核桃黑斑病拮抗菌P8-2的鉴定及发酵条件优化

Identification and Optimisation of Fermentation Conditions of the Walnut Black Spot Antagonist P8-2

摘要

核桃黑斑病是制约西藏地区核桃产业发展的重要病害之一，其病果率在10% ~ 40%，导致农牧民收益大大降低。本研究针对病原菌成团泛菌（Pantoea agglomerans），开展生物防治菌株的筛选鉴定及工艺优化研究。通过牛津杯法从林芝市西藏农牧大学农场土壤中筛选具有抑菌活性的拮抗菌，结合形态学、生理生化特征以及分子生物学鉴定明确拮抗菌分类地位；采用单因素试验和正交试验对拮抗细菌发酵培养基和发酵条件进行优化。筛选一株具有拮抗作用的菌株P8-2，经鉴定菌株 P8-2 为高地芽孢杆菌（Bacillus altitudinis），在NCBI GenBank中获得登录号SRR30781987，其优化培养基配方为：葡萄糖30 g/L，酵母粉15 g/L，硫酸镁15 g/L；最佳发酵条件：温度28 ℃、 pH为7.0、发酵时间为60 h、接种量为4.0%、装液量为60 mL/150 mL、转速为180 r/min；优化后抑制率可达80.99%（P < 0.05），抑菌率较优化前提高了32.79%。菌株P8-2可用来防治核桃黑斑病，具有良好的生物防治应用效果。

Abstract

Walnut black spot severely affects walnut production in Xizang, with disease incidence rates ranging from 10% to 40%, significantly reducing the economic income of local farmers and herders. This study focuses on the pathogen Pantoea agglomerans and conducts screening, identification, and process optimization of biocontrol strains. With the Oxford cup method, antagonistic bacteria with inhibitory activity were screened from soil collected from the farm of Xizang Agricultural University in Linzhi City. The taxonomic status of the antagonistic strain was determined through morphological, physiological, biochemical, and molecular biological identification. Single-factor and orthogonal experiments were employed to optimize the fermentation medium and conditions for the antagonistic bacterium. A strain with antagonistic activity, designated P8-2, was screened and identified as Bacillus altitudinis, with the accession number SRR30781987 in the NCBI GenBank database. The optimized culture medium formula consisted of glucose 30 g/L, yeast extract 15 g/L, and magnesium sulfate 15 g/L. The optimal fermentation conditions were temperature 28 °C, pH 7.0, fermentation time 60 h, inoculum size 4.0%, liquid volume 60 mL/150 mL, and rotational speed 180 r/min. After optimization, the inhibition rate reached 80.99% (P < 0.05), representing a 32.79% increase compared to that before optimization. Strain P8-2 showed potential for controlling walnut bacterial blight and exhibited promising biocontrol application effects.

Graphical abstract

关键词

核桃黑斑病 / 拮抗菌鉴定 / 高地芽孢杆菌 / 发酵条件优化 / 生物防治

Key words

Walnut black spot / Identification of antagonistic bacteria / Bacillus altitudinis / Optimisation of fermentation conditions / Biological control

核桃，又称为胡桃，是胡桃科（Juglandaceae）、胡桃属（Juglans）植物^[1]。其在西藏地区栽培历史悠久、分布广泛、种类繁多^[2]、蛋白质和脂肪含量高，是西藏的特色经济林之一^[3]。核桃产业为西藏山区经济发展和脱贫致富做出了重要贡献，已成为西藏地区农牧民增收致富的重要产业^[4]。随着核桃产业的发展，其栽培规模逐年增加，病害发生的频率逐渐升高，危害程度也逐渐加深，严重阻碍核桃产业的发展^[5]。其中以核桃黑斑病最为严重，主要危害核桃果实、叶片、嫩芽、嫩梢及枝条，严重影响核桃的产量和品质^[6]，病果率达10% ~ 40%^[7]。高温高湿是该病发生的首要条件，在多雨年份发病早且病害发生严重^[8]，因此开展对核桃黑斑病拮抗菌的研究具有重要意义。目前，化学防治是应对核桃黑斑病最常用的方法^[9-11]，但长期使用化学药剂易导致病原菌产生抗药性，增加环境污染风险，并对人类健康构成潜在威胁^[12]。相比之下，生物防治具有环境友好、促进植物生长等优势^[12]。近年来，拮抗菌的筛选与应用已成为植物病害生物防治领域的研究热点。王翰等^[13]筛选出的莫海威芽孢杆菌（Bacillus mojavensis）对陇南核桃黑斑病的抑菌率达92.3%；瞿佳等^[14]利用暗蓝色链霉菌（Streptomyces caeruleatus）也取得了良好的防治效果。研究表明，核桃黑斑病的病原菌组成存在明显的地域差异性，陕西地区的病原菌为成团泛菌（Pantoea agglomerans）与野油菜黄单胞菌（Xanthomonas campestris）^[15]；山东地区为成团泛菌与核桃黄单胞菌（X. arboricola）^[16]；北京地区主要为野油菜黄单胞菌^[17]；而云南地区的病原菌虽包括成团泛菌和核桃黄单胞菌，但后者表现出更强的致病性^[18]。然而，目前关于西藏地区核桃黑斑病的病原菌组成及其生物防治的研究报道尚属空白，缺乏针对病原菌的高效、稳定生防菌株。因此，本研究旨在筛选并鉴定对西藏林芝地区核桃黑斑病病原菌具有显著拮抗作用的细菌，明确其分类地位，并通过发酵条件优化以提高其防治效果，为后续开发和应用适应本地环境的生防菌株提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试核桃黑斑病成团泛菌（Pantoea agglomerans）H-1；供试89株拮抗菌，分离自西藏农牧大学农场土壤中；供试植物病害真菌：油菜菌核病（Sclerotinia sclerotiorum）、烟草赤星病（Alternaria alternata）、马铃薯干腐病（Fusarium solani）、玉米小斑病（Bipolaris maydis）、玉米大斑病（Setosphaeria turcica）、辣椒枯萎病（Fusarium annuum Leon）、小麦根腐病（Fusarium solani）、小麦赤霉病（Fusarium graminearum）、青稞网斑病（Pyrenophora teres）。以上菌种均由西藏农牧大学植物科学学院真菌实验室提供。

参照何明川等^[19]配制：营养琼脂培养基（NA）、完全培养基（CM）、蛋白胨酵母培养基（LB）、蛋白胨酵母蔗糖培养基（YSP）、牛肉膏酵母葡萄糖培养基（NYBD）；参照王玉珊等^[20]配制马铃薯葡萄糖琼脂培养基（PDA）（以上配方，配制液体培养基不加琼脂）。

1.2 方法

1.2.1 病原菌发酵液的制备

将病原菌H-1于NA平板培养基划线纯化培养3 ~ 4次，将纯化后的菌株挑取单菌落于装有30 mL NA液体培养基的100 mL锥形瓶中，28 °C，150 r/min摇床振荡培养7 d。

1.2.2 拮抗细菌初筛

采用混菌法^[21]，将病原菌培养液与NA培养基混合，比例为1:9，静置冷却后将拮抗细菌点接于NA培养基中，28 ℃恒温培养5 d。通过观察抑菌圈大小挑选出具有抑菌活性的菌株并接种于装有25 mL NA液体培养基的50 mL锥形瓶中，28 °C、150 r/min摇床振荡培养7 d获得拮抗菌发酵液。

1.2.3 拮抗菌复筛

采用牛津杯法^[22]，用无菌打孔器在NA平板培养基上打取直径5 mm的孔，每孔加入50 μL拮抗细菌发酵液，对照为清水，每处理3次重复，28 °C培养2 d后将病原菌发酵液均匀喷于NA平板培养基中，28 °C培养7 d，以抑菌圈大小筛选出拮抗活性强的菌株，并计算抑菌率^[23]。

\mathrm{抑菌}\mathrm{率}(\mathrm{\%})=(\mathrm{抑菌}\mathrm{圈直}\mathrm{径}-\mathrm{牛津}\mathrm{杯直}\mathrm{径})/\mathrm{抑菌}\mathrm{圈直}\mathrm{径}\times \mathrm{100}（1）

1.2.4 拮抗菌抑菌谱

采用平板对峙法^[24]，用无菌打孔器打取直径5 mm的植物病害真菌菌饼，分别接种至PDA平板培养基中央，左右两侧约15 mm处划线接种拮抗细菌，每处理3次重复，28 ℃恒温培养5 d，测量抑菌带宽度并记录。

1.2.5 拮抗细菌鉴定

拮抗细菌形态学鉴定：根据《伯杰氏细菌鉴定手册》^[25]和《常见细菌系统鉴定手册》^[26]对菌株进行形态学鉴定，将纯化的菌株划线于NA培养基上，在光学显微镜下观察其生长的菌落形态特征。

拮抗细菌生理生化鉴定：根据《伯杰氏细菌鉴定手册》^[25]和《常见细菌系统鉴定手册》^[26]对拮抗细菌进行革兰氏染色、甲基红、V-P实验、产硫化氢、酒石酸盐利用、纤维素分解、明胶液化、淀粉水解、荧光色素、接触酶、吲哚、柠檬酸盐利用试验。

拮抗细菌分子生物学鉴定：采用磁珠法基因组提取试剂盒对样本进行核酸提取。将提取所得的细菌 DNA作为模板，采用16SrRNA 通用引物27F（AGAGTTTGATCCTGGCTCAG）、1492R（TACGGYTACC TTGTTACGACTT）进行PCR扩增。PCR反应体系配制：先向灭菌管中加入超纯水12 µL，再加入2 × Taq PCR Master Mix 15 µL，加入基因组DNA（20 ng）1 µL后再加入上游引物、下游引物各2 µL，加入ddH₂O 10 µL。PCR反应条件：95 ℃预变性5 min；95 ℃变性30 s，60 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，30个循环；72 ℃延伸5 min^[27]。对得到的PCR扩增液进行琼脂糖凝胶电泳，检查是否扩增成功。将PCR扩增产物送至武汉天一华煜基因科技有限公司进行测序，所得的序列结果用 BLAST程序在NCBI GenBank 数据库中进行同源性分析，并在MEGA 11.0软件中进行序列比对，构建系统发育树。

1.3 拮抗细菌最佳发酵培养基筛选

1.3.1 种子液的制备

将拮抗活性高的菌株挑取单菌落接种于100 mL NA液体培养基中，28 ℃、150 r/min振荡培养48 h后备用。

1.3.2 发酵培养基对拮抗细菌生长的影响

用移液枪取25 μL种子液，分别加入50 mL的NA、CM、LB、YSP、NYBD液体培养基中。28 ℃、150 r/min摇床振荡培养48 h，用OD 600测量拮抗细菌发酵液浓度，每处理3次重复，下同。

1.3.3 不同碳源对拮抗细菌生长的影响

以1.3.2最佳发酵培养基为基础，分别加入等量麦芽糖、果糖、葡萄糖、蔗糖、可溶性淀粉作为培养基的碳源，28 ℃、150 r/min摇床振荡培养48 h，确定最佳碳源。

1.3.4 不同氮源对拮抗细菌生长的影响

以1.3.2最佳发酵培养基为基础，分别加入等量牛肉膏、酵母粉、尿素、氯化铵、硝酸铵作为氮源，28 ℃、150 r/min摇床振荡培养48 h，确定最佳氮源。

1.3.5 不同无机盐对拮抗细菌生长的影响

以1.3.2最佳发酵培养基为基础，分别加入等量无机盐MgSO₄、CaSO₄、FeSO₄、CuSO₄、ZnCl，28 ℃、150 r/min摇床振荡培养48 h，确定最佳无机盐。

1.3.6 培养基组分正交试验

参照徐东等^[28]的方法根据单因素试验结果，对碳源葡萄糖、氮源酵母粉、无机盐硫酸镁的最佳用量进行优化，确定最佳培养基配方，设置如表1所示的三因素三水平正交试验。

1.4 拮抗细菌发酵条件优化

1.4.1 初始接种量对拮抗细菌生长的影响

以1.3.6试验结果为基础，在培养基中分别接种2.0%、4.0%、6.0%、8.0%、10.0%的拮抗细菌种子液，28 ℃，150 r/min摇床振荡培养48 h，用OD ₆₀₀测定不同接种量拮抗细菌发酵液浓度。

1.4.2 装液量对拮抗细菌生长的影响

以上述试验结果为基础，设置装液量分别为30、60、90、120 和 150 mL于 250 mL三角瓶中，28 ℃，150 r/min的摇床振荡培养48 h，测量拮抗细菌发酵液浓度，筛选最佳装液量。

1.4.3 初始pH对拮抗细菌生长的影响

以上述试验结果为基础，将拮抗细菌种子液接种于pH 4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0，28 ℃，150 r/min的摇床中，培养48 h，测量拮抗细菌发酵液浓度，筛选最佳初始pH。

1.4.4 温度对拮抗细菌生长的影响

以上述试验结果为基础，分别调节摇床温度至 20 °C、24 °C、28 °C、32 °C、36 °C、40 °C，28 ℃，在150 r/min的摇床中，培养24 h，测定不同温度下拮抗细菌发酵液浓度，筛选最佳发酵温度。

1.4.5 发酵时间对拮抗生长细菌的影响

以上述试验结果为基础，接入菌株。在0 ~ 168 h内每12 h测量OD₆₀₀值，并绘制细菌生长曲线，筛选最佳培养时间。

1.4.6 转速对拮抗细菌生长速度的影响

按照上述试验结果，采用上述优化培养条件，分别调整转速为120、150、180、210、240 r/min，培养48 h后测量拮抗细菌发酵液浓度，确定最佳摇床转速。

1.5 拮抗细菌P8-2发酵优化后对核桃黑斑病病原菌的抑制效果

将病原菌培养液与NA培养基混合倒板，比例为1:9，静置冷却后，采用牛津杯法^[22]，用5 mm无菌打孔器在NA平板培养基上打孔，加入50 μL发酵优化后的拮抗细菌发酵液，按照优化后的温度置于恒温培养箱中培养，观察抑菌圈大小，计算抑菌率^[23]。

\mathrm{抑菌}\mathrm{率}(\mathrm{\%})=(\mathrm{抑菌}\mathrm{圈直}\mathrm{径}-\mathrm{牛津}\mathrm{杯直}\mathrm{径})/\mathrm{抑菌}\mathrm{圈直}\mathrm{径}\times \mathrm{100}(2)

\mathrm{抑菌}\mathrm{率增}\mathrm{长率}(\mathrm{\%})=(\mathrm{优化}\mathrm{后抑}\mathrm{菌率}-\mathrm{优化}\mathrm{前抑}\mathrm{菌率})/\mathrm{优化}\mathrm{前抑}\mathrm{菌率}\times \mathrm{100}(3)

1.6 数据处理

采用MEGA 11.0构建系统发育树、SPSS 26.0对数据进行显著性分析、R 4.2.4绘图。

2 结果与分析

2.1 拮抗菌的筛选

2.1.1 拮抗菌的筛选

通过混菌法^[21]和牛津杯法^[22]，筛选出8株拮抗核桃黑斑病病原菌H-1的菌株，分别为菌株4-3、17-11、HQ7-4、R1、R6、P11-1、F3-2和菌株P8-2。其中菌株P8-2，拮抗效果显著高于其他7株拮抗菌，抑菌直径达14 mm以上（表2）。

2.1.2 拮抗菌抑菌谱

拮抗菌P8-2的抑菌谱如表3所示，这表明拮抗细菌P8-2抑菌广谱，可用来防治多种植物真菌病害。

2.1.3 拮抗细菌的鉴定

拮抗细菌形态学鉴定：如图1所示，菌株P8-2在NA固体培养基上生长状态良好，呈乳白色圆形或近圆形，菌落表面干燥，流动性差有褶皱。

拮抗细菌生理生化特征：菌株 P8-2的生理生化鉴定结果如表4所示。甲基红、V-P实验、酒石酸盐利用、荧光色素、色氨酸脱氨酶呈阴性（－）；革兰氏染色、纤维素分解、产硫化氢、淀粉水解、柠檬酸盐利用、吲哚、接触酶呈阳性（+）。

拮抗细菌分子生物学鉴定：测序结果表明，菌株P8-2的16SrRNA基因序列长度为1 413 bp，获得GenBank登录号为SRR30781987，通过同源性对比，与数据库中相关菌株高地芽孢杆菌Bacillus altitudinis（MN543810.1）的相似度达100%，且进化树P8-2与其在同一分支，置信度达100%，结合形态学和生理生化特征将菌株P8-2鉴定为高地芽孢杆菌（B. altitudinis）（图2）。

2.2 拮抗菌最佳发酵培养基筛选结果

2.2.1 不同培养基对拮抗菌生长的影响

菌株P8-2在5种液体培养基中均能生长，经48 h振荡培养后，菌株P8-2在YSP液体培养基中生长最快，显著高于其他培养基，OD₆₀₀达1.965；其次为CM、LB、NA培养基，OD₆₀₀值分别为1.922、1.882、1.794，在NYBD培养基中生长最慢OD₆₀₀值为0.453（图3）。

2.2.2 不同碳源对拮抗菌生长的影响

以YSP培养基为基础，筛选最佳碳源。如图4所示，菌株P8-2在5种碳源中均能生长，以葡萄糖为碳源时生长最好OD₆₀₀达1.981，显著高于其他碳源；其次是蔗糖OD₆₀₀值为1.871；在麦芽糖和淀粉中OD₆₀₀值相差不大，分别为1.566和1.568；在果糖中OD₆₀₀值最低为0.095。

2.2.3 不同氮源对拮抗菌生长的影响

如图5所示，菌株P8-2在5种氮源中均能生长，在以酵母粉为氮源时生长最好OD₆₀₀值为0.580，显著高于其他氮源；其次是尿素OD₆₀₀值为0.410；氯化铵OD₆₀₀值为0.368；牛肉膏OD₆₀₀值为0.181；在硝酸铵中OD₆₀₀值最低为0. 039。

2.2.4 不同无机盐对拮抗菌生长的影响

如图6所示，菌株P8-2在5种无机盐中均能生长，在以MgSO₄为无机盐时生长最好OD₆₀₀值为2.136，显著高于其他无机盐。其次为CaSO₄、FeSO₄，OD₆₀₀值分别为1.945、1.274；在CuSO₄和ZnCl中OD₆₀₀值较低，分别为0.298、0.208。

2.2.5 正交试验结果

以碳源葡萄糖、氮源酵母粉、无机盐硫酸镁为因素的正交试验结果如表3所示，根据表中R值大小排序得出3种因素对拮抗菌P8-2生长的影响顺序为硫酸镁 > 葡萄糖 > 酵母粉；根据K值大小，得出最佳培养基组合为A₃B₁C₂，即发酵培养基最佳配方为葡萄糖30 g/L、酵母粉15 g/L、硫酸镁15 g/L。

2.3 拮抗菌发酵条件优化

2.3.1 接种量对拮抗菌发酵液浓度的影响

如图7所示，当接种量为4%时，经过48 h摇床振荡培养，菌株P8-2细菌浓度最高，OD₆₀₀值达1.563，显著高于其他接种量处理。因此接种4%是最适接种量。

2.3.2 装液量对拮抗菌发酵的影响

如图8所示，装液量为60 mL时，菌株P8-2的细菌浓度最高，OD₆₀₀值为1.824，显著高于其他装液量处理。随着装液量不断加大，细菌浓度逐渐降低。当装液量为150 mL时，菌株P8-2浓度上升，可能由于菌株P8-2为好氧菌。因此，60 mL为最适装液量。

2.3.3 初始pH对拮抗菌发酵液浓度的影响

如图9所示，当初始pH为7时，菌株P8-2的细菌浓度最高，OD₆₀₀值为1.540。当pH为4和10时，菌液浓度相对较低；当pH为4和10时，菌株P8-2基本不生长，因此pH 7.0为菌株P8-2最适生长pH。

2.3.4 温度对拮抗细菌发酵液浓度的影响

如图10所示，在不同的环境温度下，菌株P8-2均能生长，当温度为28 °C时，菌株P8-2生长相对较快，OD₆₀₀值为1.625，显著高于其他温度处理。温度自20 °C梯度升高至28 °C，P8-2菌液浓度总体呈现逐渐上升趋势；温度上升至36 °C，菌液浓度又逐渐降低。温度的变化影响了细菌活性，从而影响其代谢和生长。温度过高或过低对菌株P8-2的生长均有不良的影响，因此菌株P8-2的最佳发酵温度为28 °C。

2.3.5 发酵时间对拮抗细菌发酵液浓度的影响

如图11所示，菌株P8-2的菌液浓度随时间变化呈现先上升后下降的趋势。0 ~ 60 h，细菌浓度逐渐上升，在60 h时，菌株P8-2菌液浓度最大，OD₆₀₀值为1.63。从60 h以后，细菌生长速度开始下降，细菌浓度随时间的延长而逐渐降低。

2.3.6 转速对拮抗细菌发酵液浓度的影响

如图12所示，不同转速对菌株P8-2生长具有显著影响。。当摇床转速为180 r/min时，培养48 h后菌液浓度最高，OD₆₀₀值为1.683，其次是转速为210 r/min时。通过振荡培养，增大了液体培养基的溶氧量，从而促进菌株的生长，因此180 r/min为最适生长转速。

2.4 拮抗细菌P8-2发酵优化后对核桃黑斑病病原菌的抑制效果

通过发酵条件优化拮抗细菌P8-2对核桃黑斑病的防治效果如图13-B所示，发酵条件优化后菌株P8-2抑菌圈直径达26.30 mm，抑菌率为80.99 %，相较未优化前13-A的抑菌率提高了32.79%。

3 讨论

本研究通过筛选得到一株对核桃黑斑病病原菌（H-1）具有P8-2，经形态学、生理生化特征及分子生物学鉴定为高地芽孢杆菌（Bacillus altitudinis）。通过单因素试验确定其最适基础培养基为YSP，最佳碳源为葡萄糖、氮源为酵母粉、无机盐为硫酸镁。进一步的正交试验优化得出最优培养基配方为：葡萄糖30 g/L、酵母粉15 g/L、硫酸镁15 g/L；最佳发酵条件为：接种量4%、装液量60 mL、pH 7.0、转速180 r/min、温度28 °C、发酵时间60 h。值得注意的是，单因素试验显示葡萄糖对菌株OD₆₀₀值贡献最大，而正交试验却表明硫酸镁对最终抑菌效果的影响最为显著，揭示了营养协同效应：葡萄糖作为速效碳源主要促进菌体快速增殖（反映为OD值升高），而硫酸镁中的Mg²⁺作为多种关键酶（如磷酸转移酶、超氧化物歧化酶）的辅因子，可能更直接地调控了抗菌活性次级代谢产物（如脂肽类、聚酮类物质）的生物合成，从而导致菌株抑菌能力的实质性提升。经优化后，菌株P8-2对病原菌H-1的抑菌率由优化前的65.11%提高至86.43%，抑菌效果提升了32.79%，表明发酵优化不仅增加了菌体生物量，更可能显著改变了代谢产物的组成与积累水平，这对于后续从代谢组学层面解析其抑菌机制具有重要提示意义。与现有报道相比，本研究结果既体现了高地芽孢杆菌的共性特征，也揭示了其种内差异性。高强等^[29]研究发现高地芽孢杆菌CY1的最适发酵培养基同为YSP，初始pH 7.0，与本研究结果一致，表明YSP培养基和中性pH可能是该菌种液体发酵的普遍偏好。然而，李玉琳等^[30]报道高地芽孢杆菌A1的最适氮源为蛋白胨，而本研究及张文韬等^[31]、乔靖宇等^[32]的研究则显示酵母粉效果更佳。这种氮源偏好的差异可能源于菌株的种内变异及环境适应性分化：分离自不同生态位（如土壤、植物内根际、发酵食品）的菌株，在长期适应过程中可能形成了对不同有机氮源（氨基酸复合物vs. 多肽混合物）的代谢偏好。此外，熊天真等^[33]及Muneer等^[34]的研究表明高地芽孢杆菌具有良好的促生作用，这为本研究后续探究菌株P8-2对核桃植株的促生活性提供了重要参考。汤宝等^[35]通过发酵优化将高地芽孢杆菌ST15的活菌数量提升16.11%，而本研究则直接以抑菌活性为终点指标进行优化，二者在优化目标和评价体系上各有侧重，后续可借鉴其思路，进一步考察P8-2发酵液中活菌数、芽孢形成率与抑菌活性之间的关联。除对核桃黑斑病病原菌H-1具有强拮抗作用外，菌株P8-2还展现出广谱抑菌潜力。初步抑菌谱测定结果显示（见表3），P8-2对青稞网斑病病原菌的抑菌带宽度达15.5 mm，对小麦根腐病、小麦赤霉病具有不同程度的抑制作用。这一特性对于西藏地区多作物轮作体系下的病害综合管理具有重要应用价值。结合其发酵工艺简单、抑菌效果提升显著的优势，菌株P8-2具备开发为兼具防病与促生功能的微生物菌剂的潜力。

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基金资助

国家自然科学基金(31560001)

2025年中央财政支持地方高校发展改革专项资金：高原特色农牧小院建设及综合服务能力提升(YJSXK2025-05)

2025年中央财政支持地方高校发展改革专项资金：高原特色农牧小院建设及综合服务能力提升(YJSXK2025-15)

西藏自治区重点科技项目(XZ202001ZY0019N)