胃癌是全球最常见的消化道恶性肿瘤之一，在我国恶性肿瘤中的发病率和死亡率均居于前列
［1， 2］。尽管目前以手术为主的综合治疗取得了长足进步
［3］，但胃癌患者术后5年生存率仍未得到显著提高
［4］。肿瘤早期转移和术后复发是导致患者预后不良的关键因素
［5］。上皮-间质转化（EMT）可通过转化细胞表型调控肿瘤恶性行为，从而影响癌症患者预后
［6， 7］。26S蛋白酶体非ATP酶调节亚基11（PSMD11）是人类基因组中编码的一种蛋白质，属于核糖体关联蛋白酶体的非ATPase家族
［8， 9］，研究显示PSMD11在人类肝细胞癌、胰腺癌、乳腺癌和肺癌中高表达
［10-13］，并通过促进肿瘤侵袭和迁移导致患者预后不良
［14］。此外，有研究显示蛋白酶体家族可能通过调控EMT过程促进肿瘤进展
［15， 16］。然而，PSMD11在胃癌中的表达及其作用尚未见报道。本研究通过整合多源公共数据库及本机构胃癌患者临床数据，明确PSMD11在胃癌组织中的表达水平并评估其临床预后价值；并通过体外细胞行为学实验研究PSMD11对胃癌细胞迁移和侵袭的影响，进一步探究其对胃癌细胞EMT进程的作用和潜在机制，为胃癌的临床诊疗和预后监测提供参考。
1 资料和方法
1.1 临床资料
本研究回顾性分析2016年1月~2019年12月在我院接受胃癌根治术患者的临床资料。纳入标准：确诊为原发性胃癌；实现R0切除。排除标准：合并其它组织起源的恶性肿瘤；患者术后死于胃癌以外的其它因素；临床数据缺失。本研究最终纳入94例患者，临床数据来源于电子病历系统（年龄、性别、CEA等肿瘤标志物检测值、肿瘤分型及TNM分期）和生存随访记录（统计总生存期及死亡原因，随访截止2024年12月）。本研究获得我院伦理委员会批准（伦理批号：2023KY028）。
1.2 免疫组化检测PSMD11和Ki67的表达
采用患者胃癌组织及对应癌旁正常组织（距肿瘤>5 cm）制成病理蜡块，将病理蜡块切成厚度为4 μm的切片，随后在65 ℃条件下烘烤5 h进行免疫组化染色。步骤如下：脱蜡水化、抗原修复、3%过氧化物溶液阻断，10%山羊血清封闭、分别进行一抗和二抗的孵育，完成DAB显色和苏木精的复染后，进行封片处理，并采集显微图像。Image J软件测定PSMD11相对积分光密度（IOD）值。一抗：PSMD11（Proteintech，1∶500）；Ki67（Abcam，1∶400）。二抗：过氧化物酶标记的山羊抗兔IgG聚合物（中杉金桥，1∶2000）。
1.3 生物信息学分析
采用Timer和GEPIA数据库评估PSMD11在胃癌组织中的表达水平。通过UALCAN数据库分析PSMD11在胃癌及癌旁组织中的差异表达与肿瘤分级、分期和淋巴结转移的关系，KM-plotter数据库评估其对胃癌患者预后生存的影响。基于cBioPortal数据库筛选PSMD11与胃癌共表达基因，并通过DAVID在线分析工具对其进行KEGG和GO富集分析。
1.4 构建PSMD11差异表达的HGC-27细胞系
用完全培养基制备HGC-27细胞悬液，待细胞密度达到80%时，分别转染PSMD11过表达载体和特异性干扰RNA（siRNA：GCGTGACATTCAGGAAAACGA TG），分为Si-NC、Si-PSMD11、LV-Control、LV-PSMD11组。随后，使用嘌呤霉素（1 μg/mL）进行筛选，以获得PSMD11稳定表达的细胞株，最后用Western blotting分析转染效果。
1.5 Western blotting检测PSMD11对胃癌细胞EMT相关蛋白表达的影响
使用RIPA裂解液提取HGC-27细胞总蛋白。通过BCA法完成蛋白质定量后进行变性处理，再用SDS-PAGE电泳进行分离，分离后的蛋白质转移至PVDF膜上，并用脱脂牛奶进行封闭处理。随后，在4 ℃条件下孵育一抗过夜［包括PSMD11、p-Smad2/3、N-cadherin、E-cadherin、TGF-β1（Proteintech），β-actin（Abcam），Smad2/3、Vimentin（Cell Signaling Technology），稀释比例为1∶1000］，次日室温下孵育二抗［辣根酶标记的山羊抗兔IgG（中杉金桥，稀释比例为1∶2000）］ 1 h，ECL化学发光试剂显影，数码凝胶图像处理系统获取目标蛋白图像。最后，采用Image J图像分析软件对所获得的蛋白条带灰度信号进行定量分析。
1.6 细胞划痕和Transwell实验检测PSMD11对胃癌细胞迁移和侵袭能力的影响
1.6.1 细胞划痕实验
将HGC-27细胞接种于6孔板中培养至90%后，采用线性划痕法建立迁移模型，经PBS漂洗清除脱落细胞及碎片，随后更换为无血清培养基。分别在时间点0 h和24 h后进行显微镜下拍照，计算细胞迁移率。迁移率（%）=［（初始划痕宽度-迁移后残余宽度）/初始划痕宽度］×100%。每组随机选取3个不同视野进行测量，取算术均值作为该组数据。
1.6.2 Transwell侵袭实验
在Transwell小室上层均匀铺覆50 μL基质胶（康宁），并在37 ℃、5%CO₂环境下孵育3 h使基质胶凝固。随后，取各组HGC-27细胞用无血清培养基重悬至细胞浓度为1×10⁵/mL，再取200 μL细胞悬液加入上室。同时，在下室中加入600 μL含10%FBS的RPMI 1640完全培养基。将Transwell小室置于培养箱中孵育48 h。完成孵育后，取出小室，用PBS洗涤，经4%PFA固定及0.2%结晶紫染色后，显微镜拍照，并统计细胞数目。Transwell迁移实验操作同前，仅无基质胶包被步骤。
1.7 统计学分析
采用SPSS 26.0软件进行统计分析。计量资料以均数±标准差表示，两组间比较采用独立样本t检验，多组间比较使用单因素方差分析联合Tukey多重校正。变量间相关性通过Spearman秩相关分析评估。计数资料以频数（率）表示，组间差异比较采用χ²检验；生存分析通过Kaplan-Meier构建5年生存曲线；应用单因素和多因素Cox比例风险回归模型分析预后影响因素。以P<0.05为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 PSMD在胃癌组织中高表达并与Ki67表达呈正相关
GEPIA和UALCAN数据库分析显示：胃癌组织中PSMD11的表达高于正常组织（
P<0.05，
图1A~C）。免疫组化染色结果显示，PSMD11和Ki67在胃癌组织中高表达（
P<0.05，
图1D~F）。Spearman分析显示，PSMD11的表达水平与Ki67呈正相关（
P<0.0001，
r=0.73，
图1G）。
2.2 PSMD11的表达量与胃癌患者的临床病理学参数相关
UALCAN泛癌分析显示：随着胃癌临床分期、分级和淋巴结转移的升高，PSMD11的表达水平总体上升（
P<0.05，
P<0.001，
图2A~C）。PSMD11高表达组与低表达组在性别、年龄及肿瘤大小等临床特征上的差异无统计学意义，高表达组在CEA≥5 μg/L、CA19-9≥37 kU/L、病理分级、T3~T4分期和N2~N3分期的比例呈上升趋势（
P<0.05，
表1）。
2.3 PSMD11表达与胃癌患者预后相关
KM -Plotter数据库的生存分析结果显示，PSMD11高表达与胃癌患者预后不良相关（
P<0.05，
图3A）。本机构数据分析表明，PSMD11高表达组患者的术后5年生存率低于低表达组（
P<0.05，
图3B）。基于ROC曲线分析，以PSMD11相对表达量2.935作为截断值，可有效预测患者术后5年生存状况，ROC曲线下面积达到0.879，具有76.67%的敏感性和87.50%的特异性（
P<0.0001，
图3C）。
2.4 PSMD11高表达是影响胃癌患者预后的危险因素
Cox单因素分析显示，病理分级、CEA、CA19-9、T分期、N分期以及PSMD11高表达影响胃癌患者的术后5年生存率（
P<0.05）；多因素分析结果表明，PSMD11高表达、CEA、CA199、病理分级、T3~T4分期和N2~N3分期是影响胃癌患者术后5年生存率的独立危险因素（
P<0.05，
图4）。
2.5 PSMD11可能与胃癌细胞EMT进程及TGF-β信号有关
KEGG富集结果显示：PSMD11可能在TGF-β信号通路的调控中发挥作用（
图5A），GO富集分析显示，PSMD11可能参与调控细胞黏附过程（
图5B）。
2.6 PSMD11对HGC-27胃癌细胞侵袭、迁移的影响
Western blotting结果显示，LV-PSMD11组的PSMD11蛋白表达水平升高（
P<0.05），Si-PSMD11组则下降，证明转染成功（
P<0.05，
图6A~C）。Transwell实验显示，LV-PSMD11组的HGC-27细胞发生迁移和侵袭的细胞数量较LV-Control组增加，Si-PSMD11组则减少（
P<0.05，
图6D~I）。划痕实验显示，LV-PSMD11组的细胞划痕愈合速率高于对照组，Si-PSMD11组则相反（
P<0.05，
图7A~C）。
2.7 PSMD11对HGC-27胃癌细胞EMT进程的影响
Western blotting检测显示，PSMD11上调可增加间充质转化标志物Vimentin及N-cadherin的蛋白表达水平，而上皮标志物E-cadherin的表达量被抑制（
P<0.05）。在PSMD11下调组中，上述3种蛋白的表达模式完全逆转（
P<0.05，
图8A~C）。
2.8 PSMD11激活TGF-β/Smad信号通路
Western blotting结果显示：相较于对照组，LV-PSMD11组的TGF-β和p-Smad2/3蛋白水平升高，而Si-PSMD11组则降低（
P<0.05，
图9A~C）。
3 讨论
胃癌的恶性进展与其迁移和侵袭密切相关
［17，18］，因此可以从调节其迁移、侵袭机制的方向去寻找新的治疗靶点从而改善患者预后。本研究通过多个胃癌公共数据库以及我院临床数据的分析，得出PSMD11在胃癌中高表达，并通过深入研究验证了其可通过激活TGF-β信号通路来促进胃癌细胞的迁移和侵袭以及EMT进程。
PSMD11作为蛋白酶体调控通路的关键亚基
［19］，近年来被报道与肿瘤恶性表型密切相关
［14， 20］。有研究表明，PSMD11可促进肝细胞癌的增殖和凋亡
［21］、肺腺癌的迁移和侵袭
［13］，并在多种癌症中呈高表达状态，且与患者预后不良相关
［22， 23］。但关于该分子在胃癌中的生物学特性及临床转化价值未见相关报道。目前尚未见研究系统性地阐明PSMD11在胃癌微环境中的动态表达规律及其与临床分期、转移特征的分子关联。基于此，本研究首次分析了PSMD11在胃癌中的表达情况及其临床意义。通过TCGA数据库分析和免疫组化验证，我们发现PSMD11在胃癌组织中的表达高于癌旁正常组织，且与增殖标志物Ki67的表达水平呈正相关。这表明PSMD11可能在胃癌细胞的恶性进程中发挥关键作用。进一步通过UALCAN平台和K-M数据库分析显示，PSMD11的高表达与胃癌患者的预后相关，这进一步支持了PSMD11在胃癌进展中的潜在作用。在临床病理学特征分析中，PSMD11高表达与CEA、CA19-9的升高以及T3~T4分期和N2~N3分期相关，这提示PSMD11可能作为胃癌侵袭和转移的重要分子标志物。通过网络公共数据库分析发现，PSMD11高表达与胃癌的临床分期和分级相关，但其中部分组间并无明显差异，而本院临床数据分析结果则与胃癌的各个分期分级之间都具有差异，由此推断PSMD11对胃癌预后的影响可能还与地域、饮食、样本量大小等其他因素相关。最后，单因素和多因素Cox回归分析结果证实，PSMD11的高表达是胃癌患者术后远期预后的独立危险因素，表明其在胃癌诊疗中的重要临床应用价值。
据报道，EMT能够参与胃癌的迁移和侵袭过程
［24， 25］。其标志物E-cadherin是维持上皮细胞间连接的关键蛋白
［26， 27］，而N-cadherin、Vimentin则可促进细胞与细胞外基质的相互作用，增强运动性
［28］。本文通过GO富集分析显示PSMD11参与调控胃癌细胞的迁移、侵袭以及EMT进程。因此本研究经慢病毒转染构建PSMD11低表达和高表达胃癌细胞系，通过划痕和Transwell实验证实了PSMD11高表达能够促进胃癌细胞的迁移和侵袭，而低表达则相反。进一步Western blotting实验表明，PSMD11的高表达促进N-cadherin、Vimentin的表达同时抑制E-cadherin的表达，而低表达则与其相反。这表明，PSMD11可能通过调控EMT相关蛋白的表达来影响胃癌细胞的迁移与侵袭过程。
已有研究证实，TGF-β是调控恶性肿瘤EMT的重要靶点
［29， 30］，而TGF-β/Smad信号的激活是促进EMT进程的关键
［31］。本研究通过KEGG优势途径富集分析发现，PSMD11与TGF-β信号通路密切相关。为阐明其作用机制，本研究通过Western blotting实验进行验证，发现PSMD11的上调增加了TGF-β1和p-Smad2/3的表达水平，这表明PSMD11可能通过激活TGF-β/Smad信号通路来促进胃癌的EMT进程。
本研究首次系统阐明了PSMD11在胃癌中的高表达及其对预后的影响，并通过多个体外实验解析了其在调控胃癌细胞EMT、迁移和侵袭中的潜在机制。这些发现不仅为胃癌的分子机制研究提供了新的视角，也为PSMD11作为胃癌诊断生物标志物和治疗靶点的开发奠定了理论基础。然而，本研究仍存在一些限制。首先，研究样本量相对有限，本研究结果需在更大规模的研究中进一步验证；其次，尽管本文揭示了PSMD11可能通过TGF-β/Smad信号通路影响胃癌进展，但是否存在其他机制和途径的协同调控仍需深入探索。未来的研究应进一步优化样本量，并系统阐明PSMD11在胃癌发展中的完整作用。
综上，PSMD11在胃癌组织中高表达，其异常表达水平与肿瘤进展程度及患者不良预后呈正相关性，深入机制分析表明其可能通过介导TGF-β/Smad信号通路进而增强胃癌细胞的侵袭转移等恶性表型特征，这一发现为胃癌的诊疗提供了新的参考。
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