miR‐30b‐3p在卵巢型子宫内膜异位症中的表达及意义

The expression and significance of miR-30b-3p in ovarian endometriosis

摘要

目的 探讨miR-30b-3p在卵巢型子宫内膜异位症（endometriosis，EMs）组织中的表达，并阐述可能的作用机制。 方法 定量逆转录聚合酶链反应（quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction，qRT-PCR）技术检测2023年1月—2024年12月于河北省石家庄市妇幼保健院收集的60对在位子宫内膜（eutopic endometrium，EU，EMs患者宫腔内膜组织）和异位子宫内膜（ectopic endometrium，EC，同一EMs患者卵巢囊肿囊壁组织）中miR-30b-3p的表达情况。构建miR-30b-3p的mimics和inhibitor，并分别转染Ishikawa细胞，应用细胞克隆形成实验、细胞计数试剂盒-8（cell counting kit-8，CCK8）实验、划痕实验、Transwell迁移和侵袭实验测定miR-30b-3p对Ishikawa细胞增殖、迁移、侵袭等行为的影响。同时应用蛋白质印迹和细胞免疫荧光实验测定上皮―间充质转化（epithelial-mesenchymal transition，EMT）蛋白标志物的表达。 结果 与EU组织相比，miR-30b-3p在EC组织中的表达显著下调（P<0.001），并且在轻度EMs中的表达高于重度EMs（P=0.006）。上调miR-30b-3p的表达后，Ishikawa细胞的克隆形成率、增殖、迁移、侵袭能力显著下降（均P＜0.05）；同时，E-cadherin表达水平上升，N-cadherin和Vimentin表达水平下降（均P＜0.05），且E-cadherin的荧光强度显著增强，而N-cadherin和Vimentin的荧光强度显著减弱。下调miR-30b-3p的表达后，得到相反的结果。 结论 miR-30b-3p在EMs组织中差异表达，可能在该病的发生发展中发挥重要作用。

Abstract

Objective To investigate the expression of miR-30b-3p in ovarian endometriosis （EMs） tissue， and to elucidate the potential mechanisms. Methods Quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction technology was used to detect the expression of miR-30b-3p in 60 pairs of eutopic endometrium （EU： endometrial tissue in the uterine cavity of EMs patients） and ectopic endometrium （EC： ovarian cyst wall tissue of the same EMs patients） from January 2023 to December 2024 at Maternity and Child Healthcare Hospital， Shijiazhuang， Hebei Province. The mimics and inhibitor of miR-30b-3p were constructed， and then transfected into Ishikawa cells separately. Colony formation assay， cell counting kit-8 （CCK-8） assay， wound healing assay， Transwell cell migration and invasion assays were used to detect the effect of miR-30b3p on the proliferation， migration and invasion behaviors of Ishikawa cells. Epithelial-mesenchymal transition （EMT） protein markers were detected by Western blot and immunofluorescence assays. Results Compared with the EU group， the expression of miR-30b-3p was significantly down-regulated in the EC tissues （P<0.001）， and its expression in mild EMs was higher than that in severe EMs （P=0.006）. After the expression of miR-30b-3p was up-regulated， the clone formation rate， proliferation， migration， and invasion ability of Ishikawa cells were significantly decreased （all P<0.05）； the expression of E-cadherin was up-regulated， while the expression of N-cadherin and Vimentin were down-regulated （all P<0.05）. Meanwhile， the fluorescence intensity of E-cadherin was significantly enhanced， whereas the fluorescence intensity of N-cadherin and Vimentin were significantly weakened. When the expression of miR-30b-3p was down-regulated， the opposite conclusion was reached. Conclusion miR-30b-3p is differentially expressed in EMs tissues and may play an important role in the occurrence and development of this disease.

Graphical abstract

关键词

子宫内膜异位症 / miR-30b-3p / 上皮-间质转化 doi：10.3969/j.issn.1007-3205.2026.02.010

Key words

endometriosis / miR-30b-3p / epithelial-mesenchymal transition

子宫内膜异位症（endometriosis，EMs）是指有功能的内膜组织在子宫腔以外的其他部位存在并生长^［1］，在育龄期女性中发病率为5%～10%。异位内膜组织在性激素的刺激下会发生周期性的出血、坏死和脱落，进而导致慢性盆腔痛、痛经和不孕^［2］，严重影响女性健康。由于诊断延迟^［3］、治疗复杂、复发率高，EMs至今仍是医学界尚未攻克的难题。随着高通量测序技术的出现和生物信息学方法日新月异的发展，从基因层面深入探索该病的发病机制为其早诊早治带来希望。微小RNA（microRNA，miRNA）是一类小分子单链非编码RNA，通过与特定mRNA互补结合，负性调控靶基因的表达，抑制蛋白质产生和沉默翻译，从而参与了细胞增殖、分化和凋亡等多种生物学过程。尽管已有研究^［4-6］表明miRNA在EMs的发生发展中发挥了重要作用，但具体的分子机制仍然不明。至今尚未找到具有足够优势成为该病诊断标记物和治疗靶点的分子。卵巢是EMs最常见的病变部位，笔者团队的前期研究从卵巢型EMs入手，应用高通量测序技术，证实miR-30b-3p在异位子宫内膜（ectopic endometrium，EC）和在位子宫内膜（eutopic endometrium，EU）组织中存在差异表达^［7］，其可能是疾病进展的调控因素。本研究借助体外细胞实验，旨在进一步探索miR-30b-3p的生物学功能，为EMs的病因学研究和分子靶向治疗提供新的策略。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选取2023年1月—2024年12月于河北省石家庄市妇幼保健院进行手术治疗的20～45岁卵巢型EMs患者60例（同一患者的EC和EU组织为一对），且均由术后病理确诊。其中轻度EMs（Ⅰ/Ⅱ期）和重度EMs（Ⅲ/Ⅳ期）各30例。所有标本离体后，立即置于液氮急冻。

本研究经医院伦理委员会批准通过（批准文号：202323），所有患者术前均签署了知情同意书。

1.2 细胞系

功能实验选用Ishikawa细胞系进行，购自武汉普诺赛生命科技有限公司，细胞货号CL-0283。

1.3 主要试剂和仪器

TriQuick Reagent、DAPI溶液、高效RIPA组织/细胞快速裂解液、PVDF膜（0.22 μm）购自北京索莱宝科技有限公司；引物购自上海生工生物工程股份有限公司；PrimeScript™ RT reagent Kit with gDNA Eraser试剂盒（RR047A）、TB Green ® Premix Ex Taq™ Ⅱ（Tli RNaseH Plus）试剂盒（RR820A）购自日本TaKaRa Bio lnc公司；DMEM培养基购自美国Gibco公司；胎牛血清购自杭州四季青天杭生物公司；Matrigel基质胶购自德国BioFroxx公司；Cell Counting Kit-8、LumiQ通用型ECL发光液购自上海圣尔生物科技有限公司；Lipo2000转染试剂购自美国Invitrogen公司；一抗（兔抗人）E-Cadherin、Vimentin、N-Cadherin、GAPDH及二抗HRP标记山羊抗兔IgG购自杭州景杰生物科技有限公司；荧光二抗购自上海Abways Technology公司；mimics和inhibitor购自苏州吉玛制药技术有限公司；核酸定量仪购自美国Thermo Fisher Scientific公司；实时荧光定量聚合酶链反应（polymerase chain reaction，PCR）扩增仪购自德国analytikjena公司；激光扫描共聚焦显微成像系统FV3000购自日本Olympus公司；多功能酶标仪SpectraMax M5购自美国Molecular Devices公司；电泳仪购自美国Bio-Rad公司；Transwell小室（膜孔径8 μm）购自美国Corning公司。

1.4 研究方法

1.4.1 定量逆转录聚合酶链反应（quantitative reverse transcription- polymerase chain reaction， qRT-PCR）

采用“茎环法”进行引物设计，并由上海生工生物工程股份有限公司进行合成。miR-30b-3p引物序列为上游：5'-TGCGGAGAGGTT-GCCCTTGGTGA-3'，下游：5'-TGCGGGTGCT-CGCTTCGGCAGC-3'，RT Primer：5'-GTCGT-ATCCAGTGCAGGGTCCGAGGTGCACTGGATACGACGAATTCAC3'。U6作为内参，引物序列为上游：5'-TGCGGGTGCTCGCTTCGGCA-GC-3'，下游：5'-CCAGTGCAGGGTCCGAGGT-3'，RT Primer：5'-GTCGTATCCAGTGCAGGG-TCCGAGGTATTCGCACTGGATACGACAAAATATGGAAC-3'。Trizol法提取组织和细胞样本中的总RNA，核酸定量仪测定其纯度和浓度。合格的总RNA首先被逆转录成稳定的cDNA，再进行扩增。逆转录时，将TaKaRa反应体系中的RT Primer Mix替换成miR-30b-3p或U6的RT Primer。扩增条件：预变性95 ℃ 30 s；PCR反应95 ℃ 5 s，60 ℃ 30 s，40个循环。采用2^―△△Ct法计算目的基因的相对表达量。实验重复3次。

1.4.2 细胞培养及转染

复苏的Ishikawa细胞用含10%胎牛血清的DMEM培养基置于37 ℃、含有5% CO₂的湿润细胞培养箱培养。将密度为1.5~2×10⁵个/mL的细胞均匀接种至6孔板，第2天细胞汇合率在50%～70%左右时使用Lipo2000试剂进行转染，随后分别加入mimics（miR-30b-3p mimics组）和mimics-NC（阴性对照组）各5 μL，inhibitor（miR-30b-3p inhibitor组）和inhibitor-NC（阴性对照组）各7.5 μL（浓度均为20 μmol/L），转染后48 h提取RNA，72 h提取蛋白。实验重复3次。

1.4.3 克隆形成实验

将完成转染的细胞消化、重悬后，接种于6孔板，每孔500个，培养10～14 d，菌落的细胞数达到50个，终止培养，固定、染色、晾干后拍照、计数。

1.4.4 细胞计数试剂盒-8（cell counting kit-8，CCK8）实验

将完成转染的细胞接种于96孔板，每孔约3 000个细胞。于0 h、24 h、48 h、72 h和96 h分别使用酶标仪测定每孔450 nm、620 nm双波长吸光度值［光密度（optical densit，OD）值］，进行CCK-8检测。实验重复3次。

1.4.5 划痕实验

将完成转染的细胞接种于6孔板，密度达90%以上时，用200 μL的移液器枪头垂直于孔板底部轻轻划痕，于0 h、24 h分别使用倒置显微镜拍照，记算划痕面积及愈合度。实验重复3次。

1.4.6 Transwell细胞迁移和侵袭实验

将Transwell小室置于24孔板中进行细胞迁移实验。上室加入200 μL细胞悬液（含5×10⁴个细胞），下室加入800 μL培养基（含20% FBS），培养24 h后，取出小室清洗、固定、染色、拍照、计数。Transwell侵袭实验时，先在上室中加入80 μL Matrigel胶（Matrigel∶DMEM=1∶8），37 ℃孵育4 h后，再接种细胞。实验重复3次。

1.4.7 蛋白质印迹（Western blotting）

上皮―间充质转化（epithelial-mesenchymal transition， EMT）有助于细胞的种植、生长、侵袭和转移，是细胞形态及功能的转换，E-cadherin、N-cadherin和Vimentin是该生物学过程中的标志性蛋白。应用Western blotting检测这3种蛋白的表达。使用RIPA细胞裂解液（含1%PMSF）提取细胞中的总蛋白，BCA法测定蛋白浓度。每泳道加入20 μL配置好的蛋白上样液，进行SDS-PAGE电泳，转膜、封闭后，加入一抗（抗体浓度：E-cadherin 1∶3 000、N-cadherin 1∶1 000、Vimentin 1∶500、GAPDH 1∶5 000），4 ℃孵育过夜。取出孵育盒，置于摇床上，室温复温1 h。PVDF膜用TBST液摇床晃洗3次，每次10 min。弃TBST液，加入辣根过氧化物酶标记的二抗稀释液（1∶10 000），摇床室温孵育2 h。滴加ECL发光液后曝光显影。各蛋白相对表达量使用Image J软件进行分析（GAPDH作为内参）。实验重复3次。

1.4.8 免疫荧光实验

将制备好的适宜密度的细胞爬片进行清洗、固定、通透、封闭后，分别孵育一抗、二抗，滴加DAPI，封片后使用激光扫描共聚焦显微成像系统FV3000进行观察及拍照。实验重复3次。

1.5 统计学方法

应用SPSS 21.0和GraphPad Prism7统计软件分析数据。计量资料比较采用独立样本t检验、单因素方差分析、SNK-q检验和重复测量方差分析。P<0.05为差异有统计学意义。

2 结 果

2.1 miR-30b-3p在EMs组织样本中的表达情况

与EU组相比，miR-30b-3p在EC组中的表达明显下降，差异有统计学意义（P<0.05），见表1。miR-30b-3p在重度EMs组织中的表达低于轻度EMs，差异有统计学意义（P<0.05），见表2。

2.2 转染效率的测定

将mimics-NC、miR-30b-3p mimics分别转染至Ishikawa细胞中，48 h后采用qRT-PCR测定转染效率，阴性对照组与空白对照组比较差异无统计学意义（P＞0.05）；miR-30b-3p mimics组的转染效率高于阴性对照组，差异有统计学意义（P<0.05），见表3。

2.3 miR-30b-3p对Ishikawa细胞生物学行为的影响

2.3.1 miR-30b-3p表达水平变化对Ishikawa细胞增殖能力的影响

2.3.1.1 克隆形成实验

应用平板克隆形成实验测定miR-30b-3p对Ishikawa细胞克隆形成能力的影响。结果显示，上调miR-30b-3p的表达后，细胞的克隆形成率下降，其中，阴性对照组与空白对照组比较差异无统计学意义（P>0.349），与miR-30b-3p mimics组相比，差异有统计学意义（P<0.001）；下调miR-30b-3p后，细胞的克隆形成率上升，其中，inhibitor-NC组与空白对照组比较差异无统计学意义（P=0.676），与miR-30b-3p inhibitor组相比，差异有统计学意义（P<0.001），见表4、表5、图1。

2.3.1.2 CCK-8实验

采用CCK-8实验测定Ishikawa细胞的增殖情况，结果显示，转染miR-30b-3p mimics后，细胞增殖能力下降（P<0.001），见表6；转染miR-30b-3p inhibitor后，细胞增殖能力上升（P<0.001），见表7。

2.3.2 miR-30b-3p表达水平变化对Ishikawa细胞迁移能力的影响

2.3.2.1 Transwell细胞迁移实验

上调miR-30b-3p的表达后，阴性对照组与空白对照组比较迁移细胞数量差异无统计学意义（P>0.05），而miR-30b-3p mimics转染组迁移细胞的数量明显少于阴性对照组，差异有统计学意义（P＜0.05）；下调miR-30b-3p的表达后，inhibitor-NC组与空白对照组比较差异无统计学意义（P>0.05），而miR-30b-3p inhibitor转染组迁移细胞的数量明显多于inhibitor-NC组，差异有统计学意义（P<0.001），见表8、表9、图2。

2.3.2.2 划痕实验

上调miR-30b-3p的表达后，细胞的迁移率下降，其中，阴性对照组与空白对照组比较差异无统计学意义（P>0.05），与miR-30b-3p mimics组相比，差异有统计学意义（P<0.05）；下调miR-30b-3p的表达后，细胞的迁移率上升，其中，inhibitor-NC组与空白对照组比较差异无统计学意义（P=0.450），与miR-30b-3p inhibitor组相比，差异有统计学意义（P<0.05），见表10、表11、图3。

2.3.3 miR-30b-3p表达水平变化对Ishikawa细胞侵袭能力的影响

上调miR-30b-3p的表达后，阴性对照组与空白对照组比较侵袭细胞数量差异无统计学意义（P=0.586），而miR-30b-3p mimics转染组侵袭细胞的数量明显少于阴性对照组（P<0.05）；下调miR-30b-3p的表达后，inhibitor-NC组与空白对照组比较差异无统计学意义（P>0.05），而miR-30b-3p inhibitor转染组侵袭细胞的数量明显多于inhibitor-NC组，差异有统计学意义（P<0.05），见表12、表13、图4。

2.4 miR-30b-3p对EMT表型的影响

2.4.1 Western Blotting

上调或下调miR-30b-3p的表达水平后，阴性对照组与空白对照组的EMT蛋白标记物表达水平相比，差异均无统计学意义（P＞0.05）。上调miR-30b-3p的表达水平后，与阴性对照组相比，miR-30b-3p mimics组E-cadherin表达水平上升，N-cadherin和Vimentin表达水平下降；下调miR-30b-3p的表达水平后，与inhibitor-NC组相比，miR-30b-3p inhibitor组的E-cadherin表达下降，N-cadherin和Vimentin表达上升，差异均有统计学意义（P<0.05），见表14、表15、图5。

2.4.2 细胞免疫荧光实验

上调miR-30b-3p的表达水平后，与阴性对照组相比，miR-30b-3p mimics组E-cadherin的荧光强度显著增强，而N-cadherin和Vimentin的荧光强度显著减弱。下调miR-30b-3p的表达水平后，与inhibitor-NC组相比，miR-30b-3p inhibitor组的E-cadherin荧光强度显著减弱，N-cadherin和Vimentin的荧光强度显著增强，见图6。

3 讨 论

虽然EMs是一种常见的慢性、良性疾病，却具有恶性行为，如增殖、侵袭、转移和复发，严重影响育龄期女性的生活质量，至今仍缺乏有效的早期诊断和治疗的方法。从分子水平深入探索EMs的发病机制，是当前研究的热点。分子诊断和基因疗法，具有光明的前景。miRNA是由18~22个核苷酸组成的一种小分子非编码RNA，能够负性调控靶基因的表达^［8］，在EMs等多种疾病的病理过程中发挥调节作用^［9-11］。研究^{［4，12-14］}证实，miRNA在EMs患者的EU和EC中存在差异表达，并参与了血管生成、免疫调节、孕激素抵抗、炎症和EMT等重要的生物学过程。高通量测序技术的出现，为寻找这些差异表达的miRNA提供了技术支持。

笔者团队的前期研究^［7］从轻度卵巢型EMs入手，借助高通量测序技术，显示与EU组织相比，EC组织中miR-30b-3p的表达水平显著下降。本研究进一步扩大样本量，证实了这一结论。这种在疾病早期就出现差异表达的miRNA可能在EMs的发生发展中发挥重要作用。miR-30b-3p的表达下降或缺失，可能不仅是该病进展的伴随现象，更是疾病启动或发展的驱动因素之一。研究^［15］表明，miR-30b-3p具有重要的调控功能，参与了多种生物学过程，例如miR-30b-3p靶向ZNRF1促进草酸钠诱导的HK-2细胞凋亡和氧化应激，抑制其增殖、侵袭和迁移；miR-30b-3p通过靶向调控COX6B1抑制肺腺癌细胞的增殖和侵袭^［16］；miR-30b-3p水平增高还是重症心力衰竭患者预后不良的影响因素^［17］。然而，其在EMs机制中的具体作用鲜有报道。本研究通过体外功能实验证实，上调miR-30b-3p的表达，会抑制Ishikawa细胞的增殖、迁移和侵袭；相反，下调其表达，会促进这些生物学行为。此外，本研究还显示，miR-30b-3p在重度EMs组织中的表达显著低于轻度EMs。以上结果表明，miR-30b-3p对EMs具有负性调控作用，miR-30b-3p的表达下降或缺失，促进了EMs患者子宫内膜细胞的增殖、迁移和侵袭，促进子宫内膜异位囊肿的形成，并导致进行性痛经、慢性盆腔痛、不孕等临床症状。miR-30b-3p对EMs的早期诊断、早期治疗具有重大意义，并对疾病严重程度和预后的评估有巨大价值。

EMT是极化的静止上皮细胞转化为移动的间充质细胞的生物学过程^［18］，伴随着上皮标志蛋白（如E-cadherin等）的减少以及间质标志蛋白（如N-cadherin、Vimentin等）的增多^［19］。在这个过程中细胞的黏附力逐渐降低，运动和侵袭能力逐渐增强。miRNA-30家族包括miR-30a、miR-30b、miR-30c、miR-30d和miR-30e等，失调的miR-30家族可以通过调控多种信号通路实现肿瘤细胞的EMT，这在肿瘤侵袭和转移中起着关键作用。例如miR-30家族在乳腺癌的发生、转移、耐药性中具有重要作用，并能够预测乳腺癌患者的预后，有可能成为乳腺癌的分子标志物和治疗靶点^［20］。miRNA-30c能够通过抑制EMT负性调控非小细胞肺癌的进展^［21］。miR-30b-3p作为miRNA-30家族的重要成员，同样具有类似的生物学功能。Li等^［22］研究表明，miR-30b-3p作为一种抗癌基因，可以通过靶向CTHRC1负向调控EMT过程，抑制卵巢癌细胞的迁移和侵袭。本研究通过转染miR-30b-3p mimics或miR-30b-3p inhibitor改变该miR-30b-3p的表达水平后，采用Western blotting和细胞免疫荧光双染法测定EMT蛋白标志物的变化，显示上调miR-30b-3p后，E-cadherin含量增多，N-cadherin、Vimentin含量减少；而下调miR-30b-3p后，结果恰好相反。这进一步证实了miR-30b-3p对EMT的负性调控作用。

竞争性内源RNA（competitive endogenous RNA，ceRNA）机制是当前研究较为成熟的调控方式，某些非编码RNA，如长链非编码RNA（long noncoding RNA，lncRNA）、环状RNA（circular RNA，circRNA）可以作为分子海绵竞争性的结合miRNA，稀释细胞内游离miRNA的浓度，进而提高目的基因的表达。这构成了“lncRNA/circRNA—miRNA—靶基因”的ceRNA调控模式。研究^［23］表明，ceRNA模式参与了包括EMs在内的多种疾病的发生发展，例如，LINC00662通过结合miR-30b-3p，上调靶基因ELK1的表达，从而促进骨肉瘤的发生发展；circATRNL1通过海绵吸附miR-141-3p和miR-200a-3p，调控Yes相关蛋白1（Yes-associated protein 1，YAP1）的表达，参与EMs的进展^［24］。本研究初步证实了miR-30b-3p的功能，未来将采用生物信息学方法，如miRanda、TargetScan等预测其特定ceRNA和关键靶基因，系统地绘制出一个从上游非编码RNA到下游效应蛋白的完整调控通路。同时通过功能富集分析及通路挖掘，指明后续研究的方向。

但本研究也具有一定的局限性。首先，Ishikawa细胞系虽然是研究子宫内膜生物学功能的常用模型，但无法完全模拟EMs的内膜细胞特性；其次，目前仅限于体外实验，无法准确反映miR-30b-3p在体内复杂的生理和病理环境中的真实作用情况；最后，没有找到miR-30b-3p作用的靶基因。在未来的研究中，需要进行原代EMs内膜细胞培养，并建立动物模型，进一步验证miR-30b-3p的调控功能，并借助生物信息学软件预测其靶基因，进行深层次的机制探索。

综上所述，miR-30b-3p能够抑制Ishikawa的增殖、迁移和侵袭，并在EMs的在位内膜和异位内膜中存在差异表达，可能是EMs发生发展的重要调节因子，EMT是其实现调控作用的重要机制。这为EMs的病因学研究和靶向治疗，提供了理论基础。鉴于其表达改变发生在疾病早期阶段，miR-30b-3p具有成为EMs早期诊断生物标志物的巨大潜力。未来研究可通过检测血清中miR-30b-3p水平，评估其无创诊断价值。同时，miR-30b-3p是成为治疗靶点的理想分子，使用miRNA激动剂可能成为抑制异位内膜生长和侵袭的新策略。

参考文献

[1] Coccia ME， Nardone L， Rizzello F. Endometriosis and infertility： A long-life approach to preserve reproductive integrity［J］. Int J Environ Res Public Health，2022，19（10）：6162.

[2] Zondervan KT， Becker CM， Missmer SA. Endometriosis［J］. N Engl J Med，2020，382（13）：1244-1256.

[3] De Corte P， Klinghardt M， von Stockum S，et al. Time to diagnose endometriosis： Current status，challenges and regional characteristics-a systematic literature review［J］. BJOG，2025，132（2）：118-130.

[4] Abbaszadeh M， Karimi M， Rajaei S. The landscape of non-coding RNAs in the immunopathogenesis of Endometriosis［J］. Front Immunol，2023，14：1223828.

[5] Zhu J， Xu Z， Wu P，et al. MicroRNA-92a-3p Inhibits Cell Proliferation and invasion by regulating the transcription factor 21/ steroidogenic factor 1 axis in endometriosis［J］. Reprod Sci，2023，30（7）：2188-2197.

[6] Xue Y， Lin X， Shi T，et al. miRNA-223 expression in patient-derived eutopic and ectopic endometrial stromal cells and its effect on epithelial-to-mesenchymal transition in endometriosis［J］. Clinics （Sao Paulo），2022，77：100112.

[7] Liu X， Wu J， Yang B，et al. hsa_circ_0005991 promotes epithelial-mesenchymal transition by regulating miR-30b-3p/Cdc42EP1 axis in ovary endometriosis［J］. Genomics，2023，115（6）：110718.

[8] Rana TM. Illuminating the silence： Under standing the structure and function of small RNAs［J］. Nat Rev Mol Cell Biol，2007，8（1）：23-26.

[9] He B， Zha Z， Cai Q，et al. miRNA-based biomarkers，therapies，and resistance in Cancer［J］. Int J Biol Sci，2020，16（14）：2628-2647.

[10] Lee A， Moon J， Yu J，et al. MicroRNAs in Dystrophinopathy［J］. Int J Mol Sci，2022，23（14）：7785.

[11] Bjorkman S， Taylor HS. MicroRNAs in endometriosis： Biological function and emerging biomarker candidates［J］. Biol Reprod，2019，100（5）：1135-1146.

[12] Zhang Z， Wang Y， Zeng L，et al. miR-218-5p in endometrial microenvironment prevents the migration of ectopic endometrial stromal cells by inhibiting LASP1［J］. Reprod Biol Endocrinol，2022，20（1）：64.

[13] Hon JX， Wahab NA， Karim AKA，et al. MicroRNAs in endometriosis： Insights into inflammation and progesterone resistance［J］. Int J Mol Sci，2023，24（19）：15001.

[14] Nazri HM， Greaves E， Quenby S，et al. The role of small extracellular vesicle-miRNAs in endometriosis［J］. Hum Reprod，2023，38（12）：2296-2311.

[15] 于大鹏，丁友鹏，李勉洲，等.miRNA-30b-3p靶向ZNRF1调控草酸钠诱导的HK-2细胞凋亡和氧化应激的研究［J］.医学分子生物学杂志，2024，21（1）：9-16.

[16] 陈琳，陈新璐，刘璐，等.miR-30b-3p通过靶向调控COX6B1抑制肺腺癌细胞的增殖和侵袭［J］.中国肺癌杂志，2022，25（8）：567-574.

[17] 黄刚，戴大银，张永红，等.基于血清miR-30b-3p、sST2表达构建重症心力衰竭患者预后不良的列线图模型［J］.中国循证心血管医学杂志，2024，16（12）：1461-1466.

[18] Zaravinos A. The regulatory role of microRNAs in EMT and cancer［J］. J Oncol，2015，2015：865816.

[19] Thiery JP， Acloque H， Huang RY，et al. Epithelial-mesenchymal transitions in development and disease［J］. Cell，2009，139（5）：871-890.

[20] Yang SJ， Yang SY， Wang DD，et al. The miR-30 family： Versatile players in breast cancer［J］. Tumour Biol，2017，39（3）：1010428317692204.

[21] Zhong Z， Xia Y， Wang P，et al. Low expression of microRNA-30c promotes invasion by inducing epithelial mesenchymal transition in non small cell lung cancer［J］. Mol Med Rep，2014，10（5）：2575-2579.

[22] Li Y， Zhou J， Wang J，et al. Mir-30b-3p affects the migration and invasion function of ovarian cancer cells by targeting the CTHRC1 gene［J］. Biol Res，2020，53（1）：10.

[23] Wang B， Xu Z， Wang X，et al. Knockdown of lncRNA LINC00662 suppresses malignant behaviour of osteosarcoma cells via competition with miR-30b-3p to regulate ELK1 expression［J］. J Orthop Surg Res，2022，17（1）：74.

[24] Wang DD， Luo YJ， Wang GW，et al. CircATRNL1 promotes epithelial-mesenchymal transition in endometriosis by upregulating Yes-associated protein 1 in vitro［J］. Cell Death Dis，2020，11（7）：594.

基金资助

河北省医学科学重点科技研究计划项目(20240735)