Bmal1可能介导了丁酸钠对帕金森病小鼠的神经保护作用

Bmal1 mediates the neuroprotective effect of sodium butyrate in a mouse model of Parkinson's disease

摘要

目的 探究肠道微生物代谢产物丁酸钠（NaB）通过肠-脑轴对帕金森病（PD）小鼠发挥神经保护作用及其潜在机制。 方法 39只7周龄雄性C57BL/6J小鼠随机均分为对照组（NC）、模型组（PD）和NaB治疗组（NaB），13只/组。除NC组小鼠注射等体积生理盐水外，其余各组连续5 d腹腔注射1-甲基-4-苯基-1，2，3，6-四氢吡啶［MPTP，30 mg/（kg·d）］建立亚急性PD模型。造模完成后NaB组连续灌胃NaB［300 mg/（kg·d）］治疗14 d，其余两组小鼠灌胃等体积的生理盐水。治疗结束后进行行为学实验检测小鼠的运动功能。Western blot分别检测小鼠纹状体中酪氨酸羟化酶（TH）、α-突触核蛋白（α-syn）的表达和结肠中促炎因子核因子κB（NF-κB）、肿瘤坏死因子（TNF-α）、白介素6（IL-6）以及紧密连接蛋白ZO-1、occludin、claudin的表达。通过HE染色观察小鼠结肠的炎性浸润。RNA测序分析筛选出小鼠结肠组织的差异基因。 结果 行为学实验结果显示，NaB治疗可提高PD小鼠的运动速度（P<0.01）以及四肢拉力（P<0.05）。Western blot结果显示，NaB上调PD小鼠纹状体中TH（P<0.01）和下调α-syn（P<0.05）的表达，NaB上调PD小鼠结肠组织中的Occludin和Claudin的表达（P<0.05），下调了NF-κB、TNF-α和IL-6的表达（P<0.05）。HE染色结果显示，NaB改善PD小鼠结肠的炎性浸润。结肠RNA测序结果显示，节律基因Bmal1可能介导了NaB对PD小鼠的神经保护作用（P<0.05）。总结 NaB改善PD小鼠的运动障碍，减少纹状体的多巴胺能神经元的丢失，并改善PD小鼠的结肠炎症，其机制可能与Bmal1有关。

Abstract

Objective To investigate the mechanisms that mediate the neuroprotective effect of the intestinal microbial metabolite sodium butyrate (NaB) in a mouse model of Parkinson's disease (PD) via the gut-brain axis. Methods Thirty-nine 7-week-old male C57BL/6J mice were randomized equally into control group, PD model group, and NaB treatment group. In the latter two groups, PD models were established by intraperitoneal injection of 30 mg/kg 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine (MPTP) once daily for 5 consecutive days, and normal saline was injected in the control group. After modeling, the mice received daily gavage of NaB (300 mg/kg) or an equal volume of saline for 14 days. Behavioral tests were carried out to assess the changes in motor function of the mice, and Western blotting was performed to detect the expressions of tyrosine hydroxylase (TH) and α‑synuclein (α‑syn) in the striatum and nuclear factor‑κB (NF‑κB), tumor necrosis factor (TNF-α), interleukin 6 (IL-6), and the tight junction proteins ZO-1, Occludin, and Claudinin the colon. HE staining was used to observe inflammatory cell infiltration in the colon of the mice. RNA sequencing analysis was performed to identify the differentially expressed genes in mouse colon tissues, and their expressions were verified using qRT-PCR and Western blotting. Results The mouse models of PD with NaB treatment showed significantly increased movement speed and pulling strength of the limbs with obviously upregulated expressions of TH, Occludin, and Claudin and downregulated expressions of α-syn,NF-κB, TNF‑α, and IL-6 (all P<0.05). HE staining showed that NaB treatment significantly ameliorated inflammatory cell infiltration in the colon of the PD mice. RNA sequencing suggested that Bmal1 gene probably mediated the neuroprotective effect of NaB in PD mice (P<0.05). Conclusion NaB can improve motor dysfunction, reduce dopaminergic neuron loss in the striatum, and ameliorate colonic inflammation in PD mice possibly through a mechanism involving Bmal1.

Graphical abstract

关键词

丁酸钠 / 帕金森病 / 肠-脑轴 / Bmal1

Key words

sodium butyrate / Parkinson's disease / gut-brain axis / Bmal1

帕金森病（PD）是仅次于阿尔兹海默症的世界第2大神经退行性疾病，多发于老年群体^［1］。PD也是增长速度最快的神经系统性疾病，全球已有700万PD患者，2040年PD患者预计将达1400万^［2］，PD的主要病理特征是中脑黑质致密部多巴胺能神经元的丢失以及α-突触核蛋白（α-syn）的聚集。PD的运动特征主要是静止性震颤、运动迟缓和身体僵直，称为运动三联征，三联征也是临床上诊断的依据。此外，PD患者往往也会伴有非运动特征，例如味觉丧失和胃肠道功能障碍等^［3］。PD源于遗传和环境因素的相互作用，但具体的发病机制尚不明确，目前普遍认为与神经炎症^［4］、氧化应激^［5］、线粒体功能障碍^［6］等有关。

临床上已经确定了一系列与PD相关的胃肠道功能障碍，包括体质量减轻、胃瘫、便秘和排便功能障碍以及肠道微生物区系改变^［7］，并且PD前驱期出现的便秘被认为是PD发展的危险因素^［8］。虽然α-syn聚集体最常见于大脑，但也有在外围位置被发现，例如在PD患者尸检报告发现在患者的肠道和迷走神经支配的器官中存在α-syn聚集体，并且早于中枢神经系统五至数十年^［9］。基于这些观察结果，研究者提出了假说，认为PD发病始于肠道，错误折叠的α-syn通过迷走神经逆行轴突运输从肠道进入大脑。早前已有实验证明肠源性α-syn可以通过迷走神经扩散到脑区^［11］。除此之外，接受迷走神经切断手术治疗的患者患PD的概率也比对照组更低^［12］。某些肠道微生物及其代谢产物被认为可以触发α-syn的过度表达和聚集，而且有临床研究表明在PD患者和健康对照组之间，粪便和粘膜相关的肠道微生物区系有所不同^［13］。这些研究都有力支持了肠道菌群-肠-脑轴假说。肠道菌群-肠-脑轴双向相互作用的机制可分为3类，即：炎症过程和免疫反应、神经内分泌途径和迷走神经反射^［14］。

PD的发病机制尚不明确，临床治疗手段也相对单一，目前主要的治疗手段还是左旋多巴胺，但是左旋多巴胺存在用药安全问题，它的副产物具有神经毒性，长期药物暴露可能会给PD患者带来不可逆的后果^［15］，常见的副作用包括头晕和胃肠道不适^［16］。丁酸是主要的短链脂肪酸（SCFAs）之一，在动物体内天然存在，主要由结肠处的肠道菌群代谢产生，也是结肠细胞主要的主要能量来源。丁酸在体内不稳定，常以丁酸盐的形式存在，丁酸钠（NaB）是一种常见的丁酸盐，具有良好的抗炎作用，并且在结肠炎中可以修复肠道屏障^［17］。NaB已经作为绿色健康饲料添加剂在畜禽生产中广泛应用，它能促进肉鸡、兔和犊牛等生物的肠道发育，提高生长性能^［18-20］。因此，相对而言NaB的药物安全更有保障。此外，在糖尿病肾病中认为NaB能够诱导的组蛋白Kbu或H3K9bu来缓解炎症和纤维化带来的肾损伤^［21］。在中风大鼠模型中，NaB通过GPR3/Gβγ激活PI41K/Akt，减少中风后的神经元凋亡^［22］。有临床报告显示PD患者肠道内产SCFAs的细菌减少，同时在患者的粪便标本中也检测到了SCFAs含量下降^［23］。我们课题组前期研究证实了NaB灌胃后能够缓解PD小鼠的运动障碍与黑质区多巴胺能神经元的丢失，并且能够调节PD小鼠肠道菌群的紊乱^［24］。但是NaB是否通过作用肠道对PD小鼠起神经保护作用始终没有证实。

本研究中，在对小鼠进行PD造模和NaB灌胃结束后，评估了NaB对PD小鼠的神经保护作用，包括运动能力和纹状体区TH的表达情况，证实NaB对PD小鼠的症状具有良好的改善作用。之后进一步用RNA-seq分析方法检测了NC组、PD组、NaB组结肠组织中mRNA的表达谱，发现了141个NaB相关基因。GO和KEGG通路分析发现NaB相关分子可能与昼夜节律相关，选择该通路上差异表达最大的基因Bmal1进行验证，在mRNA和蛋白质水平与测序结果趋势一致，这提示NaB可能通过结肠的Bmal1进而对PD小鼠起神经保护作用，为NaB治疗PD和探索肠脑轴潜在的作用机制提供新的见解。

1 材料和方法

1.1 实验动物与模型建立

选择7周龄，体质量20~22 g的雄性C57BL/6J小鼠（常州卡文斯实验动物有限公司）。小鼠在正常条件下饲养，温度在25 ℃左右，湿度约为 55%，光照循环周期为12 h光照12 h黑暗，小鼠能够自由获取水和食物，经过1周的适应性饲养后，将39只小鼠随机均分为正常对照组（NC）、模型组（PD）和丁酸钠治疗组（NaB），13只/组。造模过程中出现小鼠的意外死亡，最终NC组11只小鼠，PD组10只小鼠，NaB组13只小鼠。本研究通过重庆医科大学伦理委员会批准（伦理批号：2022102）。

造模：PD组和NaB小鼠连续5 d腹腔注射浓度为3 mg/mL的MPTP溶液，按照小鼠体质量10 g/0.1 mL给药，NC组则腹腔注射相应体积的生理盐水。5 d造模结束后，NaB组按照小鼠体质量10 g/0.1 mL灌胃浓度为30 g/mL的NaB溶液，NC组和PD组小鼠则灌胃相应体积的生理盐水，持续14 d。

1.2 主要试剂与仪器

TH、α‑syn、GAPDH、ZO-1、occludin、claudin、Bmal1抗体（Proteintech）；NFκB、TNF‑α、IL-6抗体（Cell Signaling Technology）；Npas2抗体（Abmart）MPTP、丁酸钠（Sigma）；Trizol（Takara）；逆转录试剂盒、SYBR GREEN（ABclonal）；RIPA裂解液、BCA蛋白定量试剂盒（碧云天）；ECL化学发光液（Millipore）；PCR仪器、荧光定量PCR仪、电泳装置、凝胶成像系统（Bio-Rad）；旷场实验箱（深圳瑞沃德生命科技公司）。

1.3 行为学实验

1.3.1 爬杆实验

爬杆运动的装置是一根直径为1 cm，长度为50 cm的光滑木棍以及一个直径为2 cm的小木球固定在木棍的上端。为了防止打滑，用纱布将木棍以及小木球包裹起来。将小鼠以头朝下尾朝上的姿势放置在木球上，记录小鼠从上到下爬完整个木棍的时间。在正式实验前进行了为期3 d的训练。实验重复3次，每次实验间隔15 min进行，取平均值。

1.3.2 平衡木实验

将一根长1 m宽14 mm的横杆一端搭在黑色方盒内，另一端悬空。小鼠对气味敏感，在黑色方盒里放入小鼠的鼠笼，吸引小鼠入内。将小鼠置于横杆的悬空端，横杆下方垫软枕，防止小鼠跌伤。训练2 d，3次/d，每次间隔30 min。开始实验，记录小鼠进入黑色方盒内所花时间，重复3次，每次实验间隔30 min进行，取平均值。

1.3.3 拉力试验

将小鼠放在抓力测试仪的抓杆的前方，抓住小鼠尾部，向后直线拉拽。小鼠在非本意的向后移动时会本能地抓任何物体以阻止后退，直到拉力超过他们的抓力。小鼠失去抓力后，前置放大器自动记录了拉力的最大值和平均值。实验重复3次，每次实验间隔15 min进行，取平均值。

1.3.4 旷场实验

旷场实验用于测试小鼠的自主活动和探索行为。旷场实验箱是一个50 cm×50 cm×40 cm的箱子。实验前确保试验箱清洁无异味，然后将实验小鼠迅速放置于实验箱的中央区域，并立即离开。整个实验持续时间为5 min，SMART3.0软件测量并记录小鼠运动轨迹图像、运动总距离、在中心区域运动距离以及穿越中心区域的次数。待每只小鼠实验结束后，用75%的酒精擦拭整个实验箱，以去除前一只小鼠遗留的粪便、尿液以及气味。

1.4 取材

小鼠经过麻醉后，将其固定在泡沫箱上，暴露小鼠的胸腔和心脏。用头皮针从心尖沿着左心室进针，同时剪破右心耳，见暗红的血液涌出后，迅速将预冷的生理盐水注入心脏。见肝脏颜色变浅，肺脏无明显肿大，口鼻无明显渗液，提示灌注成功。一部分小鼠直接剥离出全脑和结肠，用生理盐水清理结肠内外残渣后，全脑和结肠组织存放在-80 ℃；另一部分小鼠在灌注生理盐水结束后立即灌注4%多聚甲醛溶液，当观察到小鼠四肢及尾巴颤动痉挛，身体僵硬，说明多聚甲醛灌注成功，取小鼠结肠浸泡在4%多聚甲醛溶液中备用。

1.5 组织测序

各组小鼠随机挑选3只，送新鲜结肠组织于上海生工公司进行转录组测序。

1.6 Western blot

将小鼠的结肠、纹状体等组织尽可能剪碎后，转移入提前加了PMSF的RIPA裂解液中进行匀浆，均在冰上操作。然后14 000 r/min离心5 min，上清液为提取的蛋白质溶液。采用BCA法测定蛋白浓度后，在蛋白质溶液中加入5×蛋白上样缓冲液，100 ℃煮10 min，然后取相同质量蛋白质进行SDS-PAGE凝胶电泳。按照相对分子质量1000为1 min对条带进行250 mA恒流转膜，10%脱脂奶粉封闭液室温封闭2 h，TH（1∶1000稀释）、α-syn（1∶1000稀释）、ZO-1（1∶500稀释）、Occludin（1∶5000稀释）、Claudin（1∶500稀释）、NFκB（1∶500稀释）、IL-6（1∶2000稀释）、TNF-α（1∶1000稀释）、GAPDH（1∶5000稀释）、Bmal1（1∶2000稀释）、Npas2（1∶500稀释）一抗在4 ℃冰箱的摇床上孵育12~16 h，TBST洗膜3次，每次10 min，二抗（1∶5000稀释）室温摇床上孵育1~1.5 h，TBST洗膜3次，每次10 min。ECL发光试剂盒发光，凝胶成像系统成像。

1.7 HE染色

浸泡在4%多聚甲醛溶液中的结肠组织取出后经过梯度乙醇脱水后制作成石蜡切片，依次将石蜡切片放进两个装着脱蜡液的缸里，切片在每个缸中放20 min。然后依次放入无水乙醇Ⅰ、无水乙醇Ⅱ、75%酒精5 min进行水化。用苏木素对石蜡切片进行3 min的染色，然后用自来水漂洗。分化液分化几秒钟，然后用自来水漂洗干净。然后放入85%酒精、95%酒精中各5 min。最后将切片放入伊红染液中染色5 min，流水漂洗。石蜡切片依次放进无水乙醇Ⅰ、无水乙醇Ⅱ和无水乙醇Ⅲ中，每次5 min。然后放进两个装着二甲苯的缸中10 min，晾干后用中性树脂封片。

1.8 qRT-PCR

Trizol法提取小鼠结肠组织总RNA，用ABclonal逆转录试剂盒进行逆转录得到cDNA模板，用SYBR GREEN试剂进行实时荧光定量PCR，用β-actin（上游引物GTGCTATGTTGCTCTAGACTTCG，下游引物ATGCCACAGGATTCCATACC，生工）作为内参，按照出2^-△△cq法计算Npas2（上游引物CGTCGGGACCAGTTCAATGTTC，下游引物ATCCGATGACCTTCTCCAGCAC，生工）和Bmal1（上游引物CCGTGCTAAGGATGGCTGTTC，下游引物AATGTTGGCTTGTAGTTTGCTTCTG，生工）的mRNA相对表达量。

1.9 统计学分析

使用GraphPad Prism 9.0进行数据分析。采用t检验和单因素方差分析进行统计学分析。P<0.05时认为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 NaB改善PD小鼠的运动障碍和自主运动能力

与NC组小鼠相比，PD组小鼠出现了明显的运动障碍，在爬杆和穿过平衡木的时间明显增长（P<0.001），而四肢拉力的最大拉力和平均拉力明显下降（P<0.01）。而经NaB给药后，PD小鼠的运能能力在以上实验中得到明显改善（P<0.05，图1A~D）。旷场实验评估小鼠的自主运动能力，结果显示经NaB处理后的小鼠运动平均速度和总距离要高于PD组小鼠（P<0.01）（图1E、F、H），但是NaB对PD小鼠在中心区域停留时间无明显影响（P>0.05，图1G）。

2.2 NaB逆转了PD小鼠纹状体中α-syn蛋白的表达增加和TH蛋白表达的下降

Western blot显示，与NC组相比，经MPTP诱导PD小鼠纹状体内TH蛋白表达出现下调，而经过NaB给药后的PD小鼠TH的下降得到了缓解（P<0.01，图2A、B）。同时，与NC组相比，PD组小鼠纹状体内α-syn蛋白表达上调，而经过NaB治疗后PD小鼠纹状体内的α-syn蛋白的表达增加得到抑制（P<0.05，图2A、C）。

2.3 NaB逆转了PD小鼠的肠道屏障损伤

PD组炎症因子蛋白表达量上调（P<0.05），而NaB处理后下调了在小鼠结肠中的3种炎症因子的表达（P<0.05，图3A、D~F）。PD组小鼠ZO-1和Occludin蛋白的表达出现下调（P<0.01），Claudin蛋白虽然有下调趋势但不显著（P>0.05）。NaB治疗后PD小鼠结肠的Occludin和Claudin蛋白表达上调（P<0.05），ZO-1尽管变化差异不大（P>0.05），但仍有上调趋势（图3B、G~I）。与NC对照组相比，PD组小鼠可观察到结肠炎性浸润，NaB组并没有观察到炎性浸润（图3C）。

2.4 NaB相关的差异表达基因

NC组、PD组和NaB组小鼠的结肠组织进行RNA测序分析（图4A）。以FC>1.2，P<0.05为标准，发现与NC组相比较时，PD组小鼠结肠组织存在578个基因上调，994个基因下调（图4B、C）。与PD组比较时， NaB给药后小鼠结肠组织有378个基因上调，265个基因下调（图4B、D）。

2.5 NaB相关基因的GO和KEGG分析

GO分析结果显示，两组DEGs均参与了生物节律过程（图5A、B）。KEGG结果显示，两组DEGs都富集到了21条信号通路，negLog10QValue越小颜色越红，差异倍数越显著，而在两组KEGG结果中节律通路明显红于其他通路，即节律通路差异倍数较为显著（图5C、D）。

2.6 Bmal1可能介导了NaB在PD小鼠中的神经保护作用

将两组差异基因取交集后（图6A），得到共同的DEGs数目有141个，其中以P值<0.05，两组样本中至少一组组内FPKM>3，至少有一组组内平均FPKM<50，且log2FC>1或log2FC<-1，P<0.05为条件，筛选到前10个DEGs有Usf3、Zbtb16、Hba-a、Zfp422、Mapklip1、Slc34a2、Ntr1、Npas2、Bmal1和Dpb。基于前期测序以及基因富集分析，筛选出节律基因Npas2和Bmal1，通过qRT-PCR验证高通量测序结果，与NC组相比，PD组Npas2和Bmal1下调（P<0.05），NaB处理后Npas2和Bmal1上调（P<0.05），趋势与测序结果一致（图6B、C）。Western blot检测结果显示，与NC组相比，Npas2在PD小鼠中有下降趋势但无统计学意义（P>0.05），且NaB处理后无明显变化（P>0.05，图6D、E）；而Bmal1的Western blot结果则与测序结果趋势一致，与NC组相比，PD组小鼠出现明显的Bmal1蛋白的下调（P<0.001），NaB给药后抑制了Bmal1的下调（P<0.05，图6F、G）。

3 讨论

本研究结果显示，经MPTP诱导的PD小鼠出现运动能力下降、短暂震颤、尾巴僵直等症状，且纹状体区出现多巴胺能神经元减少，说明亚急性PD小鼠造模成功。经NaB灌胃后，PD小鼠的运动功能障碍得到改善，纹状体中TH的下降也得到逆转，说明了NaB对PD小鼠具有良好的治疗作用。RNA-seq结果显示，与对照组相比，PD组小鼠结肠组中Bmal1 mRNA表达量下降，经过NaB治疗后Bmal1 mRNA表达量上升，经qRT-PCR、Western blot验证Bmal1在各组小鼠结肠组织中的表达情况，显示与测序结果趋势一致。我们推测Bmal1可能通过肠-脑轴介导了NaB的神经保护作用。

越来越多的证据证明肠功能障碍加剧PD，包括肠高通透性、紧密连接蛋白被破坏^［25］，尤其是炎症性肠病，例如Lrrk2基因是已知的PD风险基因，但是有研究证实它与克罗恩病有关^［26］。本研究中，与对照组相比，PD组小鼠结肠组织伴有肠道炎症因子升高和紧密连接蛋白，与先前的报道一致。丁酸盐具有抗炎性和可再生性，患有结肠疾病的患者口服NaB后就有很好的缓解作用，在溃疡性结肠炎患者中NaB可以增加其肠道中产SCFAs细菌的数目^［27］。NaB通过作为组蛋白脱乙酰酶（HDAC）抑制剂并与多种特异性G蛋白偶联受体结合来调节生物反应。众多研究表明，NaB在调节免疫和炎症反应以及肠道屏障功能方面发挥重要作用。我们的研究证实了在NaB给药能降低PD小鼠结肠的炎症因子。同时，我们的研究也证实了NaB缓解PD的病理特征，即NaB减少PD小鼠的纹状体α-syn的表达同时缓解了多巴胺能神经元的丢失。但是，NaB如何通过肠道对PD其神经保护作用尚不明确，我们的测序结果显示，这或许与昼夜节律基因Bmal1有关。

Bmal1基因是生物钟的核心协调者，也是唯一的单基因敲除即可导致所有节律完全消除的节律基因。Bmal1可与Clock形成异二聚体，并与位于整个基因组中的Ebox位点结合，诱导节律控制基因的节律性表达。Bmal1基因敲除鼠的存活率低，并且大多伴有节律紊乱、早衰、肌肉萎缩、器官衰竭等症状^［28］。在巨噬细胞中Bmal1蛋白通过Nrf2抑制炎症因子IL-1β起到抗炎作用^［29］。PD早期就已经检测到患者睡眠节律紊乱以及节律基因的异常表达，尤其是Bmal1^［30］。同时，有研究表明在Bmal1敲除鼠表现出对MPTP更敏感，有更为严重的神经炎症以及更多的多巴胺能神经元的丢失^［31］。在我们的测序数据也显示了Bmal1基因在PD小鼠结肠的异常表达，与对照组相比，PD组Bmal1表达下调，NaB治疗后Bmal1上调，因此我们合理推测Bmal1可能介导了NaB对PD的缓解作用。

综上所述，NaB对MPTP诱导的亚急性PD模型小鼠具有一定的神经保护作用，表现为减少运动功能障碍和减少多巴胺能神经元的丢失。其作用机制可能与Bmal1有关，但是目前为止，关于Bmal1在PD领域的研究还太少，需要进一步的实验来确定Bmal1在NaB治疗PD中的作用。

参考文献

[1] Ben-Shlomo Y, Darweesh S, Llibre-Guerra J, et al. The epidemiology of Parkinson's disease[J]. Lancet, 2024, 403(10423): 283-92. DOI: 10.1016/s0140-6736(23)01419-8

[2] Elfil M, Bayoumi A, Sayed A, et al. Stroke in Parkinson's disease: a review of epidemiological studies and potential pathophysiological mechanisms[J]. Acta Neurol Belg, 2023, 123(3): 773-83. DOI: 10.1007/s13760-023-02202-4

[3] Yemula N, Dietrich C, Dostal V, et al. Parkinson's disease and the gut: symptoms, nutrition, and microbiota[J]. J Parkinsons Dis, 2021, 11(4): 1491-505. DOI: 10.3233/jpd-212707

[4] Sampson TR, Debelius JW, Thron T, et al. Gut microbiota regulate motor deficits and neuroinflammation in a model of Parkinson's disease[J]. Cell, 2016, 167(6): 1469-80. e12. DOI: 10.1016/j.cell.2016.11.018

[5] Cheng QC, Wang JW, Li M, et al. CircSV2b participates in oxidative stress regulation through miR-5107-5p-Foxk1-Akt1 axis in Parkinson's disease[J]. Redox Biol, 2022, 56: 102430. DOI: 10.1016/j.redox.2022.102430

[6] González-Rodríguez P, Zampese E, Stout KA, et al. Disruption of mitochondrial complex I induces progressive Parkinsonism[J]. Nature, 2021, 599(7886): 650-6. DOI: 10.1038/s41586-021-04059-0

[7] Patil RS, Tupe RS. Communal interaction of glycation and gut microbes in diabetes mellitus, Alzheimer's disease, and Parkinson's disease pathogenesis[J]. Med Res Rev, 2024, 44(1): 365-405. DOI: 10.1002/med.21987

[8] Esteves AR, Munoz-Pinto MF, Nunes-Costa D, et al. Footprints of a microbial toxin from the gut microbiome to mesencephalic mitochondria[J]. Gut, 2023, 72(1): 73-89. DOI: 10.1136/gutjnl-2021-326023

[9] Beach TG, Adler CH, Sue LI, et al. Multi-organ distribution of phosphorylated alpha-synuclein histopathology in subjects with Lewy body disorders[J]. Acta Neuropathol, 2010, 119(6): 689-702. DOI: 10.1007/s00401-010-0664-3

[10] Hawkes CH, Del Tredici K, Braak H. Parkinson's disease: a dual-hit hypothesis[J]. Neuropathol Appl Neurobiol, 2007, 33(6): 599-614. DOI: 10.1111/j.1365-2990.2007.00874.x

[11] Kim S, Kwon SH, Kam TI, et al. Transneuronal propagation of pathologic α-synuclein from the gut to the brain models Parkinson's disease[J]. Neuron, 2019, 103(4): 627-41.e7. DOI: 10.1016/j.neuron.2019.05.035

[12] Svensson E, Horváth-Puhó E, Thomsen RW, et al. Vagotomy and subsequent risk of Parkinson's disease[J]. Ann Neurol, 2015, 78(4): 522-9. DOI: 10.1002/ana.24448

[13] Mayer EA, Nance K, Chen S. The gut-brain axis[J]. Annu Rev Med, 2022, 73: 439-53. DOI: 10.1146/annurev-med-042320-014032

[14] Wang Q, Luo YQ, Ray Chaudhuri K, et al. The role of gut dysbiosis in Parkinson's disease: mechanistic insights and therapeutic options[J]. Brain, 2021, 144(9): 2571-93. DOI: 10.1093/brain/awab156

[15] LeWitt PA. Levodopa therapy for Parkinson's disease: Pharmacokinetics and pharmacodynamics[J]. Mov Disord, 2015, 30(1): 64-72. DOI: 10.1002/mds.26082

[16] Reich SG, Savitt JM. Parkinson's disease[J]. Med Clin N Am, 2019, 103(2): 337-50. DOI: 10.1016/j.mcna.2018.10.014

[17] Wei HL, Yu CY, Zhang C, et al. Butyrate ameliorates chronic alcoholic central nervous damage by suppressing microglia-mediated neuroinflammation and modulating the microbiome-gut-brain axis[J]. Biomed Pharmacother, 2023, 160: 114308. DOI: 10.1016/j.biopha.2023.114308

[18] Szacawa E, Dudek K, Bednarek D, et al. A pilot study on the effect of a novel feed additive containing exogenous enzymes, acidifiers, sodium butyrate and silicon dioxide nanoparticles on selected cellular immune indices and body weight gains of calves[J]. J Vet Res, 2021, 65(4): 497-504. DOI: 10.2478/jvetres-2021-000068

[19] Li CY, Chen JL, Zhao M, et al. Effect of sodium butyrate on slaughter performance, serum indexes and intestinal barrier of rabbits[J]. J Anim Physiol Anim Nutr, 2022, 106(1): 156-66. DOI: 10.1111/jpn.13571

[20] Lan RX, Zhao ZH, Li SQ, et al. Sodium butyrate as an effective feed additive to improve performance, liver function, and meat quality in broilers under hot climatic conditions[J]. Poult Sci, 2020, 99(11): 5491-500. DOI: 10.1016/j.psj.2020.06.042

[21] Zhou TT, Xu HW, Cheng X, et al. Sodium butyrate attenuates diabetic kidney disease partially via histone butyrylation modification[J]. Mediators Inflamm, 2022, 2022: 7643322. DOI: 10.1155/2022/7643322

[22] Zhou ZH, Xu NB, Matei N, et al. Sodium butyrate attenuated neuronal apoptosis via GPR41/Gβγ/PI3K/Akt pathway after MCAO in rats[J]. J Cereb Blood Flow Metab, 2021, 41(2): 267-81. DOI: 10.1177/0271678x20910533

[23] Chen SJ, Chen CC, Liao HY, et al. Association of fecal and plasma levels of short-chain fatty acids with gut microbiota and clinical severity in patients with parkinson disease[J]. Neurology, 2022, 98(8): e848-58. DOI: 10.1212/wnl.0000000000013225

[24] Guo TT, Zhang Z, Sun Y, et al. Neuroprotective effects of sodium butyrate by restoring gut microbiota and inhibiting TLR4 signaling in mice with MPTP-induced Parkinson's disease[J]. Nutrients, 2023, 15(4): 930. DOI: 10.3390/nu15040930

[25] Dodiya HB, Forsyth CB, Voigt RM, et al. Chronic stress-induced gut dysfunction exacerbates Parkinson's disease phenotype and pathology in a rotenone-induced mouse model of Parkinson's disease[J]. Neurobiol Dis, 2020, 135: 104352. DOI: 10.1016/j.nbd.2018.12.012

[26] Lee HS, Lobbestael E, Vermeire S, et al. Inflammatory bowel disease and Parkinson's disease: common pathophysiological links[J]. Gut, 2021, 70(2): 408-17.

[27] Facchin S, Vitulo N, Calgaro M, et al. Microbiota changes induced by microencapsulated sodium butyrate in patients with inflammatory bowel disease[J]. Neurogastroenterol Motil, 2020, 32(10): e13914. DOI: 10.1111/nmo.13914

[28] Zheng YJ, Pan LY, Wang FX, et al. Neural function of Bmal1: an overview[J]. Cell Biosci, 2023, 13(1): 1. DOI: 10.1186/s13578-022-00947-8

[29] Early JO, Menon D, Wyse CA, et al. Circadian clock protein BMAL1 regulates IL-1β in macrophages via NRF2[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2018, 115(36): E8460-8. DOI: 10.1073/pnas.1800431115

[30] Breen DP, Vuono R, Nawarathna U, et al. Sleep and circadian rhythm regulation in early Parkinson disease[J]. JAMA Neurol, 2014, 71(5): 589-95. DOI: 10.1001/jamaneurol.2014.65

[31] Liu WW, Wei SZ, Huang GD, et al. BMAL1 regulation of microglia-mediated neuroinflammation in MPTP-induced Parkinson's disease mouse model[J]. FASEB J, 2020, 34(5): 6570-81. DOI: 10.1096/fj.201901565rr

基金资助

重庆市自然科学基金(cstc2017jcyjAX0113)

重庆市青年创新人才培养计划项目(CY220404)

重庆医科大学大学生导师制创新人才培养项目(LTMCMTS202202)

RIGHTS & PERMISSIONS

版权所有©《南方医科大学学报》编辑部2021