佳且不良反应大^［4］。因此，有必要找到更有效的治疗方法。完整的上皮和黏膜屏障共同维持着肠道屏障的完整性和肠道稳态^［5］。然而，IBD中肠上皮细胞的过度死亡可以加剧上皮屏障的缺陷和失调，进而加剧肠道炎症反应^{［6， 7］}。近年来，天然植物化合物因其多靶点、低毒副作用的特点，在治疗IBD方面展现出独特的优势，比如多酚和黄酮类^［8］。苏荠宁黄酮（MOS）是一种从雪莲中分离出来的类黄酮，具有抗炎和细胞保护的作用^{［9， 10］}。研究显示，MOS在低氧性脑损伤小鼠模型中可显著抑制神经炎症和细胞凋亡^［11］。值得注意的是，肠黏膜炎症反应和上皮细胞凋亡同样是IBD的核心病理特征及治疗靶点。尽管MOS在调控神经炎症与凋亡通路中展现出潜在治疗价值，但其在IBD中的具体作用机制及疗效仍有待阐明。本研究利用DSS诱导的结肠炎小鼠和LPS刺激的结肠类器官模型探究MOS在IBD疾病中的药理作用，并采用网络药理学分析MOS治疗IBD的潜在途径和机制。

1 材料和方法

1.1 实验动物和材料

本研究选用24只雄性C57BL/6J小鼠（6~8周龄，20~22 g，江苏集萃药康公司）。葡聚糖硫酸钠（DSS，MP Biomedicals）；苏荠宁黄酮、FITC-dextran（4000 D）（TargetMol）；脂多糖（LPS，Sigma）；AB-PAS染色试剂盒（索莱宝）；TUNEL细胞凋亡试剂盒（塞维尔生物）；β-actin、ZO-1、claudin-1、p-PI3K、PI3K、p-AKT、AKT抗体（Abcam）；C-caspase3、BAX、Bcl-2、HRP结合物山羊抗体鼠/兔IgG（Cell Signaling Technology）；小鼠类器官培养基（STEMCELL）；基质胶（康宁）。

1.2 动物实验分组和取材

实验小鼠随机分为4组，分别为WT组、WT+MOS组、DSS组和DSS+MOS组，n=6。按照已报道的方法进行DSS造模^［12］，MOS治疗组则从造模第1天开始，每天腹腔注射100 μL的MOS溶液（200 mg/kg）^{［1， 11］}，对照组腹腔注射等量的生理盐水，连续7 d。第8天在麻醉状态下进行结肠镜检查，颈椎脱位处死小鼠后进行取材。将肠管组织分为2部分，一部分用来病理学检测，另一部分用来进行分子生物学检测。本实验经蚌埠医科大学伦理委员会批准（伦理批号：伦动科批字［2023］第432号）。

1.3 结肠炎症状和结肠黏膜损伤的评估

1.3.1 疾病活动度评分（DAI）

每日记录小鼠体质量和观察粪便性状。根据体质量降低、粪便性状和隐血情况等3个方面进行DAI评分，分值范围为0~4分^［13］。

1.3.2 结肠镜检查和评分

小鼠经腹腔注射1%戊巴比妥钠（50 mg/kg）麻醉后，以仰卧位固定小鼠，结肠镜轻柔地从肛门进入结肠，退镜时采集图片。结肠镜检查从结肠增厚、血管质地、纤维蛋白渗出、黏膜平整和粪便稠度方面进行评分，分值范围为0~15分^［14］。

1.3.3 病理组织学检测和评分

将组织脱水包埋制成蜡块、切出4 μm的白片，进行HE染色，并观察炎症细胞浸润程度、黏膜增生、杯状细胞缺失和溃疡情况并进行评分，分值范围为0~4分^［15］。

1.4 结肠类器官的提取和干预

收集5只C57BL/6J小鼠的结肠，沿纵轴剖开，用预冷的DPBS清洗以去除肠道内容物。再将肠管剪成2 mm的肠段，用预冷的DPBS反复清洗约20次，直至上清液澄清。再将肠段重悬于温和细胞解离液中孵育50 min，然后取部分上清液用70 μm滤网过滤。收集滤液，在4 ℃、3000 r/min下离心5 min获得沉淀，即肠隐窝。最后将肠隐窝悬浮于完全IntestiCult^TM器官生长培养基和基质胶混合物中培养，然后在5%的二氧化碳和37 ℃下培养。体外研究分为4组，分别为Control（Con）组、Control+MOS（Con+MOS）组、LPS组和LPS+MOS组。Control组为正常培养的类器官，Control+MOS组加入MOS（120 μmol/L），LPS组加入脂多糖（100 μg/mL），LPS+MOS组则加入LPS和MOS同时孵育^{［16， 17］}。干预24 h后，收集类器官用于后续检测。

1.5 肠屏障功能的评估

1.5.1 肠上皮细胞通透性检测

将小鼠按400 mg/kg的剂量灌胃FITC-Dextran（4000 D），4 h后收集血清，并用酶标仪检测血清样品的荧光强度。去除类器官的部分上清并溶解基质胶，将类器官生长培养基中加入0.1 mg/mL的FITC-Dextran，24 h后使用荧光显微镜评估标记物FITC-D4从基底侧到管腔侧的渗透性^［18］。

1.5.2 AB-PAS染色

AB-PAS染色：按照试剂盒说明书利用AB-PAS标记分泌中性黏蛋白的杯状细胞。采集图像后利用Image J软件量化杯状细胞数量^［19］。

1.5.3 免疫荧光检测肠上皮细胞间紧密连接结构

将组织脱水包埋制成蜡块，切出4 μm的白片。再经脱蜡水化、柠檬酸钠缓冲液进行抗原修复、BSA封闭、孵育一抗（ZO-1，1∶200；Claudin-1，1∶400）和二抗（山羊抗兔IgG H&L ［FITC］，1∶2000）、DAPI染核，最后封片并采集图像。

1.5.4 免疫印迹检测肠上皮紧密连接的表达

采用RIPA、蛋白酶抑制剂和磷酸酶抑制剂的混合物研磨组织，4 ℃下进行12 000 r/min离心5 min收集上清。利用BSA法进行蛋白定量，经SDS-PAGE电泳对蛋白质样品进行分离，随后将其转移至PVDF膜，再经脱脂奶粉封闭和一抗孵育过夜，洗膜，封闭二抗，ECL法显影并采集照片。

1.6 炎症介质水平的检测

采用TRIzol抽提组织中的RNA，再去除基因组DNA。依赖反转录酶将RNA反转录成cDNA。根据Takara试剂盒说明，采用SYBR Green qPCR法扩增cDNA，并定量扩增的产物。以GAPDH为内参基因，采用2^-△△CT法分析目的基因的相对表达量，目标基因的引物由生工生物工程（上海）合成，序列信息见表1。

1.7 肠上皮细胞凋亡的评估

将蜡块组织切出4 μm的白片，经脱蜡水化后，按照TUNEL试剂盒说明书进行抗原修复、平衡、标记和DAPI染核，最后封片并采集图像^［20］。Western blotting检测C-caspase3、BAX和Bcl-2（1∶1000）的蛋白表达量，方法同实验方法1.5.4。

1.8 网络药理学和免疫印迹分析作用信号机制

基于在线网站（DisGeNet、DrugBank、TTD、PharmGKB和GeneCards），用MOS的SMILES式查询药物作用靶点。在Swiss Target Prediction、Super-PRED和SEA网站中以“炎症性肠病”为关键词获取疾病靶点^［21］。取二者的基因交集，获得109个共同基因。将这些共同基因输入到DVAID数据库进行富集，分析潜在的功能学途径和机制，并在微生信网站进行可视化。采用Western blotting检测p-PI3K、PI3K、p-AKT和AKT（1∶1000）的蛋白表达量，方法同实验方法1.5.4。

1.9 统计学分析

所有数据均以均数±标准差表示，连续变量组间比较由单因素方差分析和Tukey事后检验分析。采用SPSS26.0和GraphPad Prism 9软件进行统计学计算，P<0.05表示差异有统计学意义。

2 结果

2.1 MOS改善DSS小鼠的结肠炎症状

MOS治疗可改善DSS小鼠体质量减轻（P<0.05，图1A）、DAI评分增加（P<0.05，图1B）和结直肠缩短（P<0.05，图1C、D）。内窥镜检查及评分显示相较于DSS组MOS治疗缓解了小鼠的结肠黏膜损伤和溃疡形成（P<0.05，图1E、F）。

2.2 MOS改善DSS小鼠结肠黏膜损伤

结肠组织病理组织学检查和组织学评分显示相较于DSS组，MOS治疗缓解了炎症细胞的浸润和杯状细胞缺失（P<0.05，图2A、B）。qRT-PCR结果表明，MOS治疗组相较于DSS组，肠黏膜组织中促炎因子（TNF-α、IL-1β、IL-6和IFN-γ）的mRNA表达水平下调（P<0.05，图2C）。

2.3 MOS保护DSS小鼠的肠屏障功能

相较于DSS组小鼠，MOS治疗组中肠道入血的FITC（4000 D）和I-FABP水平降低（P<0.05，图3A、B）。AB-PAS结果显示MOS治疗能够缓解DSS造模导致的黏液屏障损伤和杯状细胞数量下降（P<0.05，图3C、D）。免疫荧光和免疫印迹结果显示，MOS治疗组中紧密连接结构蛋白（ZO-1和claudin-1）的表达上调（P<0.05，图3E~G）。

2.4 MOS抑制DSS小鼠的肠上皮细胞凋亡

TUNEL染色结果显示，DSS+MOS组结肠组织中阳性细胞数目相较于DSS组明显降低（P<0.05，图4A）。免疫印迹检测凋亡相关蛋白，结果显示DSS处理后促凋亡蛋白（C-caspase3和BAX）上调，同时抑凋亡蛋白Bcl-2下调，而DSS+MOS组则相反（P<0.05，图4B）。

2.5 MOS抑制LPS诱导的结肠类器官的肠上皮细胞凋亡

相较于LPS组，MOS治疗可增加类器官的出芽数（P<0.05，图5A、B）。免疫印迹结果证实LPS+MOS组肠组织中C-caspase3和BAX表达下调，同时Bcl-2表达上调（P<0.05，图5C）。

2.6 MOS改善LPS诱导的结肠类器官的肠屏障功能和炎症反应

免疫荧光（P<0.05，图6A、B）和免疫印迹（P<0.05，图6C）结果表明MOS治疗组相较于LPS组，MOS治疗上调结肠类器官的紧密连接蛋白（ZO-1和claudin-1）的水平。屏障的渗透性功能检测显示LPS+MOS治疗组中FITC含量低于LPS组（P<0.05，图6D）。qRT-PCR结果表明，相较于LPS组，MOS降低了促炎因子（TNF-α、IL-1β、IL-6和IFN-γ）的mRNA水平（P<0.05，图6E）。

2.7 基于网络药理学分析MOS的抗细胞凋亡可能和PI3K/AKT信号有关

基于在线数据库获取了2259个IBD相关疾病靶点和169个MOS药理治疗靶点，并取得109个基因交集。KEGG和GO富集分析显示MOS治疗IBD疾病可能与PI3K/AKT信号通路和负调控细胞凋亡过程等有关（图7）。

2.8 MOS可能部分通过抑制PI3K/AKT信号通路拮抗肠上皮细胞的凋亡

免疫印迹检测显示，DSS组结肠组织中p-PI3K和p-AKT表达上调，而MOS治疗则相反（P<0.05，图8A）。在体外类器官模型中，MOS治疗同样降低了p-PI3K和p-AKT的水平（P<0.05，图8B）。

3 讨论

本研究发现MOS在体内能够缓解DSS小鼠的结肠炎症状和肠道屏障功能受损，体外可以降低LPS诱导的小鼠结肠类器官的炎症反和增强肠道上皮细胞屏障功能。结合网络药理学分析结果，我们进一步证实了MOS可能通过调控PI3K/AKT信号拮抗肠上皮细胞凋亡从而改善了实验性结肠炎。

炎症性肠病发病率逐年攀升，临床上常表现为体质量降低、腹泻和便血^［3］。我们采用DSS诱导的结肠炎小鼠作为IBD的动物模型以评估MOS的药理作用。我们发现DSS组小鼠出现明显的体质量减轻、DAI评分升高和结肠长度缩短，而MOS治疗则能够显著改善这些结肠炎症状。另外，结肠镜检查进一步提供了MOS治疗显著改善DSS小鼠的结肠黏膜损伤的证据。并且HE结果和组织学评分证实MOS治疗显著改善了模型组小鼠结肠组织的腺体破坏和炎症细胞浸润程度。而肠道固有层和上皮细胞中浸润的免疫细胞增多会导致促炎的细胞因子释放增加，如IL-1β和IL-6等^［22］。qRT-PCR结果证实MOS干预能够有效降低DSS小鼠结肠组织和LPS刺激的结肠类器官中的促炎介质的水平。研究表明炎症因子可以通过损伤肠上皮细胞破坏细胞间紧密连接结构，从而削弱肠屏障功能^［23-25］。因此，我们观察了MOS对肠上皮细胞紧密连接结构和肠道上皮渗透性的影响，我们的数据表明MOS可以有效改善DSS小鼠的肠屏障功能受损。

肠屏障和肠上皮细胞凋亡密切相关，肠上皮细胞的凋亡能够破坏肠屏障的完整性，导致内毒素移位和全身性炎症反应加剧^［26-28］。文献报道，MOS在缺氧引起的脑损伤模型中显现出抗炎和抑制细胞凋亡的作用^［11］，而其在IBD中的具体作用途径尚不明确。为进一步探究MOS如何影响肠上皮细胞的屏障功能，我们检测了细胞凋亡的相关指标。我们的数据显示，MOS显著降低DSS小鼠结肠组织中TUNEL染色的阳性细胞数量，并且能够增加LPS刺激的类器官的出芽数目，从而证明MOS一定程度上能够抑制细胞凋亡的发生。研究表明生理状态下，Bcl-2蛋白通过与Bax结合，抑制Bax活性；而当细胞发生凋亡时，Bcl-2释放出Bax，Bax蛋白的激活和聚集可以导致线粒体膜通透性的改变，促进凋亡因子的释放，最终激活Caspase-3，执行细胞凋亡过程^［29-31］。通过免疫印迹检测，我们发现MOS在体内和体外都下调了肠上皮细胞中Bax和C-caspase3的表达而同时上调了Bcl-2的表达，这表明MOS可以显著抑制肠上皮细胞的凋亡。

为进一步评估MOS调控肠上皮细胞凋亡的可能分子机制，我们联合网络药理学分析和免疫印迹检测技术。GO富集分析表明MOS的药理作用可能和抑制细胞凋亡有关，而KEGG富集分析显示MOS治疗IBD疾病与PI3K/AKT信号密切相关。PI3K/AKT信号的异常激活可导致凋亡途径失调和促炎信号增强^［32-34］，从而导致CD疾病的发展。我们的免疫印迹结果也证实，MOS干预显著降低了DSS小鼠结肠组织和LPS处理的结肠类器官的PI3K和AKT的磷酸化水平。以上结果提示MOS治疗抑制肠上皮细胞的凋亡可能和PI3K/AKT通路的激活有关。

本研究首次发现了MOS对IBD的保护作用，证明了其通过抑制PI3K/AKT信号通路拮抗肠上皮细胞凋亡，进而能够保护肠道屏障并缓解结肠炎。我们的研究结果证实了天然植物提取物MOS的安全性和有效性，为IBD的临床治疗贡献了一种方案。此外，这些发现不仅拓宽了我们对MOS对抗细胞凋亡的药理作用的认识，还扩展了其潜在的临床应用潜能，为临床IBD药物疗法提供了重要的启示。然而，这项研究也存在一些局限性。首先，本研究使用了DSS诱导的结肠炎小鼠模型，该模型仍然无法完全模拟人类的IBD症状。其次，尽管我们发现MOS可能通过抑制PI3K/AKT信号通路拮抗肠上皮细胞凋亡和缓解结肠炎，但可能忽略了其他途径和机制。

综上所述，本研究发现MOS能够通过抑制PI3K/AKT信号拮抗肠上皮细胞的凋亡，进而保护肠屏障功能和改善实验性结肠炎。

参考文献

[1] Geng ZJ, Zuo LG, Li J, et al. Ginkgetin improved experimental colitis by inhibiting intestinal epithelial cell apoptosis through EGFR/PI3K/AKT signaling[J]. FASEB J, 2024, 38(14): e23817.

[2] Torres J, Mehandru S, Colombel JF, et al. Crohn's disease[J]. Lancet, 2017, 389(10080): 1741-55.

[3] Nóbrega VG, Silva INN, Brito BS, et al. The onset of clinical manifestations in inflammatory bowel disease patients[J]. Arq Gastroenterol, 2018, 55(3): 290-5.

[4] Veauthier B, Hornecker JR. Crohn's disease: diagnosis and management[J]. Am Fam Physician, 2018, 98(11): 661-9.

[5] Wu JC, Xu XQ, Duan JQ, et al. EFHD2 suppresses intestinal inflammation by blocking intestinal epithelial cell TNFR1 internalization and cell death[J]. Nat Commun, 2024, 15(1): 1282.

[6] Zhu LG, Xie Z, Yang G, et al. Stanniocalcin-1 promotes PARP1-dependent cell death via JNK activation in colitis[J]. Adv Sci, 2024, 11(5): e2304123.

[7] Zuo LG, Li J, Ge ST, et al. Bryostatin-1 ameliorated experimental colitis in Il-10^-/- Mice by protecting the intestinal barrier and limiting immune dysfunction[J]. J Cell Mol Med, 2019, 23(8): 5588-99.

[8] Gupta M, Mishra V, Gulati M, et al. Natural compounds as safe therapeutic options for ulcerative colitis[J]. Inflammopharm-acology, 2022, 30(2): 397-434.

[9] Xie YC, Gong SC, Wang LK, et al. Unraveling the treatment effects of Huanglian Jiedu decoction on drug-induced liver injury based on network pharmacology, molecular docking and experimental validation[J]. BMC Complement Med Ther, 2024, 24(1): 219.

[10] Chao WW, Kuo YH, Lin BF. Anti-inflammatory activity of new compounds from Andrographis paniculata by NF-kappaB transactivation inhibition[J]. J Agric Food Chem, 2010, 58(4): 2505-12.

[11] Zhang J, Zhao T, Zhang PP, et al. Moslosooflavone protects against brain injury induced by hypobaric hypoxic via suppressing oxidative stress, neuroinflammation, energy metabolism disorder, and apoptosis[J]. J Pharm Pharmacol, 2024, 76(1): 44-56.

[12] Li MX, Li MY, Lei JX, et al. Huangqin decoction ameliorates DSS-induced ulcerative colitis: Role of gut microbiota and amino acid metabolism, mTOR pathway and intestinal epithelial barrier[J]. Phytomedicine, 2022, 100: 154052.

[13] Zuo LG, Geng ZJ, Song X, et al. Browning of mesenteric white adipose tissue in Crohn's disease: a new pathological change and therapeutic target[J]. J Crohns Colitis, 2023, 17(8): 1179-92.

[14] Wang L, Song X, Zhou YQ, et al. Sclareol protected against intestinal barrier dysfunction ameliorating Crohn's disease-like colitis via Nrf2/NF-B/MLCK signalling[J]. Int Immunopharmacol, 2024, 133: 112140.

[15] Zuo LG, Li J, Zhang XF, et al. Aberrant mesenteric adipose extracellular matrix remodelling is involved in adipocyte dysfunction in Crohn's disease: the role of TLR-4-mediated macrophages[J]. J Crohns Colitis, 2022, 16(11): 1762-76.

[16] Tsai PJ, Huang WC, Hsieh MC, et al. Flavones isolated from scutellariae Radix suppress Propionibacterium acnes-induced cytokine production in vitro and in vivo [J]. Molecules, 2015, 21(1): E15.

[17] Song Y, Song Q, Tan FY, et al. Seliciclib alleviates ulcerative colitis by inhibiting ferroptosis and improving intestinal inflammation[J]. Life Sci, 2024, 351: 122794.

[18] Marincola Smith P, Choksi YA, Markham NO, et al. Colon epithelial cell TGFβ signaling modulates the expression of tight junction proteins and barrier function in mice[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2021, 320(6): G936-57.

[19] Ma J, Zhang JQ, Wang YF, et al. Modified Gegen Qinlian decoction ameliorates DSS-induced chronic colitis in mice by restoring the intestinal mucus barrier and inhibiting the activation of γδT17 cells[J]. Phytomedicine, 2023, 111: 154660.

[20] Wei YY, Fan YM, Ga Y, et al. Shaoyao decoction attenuates DSS-induced ulcerative colitis, macrophage and NLRP3 inflammasome activation through the MKP1/NF‑κB pathway[J]. Phytomedicine, 2021, 92: 153743.

[21] Yang Y, Zhou XC, Jia GY, et al. Network pharmacology based research into the effect and potential mechanism of Portulaca oleracea L. polysaccharide against ulcerative colitis[J]. Comput Biol Med, 2023, 161: 106999.

[22] Xu Y, Wang XC, Jiang W, et al. Porphyra haitanensis polysaccharide-functionalized selenium nanoparticles for effective alleviation of ulcerative colitis[J]. Int J Biol Macromol, 2023, 253(Pt 8): 127570.

[23] Turpin W, Lee SH, Garay JAR, et al. Increased intestinal permeability is associated with later development of Crohn's disease[J]. Gastroenterology, 2020, 159(6): 2092-100.e5.

[24] Jarret A, Jackson R, Duizer C, et al. Enteric nervous system-derived IL-18 orchestrates mucosal barrier immunity[J]. Cell, 2020, 180(1): 50-63.e12.

[25] Qiu Y, Yang H. Effects of intraepithelial lymphocyte-derived cytokines on intestinal mucosal barrier function[J]. J Interferon Cytokine Res, 2013, 33(10): 551-62.

[26] Magarian Blander J. Death in the intestinal epithelium-basic biology and implications for inflammatory bowel disease[J]. FEBS J, 2016, 283(14): 2720-30.

[27] Subramanian S, Geng H, Tan XD. Cell death of intestinal epithelial cells in intestinal diseases[J]. Sheng Li Xue Bao, 2020, 72(3): 308-24.

[28] Liang BX, Zhong YZ, Huang YJ, et al. Underestimated health risks: polystyrene micro- and nanoplastics jointly induce intestinal barrier dysfunction by ROS-mediated epithelial cell apoptosis[J]. Part Fibre Toxicol, 2021, 18(1): 20.

[29] Zhang Y, Yang X, Ge XH, et al. Puerarin attenuates neurological deficits via Bcl-2/Bax/cleaved caspase-3 and Sirt3/SOD2 apoptotic pathways in subarachnoid hemorrhage mice[J]. Biomed Pharmacother, 2019, 109: 726-33.

[30] Zhang ZQ, Fan K, Meng JJ, et al. Deoxynivalenol hijacks the pathway of Janus kinase 2/signal transducers and activators of transcription 3 (JAK2/STAT-3) to drive caspase-3-mediated apoptosis in intestinal porcine epithelial cells[J]. Sci Total Environ, 2023, 864: 161058.

[31] Eskandari E, Eaves CJ. Paradoxical roles of caspase-3 in regulating cell survival, proliferation, and tumorigenesis[J]. J Cell Biol, 2022, 221(6): e202201159.

[32] Yang JL, Pi CC, Wang GH. Inhibition of PI3K/Akt/mTOR pathway by apigenin induces apoptosis and autophagy in hepatocellular carcinoma cells[J]. Biomed Pharmacother, 2018, 103: 699-707.

[33] Chen SP, Peng JH, Sherchan P, et al. TREM2 activation attenuates neuroinflammation and neuronal apoptosis via PI3K/Akt pathway after intracerebral hemorrhage in mice[J]. J Neuroinflammation, 2020, 17(1): 168.

[34] Yan XD, Tong XY, Jia YR, et al. Baiheqingjin formula reduces inflammation in mice with asthma by inhibiting the PI3K/AKT/NF-κb signaling pathway[J]. J Ethnopharmacol, 2024, 321: 117565.

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