激活下丘脑背内侧核区星形胶质细胞可加速七氟醚麻醉小鼠觉醒

Activation of astrocytes in the dorsomedial hypothalamus accelerates sevoflurane anesthesia emergence in mice

摘要

目的 探究下丘脑背内侧核（DMH）区星形胶质细胞在七氟烷麻醉觉醒中的调节作用。 方法 选用42只雄性C57小鼠，随机分为6组（n=7），研究星形胶质细胞在七氟烷麻醉中的活性变化时分为EGFP组和GCaMP6组，通过钙成像技术记录星形胶质细胞的活性；研究光遗传激活DMH区星形胶质细胞对麻醉觉醒的影响时，行为学实验分为EGFP组和ChR2组；光遗传脑电记录实验分为EGFP组和ChR2组。麻醉诱导与觉醒的评判标准以翻正反射的消失与恢复为准，在2.0%七氟烷浓度下记录脑电并分析爆发抑制率（BSR），在1.5%七氟烷浓度下分析脑电功率频谱。此外，采用免疫荧光染色观察GFAP阳性细胞（星形胶质细胞）与病毒蛋白信号的共定位。 结果 随着七氟烷浓度的增加，DMH区星形胶质细胞的活性逐渐降低。在2.0%七氟烷麻醉中，ChR2组的觉醒时间缩短（P<0.05），光遗传激活DMH区星形胶质细胞后BSR降低（P<0.001）。在1.5%七氟烷麻醉中，光激活后ChR2组小鼠的脑电γ波增加（P<0.001），δ波减少（P<0.01）。 结论 光遗传激活DMH区星形胶质细胞能够促进七氟烷麻醉后的觉醒，但对麻醉诱导过程无显著调节作用。这一发现为麻醉觉醒机制的研究提供了新的视角，可能为术后快速苏醒及麻醉并发症的干预提供潜在靶点。

Abstract

Objective To investigate the regulatory role of astrocytes in the dorsomedial hypothalamus (DMH) during sevoflurane anesthesia emergence. Methods Forty-two male C57BL/6 mice were randomized into 6 groups (n=7) for assessing astrocyte activation in the dorsomedial hypothalamus (DMH) under sevoflurane anesthesia. Two groups of mice received microinjection of agfaABC1D promoter-driven AAV2 vector into the DMH for GCaMP6 overexpression, and the changes in astrocyte activity during sevoflurane or air inhalation were recorded using calcium imaging. For assessing optogenetic activation of astrocytes, another two groups of mice received microinjection of an optogenetic virus or a control vector into the DMH with optic fiber implantation, and sevoflurane anesthesia emergence was compared using behavioral experiments. In the remaining two groups, electroencephalogram (EEG) recording during sevoflurane anesthesia emergence was conducted after injection of the hChR2-expressing and control vectors. Anesthesia induction and recovery were assessed by observing the righting reflex. EEG data were recorded under 2.0% sevoflurane to calculate the burst suppression ratio (BSR) and under 1.5% sevoflurane for power spectrum analysis. Immunofluorescence staining was performed to visualize the colocalization of GFAP-positive astrocytes with viral protein signals. Results Astrocyte activity in the DMH decreased progressively as sevoflurane concentration increased. During 2.0% sevoflurane anesthesia, the mice injected with the ChR2-expressing virus exhibited a significantly shortened wake-up time (P<0.05), and optogenetic activation of the DMH astrocytes led to a marked reduction in BSR (P<0.001). Under 1.5% sevoflurane anesthesia, optogenetic activation resulted in a significant increase in EEG gamma power and a significant decrease in delta power in ChR2 group (P<0.01). Conclusion Optogenetic activation of DMH astrocytes facilitates sevoflurane anesthesia emergence but does not significantly influence anesthesia induction. These findings offer new insights into the mechanisms underlying anesthesia emergence and may provide a potential target for accelerating postoperative recovery and managing anesthesia-related complications.

Graphical abstract

关键词

星形胶质细胞 / 下丘脑背内侧核区 / 七氟烷 / 麻醉觉醒

Key words

astrocytes / dmh region / sevoflurane / anesthesia emergence

全身麻醉是利用药物和技术手段，使患者进入可逆性意识丧失的状态，然而其在神经环路层面的具体作用机制仍未完全阐明。七氟烷作为一种常用的吸入麻醉药，因其起效快、血流动力学影响较小而被广泛应用于临床。研究表明，七氟烷可能通过上调γ-氨基丁酸（GABA）受体功能促进抑制性神经活动^［1］，从而发挥麻醉效应；此外，其抑制效应与注意力、认知和意识维持相关的环路密切相关^{［2， 3］}。尽管如此，七氟烷在神经环路层面的全麻机制亟待深入探索。

作为中枢神经系统中数量最多的胶质细胞，星形胶质细胞是在调节睡眠觉醒周期方面发挥关键作用^［4］。已有研究发现，下丘脑的星形胶质细胞对睡眠中断导致的认知障碍具有显著保护作用^［5］，外侧下丘脑星形胶质细胞通过影响周围的GABA能神经元调控觉醒行为^［6］。尽管DMH作为下丘脑的重要组成部分，与多个脑区协同参与睡眠觉醒调节^{［7， 8］}，但DMH区星形胶质细胞在觉醒中的作用机制尚未见报道，这一研究空白为深入探索麻醉觉醒机制提供了新的方向。

DMH通过与自主神经系统的连接，尤其是对交感神经的调控来影响身体的生理状态，而麻醉觉醒状态的转变通常伴随自主神经系统的变化^{［9， 10］}。已有研究发现，激活DMH区谷氨酸能 或GABA能神经元均能增加焦虑样行为，同时DMH 区GABA能神经元也参与了麻醉觉醒的调控^［7］。此外，也有报道DMH区食欲素神经元可能通过调节蓝斑核的神经冲动促进觉醒^［11］，然而，目前关于DMH区星形胶质细胞的研究相对有限，进一步明确其在七氟烷麻醉中的作用机制，将有助于我们更深入地理解全身麻醉的神经调控机制。

本研究通过利用特定星形胶质细胞启动子的病毒转染技术，结合钙成像技术记录DMH区星形胶质细胞的活性变化，同时采用光遗传学技术激活DMH区星形胶质细胞，探讨其在七氟烷麻醉觉醒过程中的作用，由此证实DMH区星形胶质细胞能参与麻醉觉醒。

1 材料和方法

1.1 实验动物

雄性C57BL/6小鼠，6~8周龄，体质量25~30 g，购自集萃药康股份有限公司，所有小鼠均饲养于恒温通风的环境中，室温维持在22 ℃左右，可自由获取食物和饮水，并采用12 h光照/12 h黑暗的循环模式。动物实验操作严格遵守《实验室操作规范和动物管理条例》，行为学实验均在北京时间10∶00~18∶00进行。实验方案已获得动物实验伦理委员会的批准（伦理批号：SQ 2023463），并严格遵循本研究所的动物实验指南执行。

1.2 动物分组

实验选用42只雄性小鼠，随机分为6组（n=7）：钙成像记录实验分为对照组（EGFP组）和实验组（GCaMP6组）；光遗传激活的翻正反射实验分为对照组（EGFP组）和实验组（ChR2组）；光遗传记录脑电也分为EGFP组和ChR2组。通过立体定位技术，在小鼠DMH脑区注射不同病毒进行造模。在钙成像实验中，两组均注射以gfaABC1D启动子驱动的钙成像病毒。实验中，GCaMP6组吸入七氟烷，EGFP组吸入空气作为对照。在光遗传行为学实验和脑电记录实验中，实验组注射携带ChR2（H134R）片段的光遗传病毒，对照组注射仅携带EGFP的对照病毒，两组均吸入七氟烷。

1.3 实验用病毒

钙成像实验：AAV2/8-gfaABC1D-GCaMP6f-WPRE-pA（S0541-8， Taitool）。光遗传实验：AAV2/8-gfaABC1D-hChR2（H134R）-EGFP-ER2-WPRE-pA（S0468-8，Taitool）、AAV2/8-gfaABC1D-EGFP-WPRE-pA（S0246-8， Taitool）。

1.4 立体定位注射

实验开始前，对小鼠进行称重，随后使用1%戊巴比妥进行腹腔注射（剂量为0.06 mL/10 g体质量）。待小鼠失去体动反应后，将其固定于立体定位装置（RWD Life Science）上，并在小鼠身下放置恒温加热垫以维持体温。固定头部后，对手术区域进行消毒并注射局部麻醉剂。使用微量注射针以50 nL/min的速度向目标脑区注射病毒，单侧核团的病毒注射量为100 nL。注射结束后，停针10 min，缓慢取出注射针。随后，将脑电电极拧入预先钻好的颅骨孔中，并将用于监测钙信号和光遗传激活的陶瓷插芯针缓慢放置于注射病毒的目标脑区上方100 μm处。以上步骤完成后，在颅骨开放口处涂抹牙科水泥，以固定光纤插针和脑电电极。实验中使用的DMH脑区坐标为（AP：1.4 mm，ML：+0.45 mm，DV： -5.25 mm），脑电正电极坐标为（AP：+1.0 mm，ML：2.0 mm），脑电负电极坐标为（AP：4.0 mm，ML：2.5 mm），参考电极坐标为（AP：4.0 mm，ML：+2.5 mm）。

1.5 行为学测试

翻正反射实验 通过评估小鼠的麻醉诱导时间（LORR）和觉醒时间（RORR）来研究麻醉状态的变化。翻正反射桶与七氟烷进气口和排气口相连，进气口通过气体监测仪控制氧气流量（2 L/min）和氧气浓度（40%）。在LORR实验中，小鼠首先适应环境，随后吸入2.0%七氟烷，麻醉浓度逐渐加深。实验人员轻轻翻转小鼠使其背部朝下，若小鼠在30 s内无法自行翻正，则记为LORR状态，并记录从开始吸入七氟烷到LORR发生的时间。在RORR实验中，小鼠在麻醉状态下定时被翻转，记录其自主恢复翻正反射的时间点，计算从停止吸入七氟烷到恢复翻正反射的总时长作为RORR时间。为确保实验一致性，15 s/次翻转小鼠，并保持旋转幅度相同。

1.6 脑电监测与记录

实验前让小鼠在环境中适应10 min，随后连接脑电电极和光纤插针，并将其置于含2.0%或1.5%七氟烷的麻醉转筒中30 min，同时记录脑电信号。第25 min给予2 min的蓝光刺激，通过标准化脑电功率频谱比较光刺激前后功率频谱差异。剔除伪迹数据和数字波形干扰后，计算爆发抑制率，爆发和抑制的最短持续时间为0.5 s。提取光刺激前中后各2 min的时间分析脑电功率频谱，分别标注Delta（0.5~4 Hz）、Theta（4~7 Hz）、Alpha（8~15 Hz）、Beta（6~30 Hz）和Gamma（25~50 Hz）频段的相对功率占比。

1.7 纤维光度法记录

将100 nL AAV2/8-gfaABC1D-GCaMP6f的钙信号病毒注射到DMH区域（图1A），使用荧光光度计（Thinker Tech，南京）与植入的光纤连接（图1B），以记录DMH区星形胶质细胞的钙信号变化（图1C）。通过473 nm LED发射光束，结合1s的红色激光（635 nm，10 mW，20 Hz，10 ms持续时间）激活DMH区星形胶质细胞，同时利用光度计实时记录传感器信号的变化。钙信号强度以ΔF/F表示，计算公式为ΔF/F=（F1-F0）/（F0-Foffset），其中F1为实时荧光信号，F0为基线荧光信号，Foffset为背景荧光信号。所有数据的分析均通过MATLAB（R2020a， MathWorks）完成。

1.8 光遗传学技术

实验组（ChR2组）小鼠的DMH区注射了携带光敏感通道蛋白ChR2的病毒（AAV2/9-GfaABC1D-ChR2-EGFP），而对照组（EGFP组）则注射了仅携带EGFP的对照病毒（AAV2/9-GfaABC1D-EGFP）。在光刺激实验开始前，小鼠被放置在实验桶内自由活动10 min以适应环境。随后，小鼠吸入2.0%七氟烷进行麻醉，同时应用473 nm蓝色激光（5 mW、20 Hz、10 ms脉冲、1 s开/1 s关周期）对DMH区进行光刺激，并记录麻醉诱导时间（LORR）。5 d后，进行麻醉觉醒时间（RORR）的测定：小鼠吸入2.0%七氟烷麻醉30 min后关闭挥发罐，同时启动相同参数的光刺激，记录从停止麻醉到小鼠恢复翻正反射的时间。

1.9 免疫荧光染色

所有实验结束后，对小鼠进行麻醉和心脏灌流取脑，随后将脑组织固定并脱水。使用徕卡冷冻显微切片机制备22 μm厚的脑切片。切片经1×PBS缓冲液冲洗3次后，在含5%驴血清和0.3% Triton X-100的PBST溶液中孵育2 h，以阻断非特异性结合。随后，将切片置于一抗兔抗GFAP（1∶500，16825-1-AP，Proteintech Group）中，在4 ℃条件下孵育过夜。孵育结束后，用PBS缓冲液冲洗切片，再将其置于Cy3标记的驴抗兔IgG二抗（Servicebio）中，室温孵育2 h。最后，使用DAPI Fluoromount-G封片剂固定切片，用于后续的免疫荧光分析。

1.10 统计学分析

实验数据的统计与分析由对实验分组和流程完全未知的第三方独立进行，以消除潜在的偏差。数据分析采用PRISM 8.0软件（GraphPad Software），结果以均数±标准差的形式呈现。两组间的差异通过非参数t检验进行比较。P<0.05 被认为差异具有统计学意义。所有实验独立重复3次。

2 结果

2.1 DMH星形胶质细胞在七氟烷麻醉觉醒过程中的活性变化

实验结束后，取脑组织进行切片和染色，结果显示DMH区星形胶质细胞的病毒表达与标记物GFAP共染成功（图3）。

麻醉开始后，随着七氟烷浓度的升高，DMH区星形胶质细胞的活性逐渐下降（图4A），脑电显示麻醉浓度逐渐加深（图4B）。与麻醉开始前的2 min相比，麻醉后400 s内的ΔF/F值降低［Pre-LORR vs Post-LORR：（0.00 ±0.17）% vs （-8.18±0.52）%，P<0.001，图4C］。随着麻醉浓度的降低，DMH区星形胶质细胞的活性逐步恢复，麻醉停止后400 s内的ΔF/F值较麻醉停止前2 min上升［Pre-RORR vs Post-RORR：（0.25±0.16）% vs （5.68± 0.31）%，P<0.001，图4C］。在七氟烷麻醉期间，EGFP对照组未表现出明显的活性变化（图4A灰色部分）。

2.2 光遗传学激活DMH星形胶质细胞能够促进七氟烷的麻醉觉醒时间

免疫荧光染色结果显示，病毒表达区域中ChR2病毒载体与星形胶质细胞标记物GFAP存在共定位（箭头指示，图5）。

实验给予2.0%七氟烷麻醉，同时进行光刺激，结果显示，与EGFP对照组相比，ChR2组的麻醉诱导时间LORR差异无统计学意义（图6A）。小鼠恢复3 d后继续进行实验，在停止麻醉后立即启动光刺激，结果显示ChR2组的麻醉觉醒时间RORR缩短［EGFP vs ChR2： （314.60±9.50 vs 285.00±5.05） s，P<0.05，图6B］。

脑电记录显示，在2.0%七氟烷麻醉的25~27min内进行光刺激时，ChR2组的小鼠脑电图出现明显的觉醒相关变化（图7A）。通过分析光刺激前、刺激期间以及刺激后各2 min的脑电活动，我们观察到ChR2组BSR在光刺激期间下降［Stim：EGFP vs ChR2：（19.66±1.18 vs 3.55±0.57） s，P<0.001］，在光刺激之后的2 min ChR2组仍低于EGFP组［post-stim：EGFP vs ChR2：（20.86±1.12 vs 16.14±1.48） s，P<0.05，图7B］。将光刺激前中后共计6 min的BSR按时间进行统计，结果同前，在给光的2 min内BSR下降（0 min：EGFP vs ChR2：19.60±1.07 vs 2.98±1.22，P<0.001；1 min：EGFP vs ChR2：19.71±2.31 vs 4.12±0.73，P<0.001），光刺激结束后BSR逐渐恢复至接近基线水平（图7C）。

同样，在1.5%七氟烷麻醉下进行2 min的光刺激时，ChR2组与对照组EGFP组相比，脑电图显示从低频δ波态向高频β波和γ波转变，提示产生类觉醒样的脑电变化。具体而言，δ波功率百分比下降（Pre-stim-stim：EGFP vs ChR2： 19.66±1.18 vs 3.55±0.57，P<0.01），而β波（Pre-stim-stim：EGFP vs ChR2：13.42±0.23 vs 17.09±0.71，P<0.05）和γ波（Pre-stim-stim：EGFP vs ChR2： 3.26±0.19 vs 6.26±0.30，P<0.001）的功率百分比则增加（图8B）。

3 讨论

现有研究认为，中枢神经系统的星形胶质细胞可能是清醒状态的整合器，可能通过抑制睡眠驱动力促进觉醒^{［12， 13］}。本研究验证了DMH区星形胶质细胞在七氟烷麻醉期间的活性变化与觉醒状态存在显著相关性。随着麻醉浓度的加深，星形胶质细胞的活性水平在不同麻醉阶段表现出不同的动态变化。本研究发现通过光遗传学激活DMH区星形胶质细胞，可以缩短觉醒时间。同时脑电图显示出从低频δ波向高频β波和γ波的转变，进一步证实了星形胶质细胞在七氟烷麻醉觉醒中的调控作用。这些发现不仅丰富了下丘脑在全麻机制中的作用，还首次揭示了DMH区星形胶质细胞在麻醉觉醒中的关键角色。

DMH是组成下丘脑的结构之一，而下丘脑是意识调节的关键区域，与深层脑区的神经元共同构成调节意识的回路网络，这些回路可能是麻醉药物的关键作用靶点^{［14， 15］}。目前已有研究证实DMH不仅通过调控昼夜节律影响行为模式，还能通过特定转录蛋白调节衰老过程中的睡眠-觉醒平衡模式^{［16， 17］}。在小鼠非活动期抑制DMH ^GABA神经元后，小鼠核心体温会下降，反而进入觉醒状态^［18］。这和本课题组之前的发现形成了有趣的呼应：激活DMH ^GABA神经元竟能促进七氟烷麻醉中的觉醒。以上研究反应出DMH区其他神经元在调控觉醒行为中的重要作用。下丘脑的星形胶质细胞能响应代谢相关受体，进而调控周围神经环路^［19］，比如化学遗传学激活外侧下丘脑的星形胶质细胞，就能显著延长觉醒时间并维持长期觉醒^［6］。本研究通过系列实验证实，确实参与了全身麻醉觉醒的精细调控。当光遗传手段特异性激活它们时，不仅缩短了麻醉苏醒时间，更引发了从低频δ波向高频γ波的脑电特征转变，这种"脑电觉醒"现象与传统神经元激活产生的效应高度吻合。

现在普遍认为，星形胶质细胞已经不单纯是作为支持作用的存在，它们已成为神经元信息处理中的重要伙伴。早期研究发现星形胶质细胞通过在睡眠期间将其树突延伸到突触并在清醒时收缩来控制睡眠^［20］。随着研究技术的进步，后续研究进一步阐明了星形胶质细胞在跨脑区神经活动协调中的核心地位，特别是在海马体、下丘脑后叶和皮层等关键脑区的功能整合中^［21］，值得注意的是，这些脑区同样参与了麻醉觉醒过程的调控。研究发现，睡眠不仅伴随着星形胶质细胞的变化，其Ca²⁺信号传导也是维持睡眠稳态的重要组成部分。在果蝇大脑星形胶质细胞Ca²⁺增加可以通过上调单胺受体的表达促进睡眠^［22］，而在小鼠中，星形胶质细胞内Ca²⁺升高则会引起神经元活动的增加进而促进觉醒^［13］。从机制层面分析，星形胶质细胞中的离子信号因为与神经元同步产生慢波活动，从而促进睡眠的发生^［23］，这种时空耦合特性为睡眠启动提供了细胞基础。光遗传学研究表明，激活星形胶质细胞可引发Ca²⁺信号级联反应和谷氨酸释放动态平衡改变，进而诱导皮层回路向低频状态转换。化学遗传学调控室旁核区星形胶质细胞内Ca²⁺波动显示出对局部代谢与睡眠-觉醒的调节作用^{［24， 25］}。最新研究指出了在不同的大脑区域星形胶质细胞的Ca²⁺信号可能通过不同的方式唤起并维持觉醒状态^{［13， 26］}，而且臂旁核区星形胶质细胞的激活能既能调节睡眠觉醒又能抑制脑电慢波活动促进异氟烷麻醉觉醒^［27］。此外，星形胶质细胞内Ca²⁺的变化不仅编码睡眠需求，也可通过三磷酸腺苷和腺苷递质释放引起神经元反馈调控^［28］。因此，在觉醒阶段时，星形胶质细胞可能通过调控细胞内Ca²⁺浓度动态平衡促进神经元功能的恢复^［29］，也可能调节不同核团或神经元活动促进觉醒状态^［7］。同时，星形胶质细胞为神经元提供葡萄糖代谢交换，也可能为觉醒状态中的高能耗需求提供能量储备。

大量的研究结果表明，麻醉药可通过促进神经元抑制性递质的释放调节突触传递过程，引起意识丧失，星形胶质细胞在三重突触中通过间隙连接介导Ca²⁺传播，影响神经元周围的突触活动^{［29， 30］}，因此麻醉药可能直接作用于星形胶质细胞间隙连接蛋白，以中断通讯的方式抑制觉醒^{［31， 32］}。本研究发现，特异性激活下丘脑背内侧区（DMH）星形胶质细胞虽未改变麻醉诱导时间，却显著缩短了觉醒恢复期。麻醉诱导与觉醒可能涉及不同的神经调控机制。从药代动力学角度分析，七氟烷等挥发性麻醉药可能通过快速作用于GABA能和谷氨酸能神经元网络产生抑制作用，而星形胶质细胞通过调控突触可塑性修饰等慢性机制影响神经活动^{［15， 25， 33］}，这种时程差异显示其在诱导阶段的隐性作用。本研究聚焦于调控星形胶质细胞在麻醉觉醒中的作用。我们认为星形胶质细胞通过整合Ca²⁺信号，能够间接调控DMH区GABA能神经元的功能，从而影响全麻状态。

综上所述，本研究仅探讨了对星形胶质细胞的即时调控作用，未能进一步研究DMH区星形胶质细胞在调控长时程麻醉觉醒周期的变化。未来我们将继续深入探索DMH区星形胶质细胞在麻醉觉醒过程中的上下游调控机制，期望能够为全麻机制的研究提供新的视角和更为深入的见解。

参考文献

[1] Palanca BA, Avidan MS, Mashour GA. Human neural correlates of sevoflurane-induced unconsciousness[J]. Br J Anaesth, 2017, 119(4): 573-82.

[2] Xu W, Wang L, Yuan XS, et al. Sevoflurane depresses neurons in the medial parabrachial nucleus by potentiating postsynaptic GABA_A receptors and background potassium channels[J]. Neuropharm-acology, 2020, 181: 108249.

[3] Yi TT, Wang N, Huang J, et al. A sleep-specific midbrain target for sevoflurane anesthesia[J]. Adv Sci, 2023, 10(15): 2300189.

[4] Alhadidi QM, Bahader GA, Arvola O, et al. Astrocytes in functional recovery following central nervous system injuries[J]. J Physiol, 2024, 602(13): 3069-96.

[5] He QQ, Ji LW, Wang YY, et al. Acetate enables metabolic fitness and cognitive performance during sleep disruption[J]. Cell Metab, 2024, 36(9): 1998-2014.e15.

[6] Cai P, Huang SN, Lin ZH, et al. Regulation of wakefulness by astrocytes in the lateral hypothalamus[J]. Neuropharmacology, 2022, 221: 109275.

[7] Wang YF, Song YP, Tong L, et al. GABAergic neurons in the dorsomedial hypothalamus regulate states of consciousness in sevoflurane anesthesia[J]. iScience, 2023, 26(1): 105913.

[8] Zhong HX, Tong L, Gu N, et al. Endocannabinoid signaling in hypothalamic circuits regulates arousal from general anesthesia in mice[J]. J Clin Invest, 2017, 127(6): 2295-309.

[9] Yoshimoto A, Morikawa S, Kato E, et al. Top-down brain circuits for operant bradycardia[J]. Science, 2024, 384(6702): 1361-8.

[10] Wang D, Bao C, Wu HM, et al. A hypothalamus-lateral periaqueductal gray GABAergic neural projection facilitates arousal following sevoflurane anesthesia in mice[J]. CNS Neurosci Ther, 2024, 30(9): e70047.

[11] Gompf HS, Aston-Jones G. Role of orexin input in the diurnal rhythm of locus coeruleus impulse activity[J]. Brain Res, 2008, 1224: 43-52.

[12] Brazhe A, Verisokin A, Verveyko D, et al. Astrocytes: new evidence, new models, new roles[J]. Biophys Rev, 2023, 15(5): 1303-33.

[13] Zhu YW, Ma JL, Li YL, et al. Adenosine-dependent arousal induced by astrocytes in a brainstem circuit[J]. Adv Sci, 2024, 11(48): 2407706.

[14] Kumar VJ, Scheffler K, Grodd W. The structural connectivity mapping of the intralaminar thalamic nuclei[J]. Sci Rep, 2023, 13(1): 11938.

[15] Zhang Z, Huang YC, Chen XY, et al. State-specific regulation of electrical stimulation in the intralaminar thalamus of macaque monkeys: network and transcriptional insights into arousal[J]. Adv Sci, 2024, 11(33): e2402718.

[16] Liu Q, Bell BJ, Kim DW, et al. A clock-dependent brake for rhythmic arousal in the dorsomedial hypothalamus[J]. Nat Commun, 2023, 14(1): 6381.

[17] Tsuji S, Brace CS, Yao RQ, et al. Sleep-wake patterns are altered with age, Prdm13 signaling in the DMH, and diet restriction in mice[J]. Life Sci Alliance, 2023, 6(6): e202301992.

[18] Li L, Zhang MQ, Sun X, et al. Role of dorsomedial hypothalamus GABAergic neurons in sleep-wake states in response to changes in ambient temperature in mice[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(3): 1270.

[19] Fuente-Martín E, García-Cáceres C, Argente-Arizón P, et al. Ghrelin regulates glucose and glutamate transporters in hypothalamic astrocytes[J]. Sci Rep, 2016, 6: 23673.

[20] García-Marín V, García-López P, Freire M. Cajal's contributions to Glia research[J]. Trends Neurosci, 2007, 30(9): 479-87.

[21] Ingiosi AM, Hayworth CR, Frank MG. Activation of basal forebrain astrocytes induces wakefulness without compensatory changes in sleep drive[J]. J Neurosci, 2023, 43(32): 5792-809.

[22] Srinivasan R. Calcium signals in astrocytes of the fly brain promote sleep[J]. Cell Calcium, 2021, 94: 102341.

[23] Garofalo S, Picard K, Limatola C, et al. Role of Glia in the regulation of sleep in health and disease[J]. Compr Physiol, 2020, 10(2): 687-712.

[24] Chao DHM, Kirchner MK, Pham C, et al. Hypothalamic astrocytes control systemic glucose metabolism and energy balance[J]. Cell Metab, 2022, 34(10): 1532-47.e6.

[25] Chen CR, Zhong YH, Jiang S, et al. Dysfunctions of the paraventricular hypothalamic nucleus induce hypersomnia in mice[J]. eLife, 2021, 10: e69909.

[26] Peng WL, Wu ZF, Song K, et al. Regulation of sleep homeostasis mediator adenosine by basal forebrain glutamatergic neurons[J]. Science, 2020, 369(6508): eabb0556.

[27] Liu PC, Yao W, Chen XY, et al. Parabrachial nucleus astrocytes regulate wakefulness and isoflurane anesthesia in mice[J]. Front Pharmacol, 2023, 13: 991238.

[28] Perea G, Navarrete M, Araque A. Tripartite synapses: astrocytes process and control synaptic information[J]. Trends Neurosci, 2009, 32(8): 421-31.

[29] Péter M, Héja L. High-frequency imaging reveals synchronised delta- and Theta-band Ca²⁺ oscillations in the astrocytic soma in vivo [J]. Int J Mol Sci, 2024, 25(16): 8911.

[30] Kuga N, Sasaki T, Takahara Y, et al. Large-scale calcium waves traveling through astrocytic NetworksIn vivo[J]. J Neurosci, 2011, 31(7): 2607-14.

[31] Dong R, Han YQ, Jiang LH, et al. Connexin 43 gap junction-mediated astrocytic network reconstruction attenuates isoflurane-induced cognitive dysfunction in mice[J]. J Neuroinflammation, 2022, 19(1): 64.

[32] Nuriya M, Yasui D, Yamada T, et al. Direct posttranslational modification of astrocytic connexin 43 proteins by the general anesthetic propofol in the cerebral cortex[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2018, 497(2): 734-41.

[33] Tremblay R, Lee S, Rudy B. GABAergic interneurons in the neocortex: from cellular properties to circuits[J]. Neuron, 2016, 91(2): 260-92.

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