透骨消痛胶囊通过激活CXCL12/GDF5通路修复骨关节炎小鼠的软骨损伤

Tougu Xiaotong Capsule promotes repair of osteoarthritis cartilage damage in mice by activating the CXCL12/GDF5 pathway

摘要

目的 从CXCL12与GDF5对话角度探讨透骨消痛胶囊（TXC）促进小鼠滑膜间充质干细胞（SMSCs）成软骨分化修复骨关节炎（OA）软骨损伤的作用机制。 方法 将50只8周龄C57BL雄性小鼠按随机数字表法分为正常组（NC，n=10）和实验组（n=40），实验组动物采用软骨下环型钻孔法建立软骨损伤模型，随机分为模型组（Model）、TXC-L（184 mg/kg）、TXC-M（368 mg/kg）、TXC-H（736 mg/kg）组，10只/组；NC组和Model组均采用等量生理盐水灌胃，1次/d，连续干预6周；采用热痛、机械痛、micro-CT、番红O-固绿、HE染色及qPCR验证TXC对软骨损伤的修复效果。提取原代SMSCs，经纯化培养、鉴定后采用CXCL12慢病毒转染，将细胞随机分为空白组（Control）、空载组（sh-NC）、TXC组、sh-CXCL12组、sh-CXCL12+TXC组，干预24 h后采用免疫荧光、划痕实验、免疫细胞化学染色及Western blotting阐明TXC对SMSCs成软骨分化的作用机制。 结果 体内实验结果显示，与模型组相比，TXC-M组（368 mg/kg）可缓解关节疼痛，促进OA软骨损伤的修复，并上调趋化因子CXCL12、细胞生长分化关键因子GDF5及成软骨分化关键因子Collagen II，Aggrecan，Comp，Sox9的mRNA表达水平（P<0.05）。体外实验结果显示，当CXCL12基因敲减后，SMSCs中GDF5蛋白表达量降低，同时SMSCs迁移能力减弱，Sox9蛋白表达量降低，然而经TXC干预后可逆转这一趋势（P<0.05）。 结论 TXC可通过CXCL12/GDF5通路促进小鼠SMSCs成软骨分化修复OA软骨损伤，可为TXC保护软骨的临床应用提供科学依据。

Abstract

Objective To explore the mechanism by which Tougu Xiaotong Capsule (TXC) promotes chondrogenic differentiation and cartilage repair in mice with osteoarthritis (OA). Methods Fifty 8-week-old male C57BL mice were randomly divided into normal control group, cartilage damage (induced by subchondral ring-shaped drilling) model group and TXC treatment groups at low, moderate and high doses (184, 368 and 736 mg/kg, respectively). Saline (in normal control and model groups) and TXC were administered after modeling by daily gavage for 6 consecutive weeks. The changes of cartilage damage in the mice were assessed by measuring thermal withdrawal latency (TWL) and mechanical withdrawal threshold (MWT) and using micro-CT, modified safranine O and fast green staining, HE staining, and qPCR. Primary cultures of mouse synovial mesenchymal stem cells (SMSCs) with lentivirus vector transfection for interfering CXCL12, TXC treatment, or both for 24 h were examined for chondrogenic differentiation using immunofluorescence staining, scratch assay, immunocytochemistry, and Western blotting. Results In mouse models with cartilage damage, TXC treatment at the moderate dose significantly alleviated joint pain, promoted cartilage repair, and upregulated the mRNA expression levels of CXCL12, GDF5, collagen II, aggrecan, Comp and Sox9 in the cartilage tissue. In primary mouse SMSCs, CXCL12 knockdown resulted in significant reduction of GDF5 protein expression, migration ability and Sox9 protein expression, and these changes were obviously reversed by TXC treatment. Conclusion TXC promotes chondrogenic differentiation of mouse SMSCs to promote repair of cartilage damage in mice by activating the CXCL12/GDF5 pathway.

Graphical abstract

关键词

透骨消痛胶囊 / 滑膜间充质干细胞 / 软骨损伤 / CXCL12/GDF5通路

Key words

Tougu Xiaotong Capsule / synovial mesenchymal stem cells / cartilage damage / CXCL12/GDF5 pathway

软骨损伤是骨关节炎（OA）的关键病理表现之一^{［1， 2］}，由于关节软骨缺乏血管、神经及淋巴管等营养供给，其修复仍然是当前临床面临的重大难题^［3］。

软骨损伤属于中医学“骨痹”和“筋伤”范畴^［4］，其病机核心为“本痿标痹”^［5］，肝肾不足致软骨退变损伤为本痿，风寒湿邪所致痹阻不畅为标痹。因此，治疗当以补益肝肾，活血除痹为根本^［6］。透骨消痛胶囊（TXC）是福建中医药大学附属第二人民医院院内制剂（批准文号：Z20190010000），其成分主要由巴戟天、白芍、川芎和肿节风组成，具有补肾柔肝、活血祛风等功效，符合OA病机特点和治疗原则，临床常用于OA及损伤类疾病治疗，疗效显著^［7-11］。课题组前期研究表明，TXC可延缓OA软骨退变，同时还能调控骨髓间充质干细胞（BMSCs）成软骨分化^{［12， 13］}，但在滑膜间充质干细胞（SMSCs）分化的相关研究仍有待阐明。

SMSCs是滑膜组织中的关节常见细胞类型，因其优异的软骨形成能力和增殖活性，在软骨损伤修复研究中备受关注^［14］。滑膜是与关节软骨接触面积最大、距离最短的组织，其独特的时空位置优势使其在促进SMSCs成软骨分化并修复软骨损伤中发挥着关键作用^［15］。在损伤修复的过程中，趋化因子CXCL12在接收到损伤信号后，能够诱导干细胞向损伤部位归巢，这一过程被认为是损伤修复的关键初始阶段^［16］。与此同时，生长分化因子5（GDF5）广泛参与细胞分化、骨骼生长发育以及组织损伤修复^［17］。其标记的阳性细胞被认为可以分化成关节内的任何细胞成分，并可募集干细胞调控Sox9靶向成软骨分化^{［18， 19］}。由此推测，在软骨损伤修复中CXCL12可能与GDF5存在对话机制，TXC是否能通过CXCL12/GDF5通路促进SMSCs成软骨分化修复软骨损伤有待进一步阐明。

本研究首先拟通过小鼠软骨损伤模型验证TXC对软骨损伤的修复效果；接着通过对SMSCs进行CXCL12慢病毒敲减，阐明TXC对SMSCs成软骨分化修复软骨损伤的作用机制，旨在为TXC保护软骨的临床应用提供科学依据。

1 材料和方法

1.1 动物

8周龄SPF级C57BL/6雄性小鼠50只用于体内实验，4周龄SPF级GFP-C57BL/6雄性小鼠10只用于提取原代SMSCs。所有小鼠购自上海斯莱克实验动物有限公司［生产许可证：SCXK（沪）2022-0004］，并在福建中医药大学实验动物中心饲养［使用许可证：SYXK（闽）2019-0007］。实验小鼠每笼5只，置于12 h光照/12 h黑暗条件下，环境温度维持在21~22 ℃，本研究已获福建中医药大学动物伦理委员会批准（伦理批号：FJTCM IACUC 2021042）。

1.2 药物

透骨消痛胶囊（福建中医药大学附属第二人民医院）。

1.3 试剂

异氟烷（RWD）；HE染色试剂盒、改良番红O-固绿染色试剂盒（Solarbio）；EDTA-2Na（Amresco）；RNA提取试剂盒（天根生化科技）；逆转录试剂盒（Vazyme）；4%多聚甲醛（Biosharp）；小鼠干细胞培养基（OriCell）；干细胞成软骨诱导培养基（赛业）；曲拉通（Macklin）；蛋白提取试剂盒（碧云天）；免疫组化试剂盒（迈新）；CD105、CD44、CD34流式抗体（Biolegend）；RNAi-Easy-慢病毒（吉凯基因）；CXCL12、GDF5、Collagen Ⅱ、GAPDH蛋白抗体（Abcam）GDF5荧光抗体（Proteintech）；Sox9、IgG Fab2（CST）、IgG（H＋L）HRP（Bioworld technology）；青、链霉素（博士德）；ECL化学发光液（美仑生物）。

1.4 仪器

流式细胞仪（Biolegend）；实时荧光定量PCR仪、成像系统（Bio-RAD）；激光共聚焦显微镜（Carl Zeiss）；小动物micro-CT（PerkinElmer）；电动空心钻（锐进医疗）；组织包埋仪（泰维医疗）；小动物麻醉机（耀坤）；全自动酶标仪（BIO-TEK）；石蜡切片机（Leica）。

1.5 方法

1.5.1 模型构建及分组干预

8周龄SPF级C57BL雄性小鼠50只，通过随机数字表法将其分为两大组：正常组（n=10）和软骨损伤模型组（n=40）。在2%异氟烷呼吸麻醉下，参照软骨下环型钻孔法建立软骨损伤模型^{［20，21］}。模型组随机分为TXC低（TXC-L）、中（TXC-M）、高剂量（TXC-H）组，10只/组。TXC-L、M、H组分别予184、368、736 mg/kg进行灌胃，NC组和Model组予等剂量生理盐水灌胃，连续干预6周。

1.5.2 软骨组织形态学观察

micro-CT：在持续麻醉状态下，保持动物仰卧膝关节伸直位固定在CT平扫床，选择Voltage：90 kv，Current：88 μA，Dose：4664 mGy，CT：88，Live：88，Acquisition：36，Recon：36，Voxel Size：36 μm，High Resolution：4 min；预览定位，扫描生成三维效果图。HE染色：关节组织在EDTA-2Na中脱钙4周，梯度乙醇脱水并包埋；将包埋组织切成4 μm切片，二甲苯中浸泡10 min进行脱蜡，梯度乙醇处理15 min，水洗并在苏木精染色液中染色1 min，使用分化液处理10 s，再以蒸馏水返蓝10 min。最后，将切片浸泡在伊红染色液中30 s，迅速冲洗并通过酒精脱水后封片。番红O-固绿染色：切片在Weigert A、B液（1∶1混合）中染色5 min，在酸性条件下分化10 s，随后在绿色溶液中染色5 min并用弱酸液清洗10 s。染色后，切片在番红溶液中浸泡5 min，最后用蒸馏水快速冲洗，脱水封片。各组软骨组织病理变化通过显微镜观察，并采用Mankin's评分法评估关节病理程度（表1）。

1.5.3 各组软骨组织CXCL12、GDF5、Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9的mRNA水平变化

按试剂盒步骤，提取组织总RNA，配制逆转录体系进行逆转录反应，合成相关基因引物并配成10 μmol/L，热循环条件按：94 ℃，5 min；94 ℃，10 s；55 ℃，15 s；72 ℃，10 s 循环32次；72 ℃，5 min；以GAPDH为内参，采用 2^-ΔΔct法计算各目的基因mRNA转录水平。引物由福州沃森公司提供并合成（表2）。

1.5.4 GFP-SMSCs培养与鉴定

采用I型胶原酶消化法提取4周GFP C57BL雄性小鼠SMSCs，差速贴壁法纯化培养后取生长状态良好的第2代SMSCs制备成单细胞悬液；PBS洗涤后，依次加入CD105、CD44、CD34抗体，4 ℃孵育30 min；离心后PBS再次洗涤于流式细胞仪上机检测SMSCs阳性表达率。

1.5.5 CXCL12慢病毒转染

SMSCs细胞培养密度达到60%时加入2×10⁹ TU/mL CXCL12慢病毒悬液，感染复数（MOI）设为0、25、50、100，低糖培养基培养72 h后将6孔板置于荧光显微镜下观察荧光表达情况。

1.5.6 分组及干预

将第2代SMSCs悬液以5×10³/孔接种于96孔板中，加入慢病毒，将细胞分为5组：Control组（空白培养基）、sh-NC组（空载病毒+空白培养基）、TXC组（15% TXC含药血清^［12］+空白培养基）、CXCL12敲减组（CXCL12慢病毒+空白培养基）、CXCL12敲减组+TXC组（CXCL12慢病毒+15% TXC含药血清+空白培养基），干预24 h。

1.5.7 激光共聚焦显微镜观察各组GDF5荧光表达情况

细胞干预结束后，将其固定于4%多聚甲醛，室温孵育30 min。PBS清洗后加入0.5%曲拉通，接着进行5% BSA封闭。随后，加入GDF5荧光蛋白抗体（1∶200）过夜孵育，接着荧光二抗IgG Fab2（555）（1∶1000）结合反应，激光共聚焦显微镜观察各组细胞GDF5的荧光表达情况。

1.5.8 划痕实验

将细胞悬液按1×10⁵/mL浓度均匀铺板，培养24 h后用100 μL枪头均匀划5条直线，PBS清洗后进行干预，光学显微镜下拍照并记录。

1.5.9 免疫细胞化学染色检测SMSCs成软骨分化能力

细胞铺板后干预，2 d/次用成软骨诱导培养基进行换液，培养3周后各组进行免疫细胞化学染色，比较各组Collagen Ⅱ蛋白表达情况。

1.5.10 Western blotting检测CXCL12、GDF5、Sox9蛋白表达情况

使用BCA定量试剂盒测定软骨组织的总蛋白浓度。随后，配制分离胶和浓缩胶，进行加样电泳，在400 mA条件下转膜。转膜后，常温封闭2 h，随后将一抗（GAPDH 1∶5000、CXCL12 1∶1000、GDF5 1∶1000、Sox9 1∶1000）加入膜上，并置于4 ℃摇床过夜孵育。使用IgG（H+L）HRP二抗（1∶5000）在室温下孵育1 h，最后滴加ECL化学发光液并在凝胶成像系统中进行成像。

1.5.11 统计学分析

采用SPSS 26.0软件进行数据处理。对于符合正态分布的计量资料，采用均数±标准差表示；不符合正态分布的数据则使用中位数表示。组间差异分析采用单因素方差分析，若差异具有统计学意义，则进一步进行LSD-t检验或Games-Howell检验进行两两比较。当P<0.05时认为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 TXC的疗效验证

2.1.1 疼痛行为学变化

MWT、TWL结果显示：与NC组相比，Model组在MWT压力值和TWL时间反馈降低（P<0.05）；与Model组相比，TXC-L、M、H组在MWT压力值和TWL时间反馈均有不同程度升高，尤其以TXC-M组效果最为明显（P<0.05，图1A、B）。

2.1.2 形态学改变

micro-CT显示：NC组小鼠膝关节正位3D可见股骨关节面光滑平整，侧位可见股骨弧度圆润且骨皮质完整；与NC组相比，Model组小鼠膝关节正位3D可见股骨髁间有明显圆形缺损，关节面粗糙，侧位可见骨皮质失连，骨小梁断裂、缺失；与Model组相比，TXC-L、M、H组在骨缺损修复方面均有不同程度改善，尤其以TXC-M组效果最明显（图1D）。

番红O-固绿染色结果显示：与NC组相比，Model组软骨四层结构完全破坏，并可见明显缺损，局部软骨细胞数量减少，潮线不完整，软骨层染色减弱（P<0.05）；与Model组相比，TXC-L、M、H组在软骨修复方面均得到不同程度改善（P<0.05，图1E）；同时在HE染色中也呈现相同趋势（P<0.05，图1C、F）。

2.2 TXC对软骨组织CXCL12、GDF5、Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9的mRNA水平的影响

与NC组相比，Model组趋化因子CXCL12的mRNA转录水平轻度升高，细胞分化关键因子GDF5和软骨保护因子Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9的mRNA转录水平降低（P<0.05）；与Model组相比，TXC-L、M、H组CXCL12、GDF5、Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9的mRNA转录水平均有不同程度升高，以TXC-M组效果最明显（P<0.05，图2）。

2.3 TXC通过CXCL12/GDF5通路促进SMSCs成软骨分化

2.3.1 SMSCs培养、鉴定及CXCL12慢病毒转染

GFP转基因小鼠膝关节滑膜、骨组织呈现绿色荧光，提取SMSCs经培养、传代在激光共聚焦显微镜下可见：细胞呈绿色荧光表达，且随着传代次数的增加，荧光信号未见淬灭。大多数细胞呈长梭形或成纤维细胞样形态，细胞核呈椭圆形，且可见一个或多个核仁（图3A）。对第2代SMSCs进行流式细胞抗体鉴定，结果显示CD105、CD44呈阳性表达，CD34为阴性表达（图3B）。当病毒MOI值为100时，CXCL12转染的第2代SMSCs感染效率最高，且细胞状态未受到明显影响（图3C）。

2.3.2 TXC促进GDF5荧光蛋白表达

与Control组相比，sh-CXCL12组中GDF5荧光蛋白表达降低；与sh-CXCL12组相比，TXC组和sh-CXCL12+TXC组的GDF5荧光蛋白表达增强（图4）。

2.3.3 TXC促进SMSCs迁移

与Control组相比，sh-CXCL12组细胞向划痕区域迁移的细胞数量减少；与sh-CXCL12组相比，TXC组和sh-CXCL12＋TXC组细胞迁移数量增多（图5）。

2.3.4 TXC促进SMSCs成软骨分化

SMSCs经成软骨分化液诱导21 d II型胶原蛋白免疫细胞化学染色显示：与Control组比较，sh-CXCL12组CollagenⅡ蛋白表达量降低；与 sh-CXCL12组比较，TXC组和sh-CXCL12+TXC组CollagenⅡ蛋白表达均增强（图6A）。Western blotting检测结果显示：与Control组比较，sh-CXCL12组CXCL12、GDF5、Sox9蛋白表达减少（P<0.05）；与 sh-CXCL12组比较，TXC组和sh-CXCL12+TXC组CXCL12、GDF5、Sox9蛋白表达均增强（P<0.05，图6B）。

3 讨论

OA是一种以关节软骨损伤退变为特征的慢性疾病，通常伴随关节疼痛、僵硬和功能障碍^［1］。软骨损伤是OA发生发展的核心病理因素，也是导致OA关节功能障碍的重要原因^［2］。课题组前期基于临床研究、药理分析、毒理代谢和基础实验等证明TXC具有丰富的药效物质基础，可通过多靶点交联促进干细胞成软骨分化延缓软骨退变^{［9，11，22］}。但在软骨再生修复方面的研究尚不充分，因此，本研究以小鼠软骨损伤模型为媒介，药物浓度设立低、中、高剂量观察TXC对软骨损伤修复的影响。行为学表明TXC有效改善OA软骨损伤带来的疼痛反应；影像、形态学结果表明，TXC低、中、高组在骨缺损修复方面均有不同程度改善，尤其以中剂量组（368 mg/kg）效果最明显，这与前期在软骨退变模型中的剂量浓度一致^［12］。

组织损伤机制中，损伤部位上调的CXCL12可有效动员、趋化、引导干细胞归巢至损伤处^［23-26］，我们前期实验中也证明了通过药物激活CXCL12趋化轴可促进BMSCs归巢^［27］，但细胞归巢后如何修复损伤有待进一步阐明。干细胞归巢是损伤修复的初始步骤，而靶向定向分化也同样是促进修复的重要一环^［28］。近年来，GDF5在损伤修复研究中备受关注，作为一种具有独特软骨诱导能力的细胞因子，其在软骨组织的形成与生长过程中发挥了关键作用；研究发现，GDF5能通过促进软骨细胞特异性基质（如Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9）的合成，诱导成纤维细胞定向分化为软骨细胞，从而修复软骨的损伤^［17-19］。为了观察TXC促进软骨损伤修复是否与CXCL12、GDF5有关，本实验针对组织样本进行相关mRNA转录水平检测，结果发现在模型组中，CXCL12、GDF5 mRNA转录水平均显著降低，而TXC干预后CXCL12、GDF5 mRNA转录水平均增高，同时TXC还能促进软骨细胞特异性基质Collagen II、Aggrecan、Comp、Sox9的合成，与前述研究结果一致^［19］。

干细胞是源自中胚层的多能基质细胞，具有成软骨、成骨、成脂等多向分化的潜力，广泛应用于骨组织修复方面的研究^［29］。在众多干细胞类型中，SMSCs与软骨组织的亲和性最强，具备天然的时空优势，尤其在软骨损伤修复中表现出显著的潜力^［15］。相关研究也针对SMSCs、脂肪来源间充质干细胞（ADMSCs）和BMSCs三者成软骨分化能力进行了比对，结果表明SMSCs的成软骨分化能力相比其他二者更强，并且具备更优的增殖能力、更强的迁移性及更好的软骨修复潜力等优势^{［30， 31］}。有研究^［32-34］在SMSCs成软骨分化修复软骨损伤方面也得到了类似证实。本研究体内实验发现TXC在促进软骨损伤修复过程中与CXCL12、GDF5基因密切相关，为了进一步探讨TXC是否通过CXCL12/GDF5通路促进SMSCs成软骨分化起到软骨损伤修复的效果，我们在体外SMSCs进行了CXCL12基因敲减，结果发现GDF5蛋白含量表达和SMSCs迁移能力随之下降，而TXC干预后显著逆转这一趋势。由于Collagen II蛋白是干细胞成软骨分化的重要Marker^［35］，我们通过干细胞培养基将SMSCs诱导21 d后再加入TXC对比各组SMSCs成软骨分化能力差异，在细胞免疫化学染色和Western blotting结果中显示，当CXCL12敲减后，SMSCs中Collagen II、Sox9蛋白表达显著降低，TXC干预后SMSCs中Collagen II、Sox9蛋白表达增高，表明TXC可通过CXCL12/GDF5通路促进SMSCs向软骨细胞分化。

综上，本研究通过体内软骨损伤模型验证了TXC对软骨修复的积极作用，并发现CXCL12和GDF5在此过程中起着至关重要的作用，通过体外CXCL12慢病毒敲减阐明了TXC通过CXCL12/GDF5通路促进SMSCs向软骨细胞分化，修复OA软骨损伤的潜在机制，为TXC促进OA软骨损伤提供了新的科学依据。

参考文献

[1] Ishak-Samrin M, Naina-Mohamed I, Zulfarina MS, et al. Treatment of knee osteoarthritis and chondral injury with umbilical cord/Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: a systematic review of safety and efficacy[J]. J Funct Biomater, 2025, 16(3): 84. doi：10.3390/jfb16030084

[2] Fogarty AE, Chiang MC, Douglas S, et al. Posttraumatic osteoarthritis after athletic knee injury: a narrative review of diagnostic imaging strategies[J]. PMR, 2025, 17(1): 96-106. doi：10.1002/pmrj.13217

[3] Pueyo Moliner A, Ito K, Zaucke F, et al. Restoring articular cartilage: insights from structure, composition and development[J]. Nat Rev Rheumatol, 2025, 21(5): 291-308. doi：10.1038/s41584-025-01236-7

[4] 高雨阳, 崔 娅, 黄登清, 等. 基于经筋理论改善膝骨关节炎活动痛临证经验[J]. 中国民族民间医药, 2025, 34(7): 95-8.

[5] 章梓虹, 范华娜, 陈艳芬. 膝骨关节炎的中医病因病机及外治法研究进展[J]. 广东药科大学学报, 2024, 40(5): 139-43. doi：10.16809/j.cnki.2096-3653.2024051105

[6] 黄艳峰, 林 晴, 谢新宇, 等. 补肝肾、强筋骨类中药活性成分对软骨细胞增殖作用机制研究进展[J]. 风湿病与关节炎, 2022, 11(3): 59-62. doi：10.3969/j.issn.2095-4174.2022.03.016

[7] 刘献祥, 郑春松, 叶蕻芝, 等. 透骨消痛胶囊防治骨性关节炎的化学空间分析[J]. 福建中医学院学报, 2010, 20(2): 16-8, 27. doi：10.3969/j.issn.1004-5627.2010.02.006

[8] Li XH, Wu MX, Ye HZ, et al. Experimental study on the suppression of sodium nitroprussiate-induced chondrocyte apoptosis by Tougu Xiaotong Capsule (透骨消痛胶囊)-containing serum[J]. Chin J Integr Med, 2011, 17(6): 436-43. doi：10.1007/s11655-011-0751-x

[9] 陈 鸿, 洪昆达. 透骨消痛胶囊治疗疼痛性膝骨性关节炎30例[J]. 福建中医药, 2015, 46(2): 21-2.

[10] 吴广文, 叶锦霞, 郑春松, 等. 骨性关节炎模型大鼠关节软骨变化及透骨消痛胶囊干预的作用[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(49): 7924-9. doi：10.3969/j.issn.2095-4344.2014.49.010

[11] 朱海波, 何忠斌. 透骨消痛胶囊治疗骨质疏松性骨关节炎的临床疗效[J]. 内蒙古中医药, 2019, 38(8): 25-6.

[12] 付长龙, 林艳铭, 兰书洁, 等. 透骨消痛胶囊调控Nav1.7减轻膝骨关节炎小鼠软骨细胞退变[J]. 南方医科大学学报, 2024, 44(11): 2074-81. doi：10.12122/j.issn.1673-4254.2024.11.03

[13] 吴追乐, 刘献祥, 李西海, 等. 透骨消痛颗粒诱导骨髓间充质干细胞向软骨细胞的分化[J]. 中国组织工程研究与临床康复, 2009, 13(33): 6456-60. doi：10.3969/j.issn.1673-8225.2009.33.010

[14] Meriç G, Eren O, Yaba A, et al. Comparative analysis of the therapeutic effects of mesenchymal stem cells and exosomes on cartilage regeneration: exploring their synergistic potential with hyaluronic acid for treating articular cartilage defects[J]. Eur J Orthop Surg Traumatol, 2025, 35(1): 154. doi：10.1007/s00590-025-04284-7

[15] Sun XY, Long RC, Chen Q, et al. miR-378a-3p regulates the BMP2-smad pathway to promote chondrogenic differentiation of synovium-derived mesenchymal stem cells[J]. Cell Biochem Biophys, 2025, 83(1): 1277-88. doi：10.1007/s12013-024-01561-w

[16] Worden AN, Pittard EG, Stern M, et al. The role of the CXCL12/CXCR4 signaling pathway in regulating cellular migration[J]. Microsc Microanal, 2025, 31(2): ozaf011. doi：10.1093/mam/ozaf011

[17] Novakov V, Novakova O, Churnosova M, et al. Polymorphism rs143384 GDF5 reduces the risk of knee osteoarthritis development in obese individuals and increases the disease risk in non-obese population[J]. Arthroplasty, 2024, 6(1): 12. doi：10.1186/s42836-023-00229-9

[18] To K, Fei LJ, Pett JP, et al. A multi-omic atlas of human embryonic skeletal development[J]. Nature, 2024, 635(8039): 657-67. doi：10.1038/s41586-024-08189-z

[19] Zheng YZ, Fu LW, Zhang ZC, et al. Three-dimensional bioprinting of growth differentiation factor 5-preconditioned mesenchymal stem cell-derived exosomes facilitates articular cartilage endogenous regeneration[J]. ACS Nano, 2025, 19(16): 15281-301. doi：10.1021/acsnano.4c13492

[20] Seedhom BB, Luo ZJ, Goldsmith AJ, et al. In-situ engineering of cartilage repair: a pre-clinical in-vivo exploration of a novel system[J]. Proc Inst Mech Eng H, 2007, 221(5): 475-88. doi：10.1243/09544119jeim188

[21] 董 苑, 李彩霞, 赵 娴, 等. 小鼠股骨缺损模型的构建及SDF-1表达的检测[J]. 昆明医科大学学报, 2020, 41(5): 29-32.

[22] 洪昆达, 万 甜, 李 俐, 等. 温针合透骨消痛胶囊内服治疗疼痛性膝骨性关节炎30例[J]. 中医药通报, 2010, 9(3): 55-6. doi：10.3969/j.issn.1671-2749.2010.03.017

[23] Cheng G, Wang XL, Zhang F, et al. Reparative homing of bone mesenchymal stem cells induced by iMSCs via the SDF-1/CXCR4 axis for articular cartilage defect restoration[J]. Biomed Pharmacother, 2024, 181: 117649. doi：10.1016/j.biopha.2024.117649

[24] Wu YZ, Lyu ZC, Hu F, et al. A chondroitin sulphate hydrogel with sustained release of SDF-1α for extensive cartilage defect repair through induction of cell homing and promotion of chondrogenesis[J]. J Mater Chem B, 2024, 12(35): 8672-87. doi：10.1039/d4tb00624k

[25] Wang YZ, Sun XJ, Lv J, et al. Stromal cell-derived factor-1 accelerates cartilage defect repairing by recruiting bone marrow mesenchymal stem cells and promoting chondrogenic differentiation[J]. Tissue Eng Part A, 2017, 23(19/20): 1160-8. doi：10.1089/ten.tea.2017.0046

[26] Zhao AD, Chung M, Yang Y, et al. The SDF-1/CXCR4 signaling pathway directs the migration of systemically transplanted bone marrow mesenchymal stem cells towards the lesion site in a rat model of spinal cord injury[J]. Curr Stem Cell Res Ther, 2023, 18(2): 216-30. doi：10.2174/1574888x17666220510163245

[27] 黄艳峰, 马德尊, 付长龙, 等. 基于SDF-1/CXCR4轴探讨补肾壮筋汤促进小鼠BMSCs归巢和保护关节软骨的机制研究[J]. 康复学报, 2024, 34(1): 44-54. doi：10.3724/SP.J.1329.2024.01007

[28] Budhiparama NC, Putramega D, Lumban-Gaol I. Orthobiologics in knee osteoarthritis, dream or reality[J]? Arch Orthop Trauma Surg, 2024, 144(9): 3937-46. doi：10.1007/s00402-024-05310-9

[29] Meena A, D'Ambrosi R, Farinelli L, et al. Should I add orthobiologics to my knee osteotomy practice? A systematic review[J]. J ISAKOS, 2024, 9(6): 100282. doi：10.1016/j.jisako.2024.06.001

[30] Mahmoud EE, Adachi N, Mawas AS, et al. Coculturing of mesenchymal stem cells of different sources improved regenerative capability of osteochondral defect in the mature rabbit: an in vivo study[J]. J Orthop Surg (Hong Kong), 2019, 27(2): 2309499019839850. doi：10.1177/2309499019839850

[31] 袁 潇, 梁松林, 谢亚楠, 等. 不同来源间充质干细胞治疗炎症性肠病[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(31): 6811-20. doi：10.12307/2025.548

[32] Zamudio-Cuevas Y, Plata-Rodríguez R, Fernández-Torres J, et al. Synovial membrane mesenchymal stem cells for cartilaginous tissues repair[J]. Mol Biol Rep, 2022, 49(3): 2503-17. doi：10.1007/s11033-021-07051-z

[33] Fang W, Sun ZT, Chen X, et al. Synovial fluid mesenchymal stem cells for knee arthritis and cartilage defects: a review of the literature[J]. J Knee Surg, 2021, 34(13): 1476-85. doi：10.1055/s-0040-1710366

[34] Walczak BE, Jiao HL, Lee MS, et al. Reprogrammed synovial fluid-derived mesenchymal stem/stromal cells acquire enhanced therapeutic potential for articular cartilage repair[J]. Cartilage, 2021, 13(): 530S-43S. doi：10.1177/19476035211040858

[35] Barter MJ, Turner DA, Rice SJ, et al. SERPINA3 is a marker of cartilage differentiation and is essential for the expression of extracellular matrix genes during early chondrogenesis[J]. Matrix Biol, 2024, 133: 33-42. doi：10.1016/j.matbio.2024.07.004

基金资助

RIGHTS & PERMISSIONS

版权所有©《南方医科大学学报》编辑部2021