黄芪总苷通过抑制P38通路缓解氧糖剥夺/复氧后的星形胶质细胞水肿并降低AQP4表达

Total Astragalus saponins reduce astrocyte swelling and AQP4 expression following oxygen-glucose deprivation and reoxygenation by inhibiting the p38 pathway

摘要

目的 探讨黄芪总苷（AST）对氧糖剥夺/复氧（OGD/R）诱导的星形胶质细胞肿胀的影响及其潜在分子机制。 方法 取2 d龄SD大鼠的乳鼠，共48只，随机分为4组，12只/组。从乳鼠大脑中提取原代星形胶质细胞，经OGD/R诱导损伤后，分别给予AST或AST联合P38激动剂U-46619处理。实验设置对照组、OGD/R组、AST组以及AST+U-46619组。其中，AST组在OGD/R处理前及过程中用AST处理细胞；AST+U-46619组在OGD/R处理前及过程中用AST和U-46619共同处理细胞。通过细胞体积检测、形态观察、活性氧物质（ROS）检测和乳酸脱氢酶（LDH）活性测定评估各组细胞的肿胀、ROS水平和损伤程度；采用免疫荧光共聚焦显微镜显示细胞膜上水通道蛋白4（AQP4）的蛋白表达情况；Western blotting检测P38信号通路的磷酸化水平及细胞膜上AQP4蛋白的表达水平。 结果 与OGD/R组相比，AST处理降低了OGD/R损伤引起的星形胶质细胞体积增加（P<0.05）、ROS水平（P<0.05）和LDH释放量（P<0.05），改善了细胞形态变化，抑制了细胞膜上AQP4的过度聚集，降低了P38的磷酸化水平（P<0.05）和细胞膜上AQP4蛋白表达（P<0.05）。然而，U-46619与AST联合处理可逆转AST对细胞体积、形态、LDH水平、P38磷酸化和AQP4表达水平的影响（均P<0.05）。 结论 AST缓解OGD/R后星形胶质细胞水肿，其分子机制可能为抑制细胞中ROS产生和抑制P38信号通路激活，从而降低了AQP4在细胞膜上过度表达。

Abstract

Objective To investigate the effect of total Astragalus saponins (AST) on astrocyte swelling induced by glucose-oxygen deprivation and reoxygenation (OGD/R) and its molecular mechanism. Methods Primary astrocytes isolated from the brain of post-natal day 2 SD rats were treated with solvent vehicle, AST, or AST combined with U-46619 (a p38 activator) 24 h prior to and during exposure to OGD/R. The changes in cell volume and morphology were observed, and intracellular reactive oxygen species (ROS) levels and lactate dehydrogenase (LDH) activity were detected. The expression of aquaporin 4 (AQP4) on cell membrane was observed using immunofluorescence confocal microscopy, and Western blotting was performed to detect the changes in p38 signaling pathway phosphorylation levels and AQP4 expression level. Results AST treatment significantly reduced OGD/R-induced increase in astrocyte volume, ROS levels and LDH release. The AST-treated cells also exhibited improved cell morphology, reduced aggregation of AQP4 on the cell membrane, and decreased p38 phosphorylation and AQP4 expression levels. The protective effects of AST against OGD/R-induced cell injuries were significantly attenuated by combined treatment of the cells with U-46619. Conclusion AST alleviate astrocyte swelling induced by OGD/R injury by inhibiting the activation of the p38 signaling pathway and AQP4 overexpression on the cell membrane.

Graphical abstract

关键词

黄芪总苷 / 星形胶质细胞肿胀 / 水通道蛋白4 / P38 / 氧糖剥夺/复氧

Key words

total Astragalus glycosides / astrocyte swelling / aquaporin 4 / p38 signaling pathway / oxygen-glucose deprivation/reoxygenation

缺血性脑卒中是一种常见的神经系统疾病，其特点为病情进展迅速，且具有高致死率和致残率^［1］。脑水肿是导致缺血性脑卒中患者神经功能损伤的主要原因之一^［2］。目前，尚无一种副作用轻微且效果显著的药物用于治疗脑水肿。因此，寻找一种既能有效缓解脑缺血后脑水肿，又具有较少副作用的药物，成为当前临床研究的重要方向。

星形胶质细胞作为中枢神经系统的关键组成部分，在维持神经微环境的稳定性和调节脑水肿方面扮演着至关重要的角色^［3］。水通道蛋白4（AQP4）是星形胶质细胞膜上一种关键的水通道蛋白^［4］。AQP4在细胞膜上的异常表达和聚集，在细胞水肿乃至脑水肿的形成过程中，起着极其关键的作用^{［5； 6］}。近年来的研究表明，P38信号通路在细胞应激反应中扮演着重要角色^［7］，其激活能够调节AQP4的表达和细胞水肿的发生^［8］。

黄芪总苷（AST）是从传统中药黄芪中提取的活性成分，具有显著的抗氧化、抗炎等多种药理学特性^{［9； 10］}。最近的研究揭示了AST在减轻大鼠脑缺血引起的脑水肿方面也具有显著效果，并能降低神经元的凋亡率，显示出其潜在的神经保护功能^［11］。尽管如此，AST减轻脑水肿作用的确切分子机制仍不明确。本研究旨在深入探讨AST对OGD/R损伤后星形胶质细胞肿胀的保护作用，以及P38和AQP4是否为该作用的信号通路和分子靶点，旨在进一步揭示其分子机制，并为脑缺血后脑水肿损伤的治疗开辟新的策略。

1 材料和方法

1.1 材料

本研究使用2 d龄的SD大鼠的乳鼠，由重庆医科大学实验动物中心提供。共48只乳鼠随机分为4组，12只/组。用于本研究的原代大鼠皮层星形胶质细胞从这些大鼠的大脑中分离并分别培养。胶质纤维酸性蛋白抗体（Santa Cruz Biotechnology）；无糖DMEM培养基（钮因华信）；胎牛血清（Gibco）；乳酸脱氢酶试剂盒（Hyclone）；AQP4抗体（Santa Cruz）；P38抗体（Cell signaling）；磷酸化P38抗体（Cell signaling）；cadherin抗体 （碧云天）。

1.2 方法

1.2.1 星形胶质细胞培养^［12］

使用150 mg/kg戊巴比妥钠进行麻醉，腹腔注射。当大鼠完全麻醉，通过颈椎脱位处死。通过观察运动停止、无抽搐以及无心跳来确认死亡。该方案确保了对新生大鼠进行人道和有效的安乐死，本研究通过重庆医科大学实验动物管理和使用委员会的伦理审核（伦理批号：IACUC-CQMU-2023-0413）。取出2 d龄SD大鼠的大脑，剪碎并用0.25%（体积比）的胰蛋白酶溶液处理10 min。将分离的细胞培养在补充有10%（体积比）胎牛血清的DMEM-F12中，在含有95%空气和5% CO₂的湿式培养箱中培养，每周更换两次培养基。培养7~9 d后，摇动溶液14 h以去除少突胶质细胞和小胶质细胞。通过荧光免疫染色检测胶质纤维酸性蛋白（GFAP；Santa Cruz）表达后，显示培养物由95%~99%纯的15~20 d龄原代星形胶质细胞组成，用于后续实验。在整个实验期间，所有48只大鼠幼崽均因实验需要（组织取样进行细胞培养）和人道考虑被安乐死。实验持续了360 d，期间没有动物自然死亡。所有程序均获得重庆医科大学使用委员会和机构动物护理批准，并遵循了《实验室动物护理和使用指南》第八版中制定的标准。在所有实验中尽一切努力减少动物的痛苦，并仔细监测疼痛和不适。

1.2.2 星形胶质细胞OGD/R模型

采用OGD/R模型建立体外缺血再灌注损伤模型。具体而言，将原代星形胶质细胞洗涤两次，培养于无血清的DMEM中且不添加葡萄糖，在37 ℃、5% CO₂和95% N₂条件下氧糖剥夺（OGD）培养5 h。然后，将细胞培养物冲洗1次，并在补充有DMEM-F-12的正常培养基中于95%空气和5% CO₂条件下再培养24 h复氧（R），在复氧0.5、2、8或24 h进行各项后续检测。在预实验及已有研究中表明氧糖剥夺5 h后复氧处理可稳定诱导出星形胶质细胞的肿胀表型^［13］。

1.2.3 实验分组

星形胶质细胞培养随机分为4组：对照组：细胞用相应体积的溶剂处理，未经历OGD/R过程。OGD/R组：细胞在OGD/R过程前24 h及整个过程中用相应体积的溶剂处理。AST组：细胞在OGD/R过程前24 h及整个过程中用AST（20 mg/L）处理。AST+U-46619组：细胞在OGD/R过程前24 h及整个过程中用AST（20 mg/L）和U-46619（20 μmol/L）（Santa Cruz）联合处理。

1.2.4 细胞体积分析

使用Kletzien等^［14］描述的方法测量细胞内水分空间，并由Bender和Norenberg以及Jayakumar等修改。该技术利用非代谢性己糖3-O-甲基-D-葡萄糖（3-OMG）的运输。通过测量平衡时的己糖摄取纳米摩尔数和蛋白质含量来表示细胞体积。在体积测定前6 h向细胞培养物中添加1 mmol/L 3-OMG和0.5Ci/mL［³H］-3-OMG。孵育期结束后，吸取培养基并保存部分用于放射性测定。用冰冷缓冲液（229 μmol/L蔗糖、1 μmol/L硝酸铵、0.5 μmol/L硝酸钙和0.1 μmol/L苯乙双胍，pH 7.4）洗涤细胞5~6次，然后用0.5 mL 1 μmol/L氢氧化钠裂解。使用液体闪烁计数器测量细胞提取物和培养基中的放射性。然后用BCA试剂盒测定细胞提取物的蛋白质含量。细胞体积表示为mL/mg蛋白质。

1.2.5 光学显微镜观察细胞形态学变化

使用光学显微镜（Leica）在复氧2h观察各组细胞形态变化，并放大200倍下观察并拍照记录。

1.2.6 ROS检测

采用细胞活性氧（ROS）检测试剂盒（碧云天）检测ROS水平，使用倒置荧光显微镜（Leica）放大200倍下观察拍照，并半定量分析各组细胞中的ROS含量。

1.2.7 乳酸脱氢酶（LDH）活性测定

为检测OGD/R引起的细胞损伤，收集复氧0.5、2、8、24 h的细胞培养基样本。根据制造商的协议（碧云天）使用LDH测定试剂盒测定培养基中的LDH释放率。

1.2.8 细胞膜分离

为检测细胞膜上AQP4蛋白表达，于复氧2 h（此时细胞水肿最明显）分离细胞膜并收集。用冰冷PBS洗涤细胞，收集并离心。然后在Tris-EDTA缓冲液中匀浆并离心15 000 g×30 min。将沉淀物重悬并再次离心15 000 g×30 min。剩余的沉淀物溶解于100 µL RIPA裂解缓冲液中，提取蛋白质以供进一步通过Western blotting分析细胞膜上AQP4的表达。

1.2.9 Western blotting检测

用于测定细胞膜上AQP4的表达以及磷酸化P38（p-P38）水平。简而言之，使用BCA蛋白测定试剂盒（碧云天生物技术研究所）测定蛋白浓度。将等量的蛋白质加载到10% SDS凝胶中，通过SDS-PAGE分离并转移到PVDF膜上（Merck Millipore）。封闭膜与一抗孵育，用PBS洗涤，然后与相应的IgG二抗孵育。使用的一抗为AQP4（1∶250，Santa Cruz Biotechnology）、磷酸化P38（1∶1000；Cell Signaling Technology）和总P38。使用ECL系统进行检测，并使用光密度计进行扫描和半定量分析。复氧2 h测定细胞膜上AQP4蛋白表达，以cadherin标准化后定量。复氧1 h测定p-P38和总P38的表达水平，总P38水平用作p-P38的内参。

1.2.10 荧光免疫染色

进行免疫荧光以检测复氧2 h星形胶质细胞中细胞膜上AQP4蛋白的表达。简而言之，将细胞固定在盖玻片上用冷甲醇，随后在4 ℃下与抗AQP4抗体（1∶100，Santa Cruz Biotechnology）孵育过夜。然后在室温下与四乙基罗丹明异硫氰酸盐（TRITC）或异硫氰酸荧光素（FITC）标记的IgG抗体孵育1h。用正常兔血清代替一抗作为阴性对照。将盖玻片安装在载玻片上，并在共聚焦显微镜（DMi8，Leica Microsystems GmbH）放大200倍下观察并拍照。使用绿色（FITC）滤光片的单干扰滤光片组。所有图像均使用Ariol Review版本4.0.1.5（Leica Biosystems Richmond）进行分析。

1.2.11 统计学分析

每个实验独立进行至少3次以确保可重复性。数据用SPSS 22.0统计软件进行分析。数据表示为均数±标准差。使用单因素方差分析和Tukey事后检验进行统计比较。P<0.05被认为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 AST对OGD/R后星形胶质细胞水肿的影响

与对照组相比，OGD/R组细胞体积在复氧0.5 h和24 h时未观察到显著变化，但在复氧2 h和8 h时细胞体积增加，且在复氧2 h时达到峰值（均P<0.05）。与OGD/R组相比，AST处理减轻了复氧2 h和8 h时细胞体积的变化（均P<0.05）。然而，当AST与U-46619联合处理时，细胞体积在复氧2 h和8 h时再次增加，与AST单独处理组相比，差异具有统计学意义（P<0.05，图1A）。

在光学显微镜下观察发现，复氧 2 h后，星形胶质细胞相较于对照组出现了明显的肿胀现象。具体表现为细胞折光率显著增高，边缘亮度增强，且细胞突起出现回缩。然而，在AST组中，细胞肿胀的情况得到了显著缓解，细胞形态更接近于正常对照组。而当AST与 U-46619 联合处理时，细胞再次表现出类似于OGD/R组的肿胀特征（图1B）。

2.2 AST对OGD/R后星形胶质细胞中ROS含量的影响

检测结果表明，复氧2 h时，OGD/R组星形胶质细胞中的ROS水平较对照组升高（P<0.05）。AST组中的ROS水平较OGD/R组降低（P<0.05）。AST+U-46619 组中的ROS水平与AST组水平差异无统计学意义（P>0.05，图2）。

2.3 AST对OGD/R后星形胶质细胞损伤的影响

LDH释放量检测结果显示，OGD/R处理后，各组细胞的LDH释放量均呈现出逐渐上升的趋势。在OGD/R后2、8、24 h，OGD/R组细胞的LDH释放量高于对照组（均P<0.05）。AST干预后，细胞的LDH释放量在OGD/R后2、8和24 h均降低（均P<0.05）。当联合使用U-46619时，AST的保护作用被逆转，细胞LDH释放量增加（均P<0.05），与AST组相比差异具有统计学意义（图3）。

2.4 AST对OGD/R后星形胶质细胞P38通路磷酸化的影响

Western blotting检测结果表明，在复氧1 h时，OGD/R组星形胶质细胞中p38的磷酸化水平较对照组升高（P<0.05）。AST组 P38 的磷酸化水平较OGD/R组降低（P<0.05）。然而，AST+U-46619 组的 p38的磷酸化水平回升至184.94±18.21，与AST组相比差异具有统计学意义（P<0.05，图4）。

2.5 AST对OGD/R后星形胶质细胞膜上AQP4 蛋白表达的影响

免疫荧光结果显示，在复氧2 h时，OGD/R组星形胶质细胞膜上AQP4荧光强度增强，提示细胞膜上AQP4蛋白表达上调。相比之下，AST组的细胞膜上AQP4蛋白聚集和表达减少，细胞膜上的荧光强度明显减弱，表明AST能够有效抑制细胞膜上AQP4蛋白的上调。在AST+U-46619组中，细胞膜上AQP4蛋白的表达和聚集现象重新增强，与OGD/R组相似。

Western blotting检测结果进一步证实了上述现象。OGD/R组细胞膜上AQP4蛋白的表达水平高于对照组，差异具有统计学意义（P<0.05）。AST组的细胞膜上AQP4蛋白表达水平低于OGD/R组（P<0.05）。然而，当联合使用U-46619时，细胞膜上AQP4蛋白的表达水平回升至192.98±17.98，与AST组相比差异具有统计学意义（P<0.05，图5）。

3 讨论

在急性脑梗死的临床治疗中，神经保护剂（如依达拉奉）虽能改善神经功能并减少梗死面积，但在减轻脑水肿方面效果欠佳^［15］。与此同时，渗透性利尿剂（如甘露醇）虽可有效缓解脑水肿和降低颅内压，但可能增加肾脏负担并导致电解质紊乱^［16］。因此，寻找一种既能有效缓解脑缺血后脑水肿，又具有较少副作用的药物，成为当前临床研究的重要方向。AST是从中药材黄芪中提取的一类具有显著抗炎和抗氧化活性的总皂苷类物质，其主要成分包括黄芪甲苷等多种皂苷单体^［10］。近期的动物实验研究已证实，AST能够有效缓解大鼠脑缺血后的脑水肿^{［11； 17］}。然而，其具体分子机制仍未完全明确。缺血再灌注损伤引起的星形胶质细胞肿胀是卒中后细胞毒性脑水肿的主要病理生理基础的^［16］，目前也缺乏关于AST对缺血再灌注诱导的星形胶质细胞肿胀影响的研究报道。

OGD/R模拟了脑缺血再灌注损伤后脑水肿的体外模型，能够有效地诱导星形胶质细胞产生显著的肿胀和功能障碍^［18］，因此它非常适合于研究药物对脑缺血再灌注损伤后脑水肿的影响及其作用机制。与先前的研究一致^［19］，本研究之结果揭示，在模拟缺血再灌注损伤条件下培养的大脑星形胶质细胞体积显著增大。特别值得注意的是，经AST处理后，OGD/R损伤诱导的星形胶质细胞体积增加得到了显著抑制。从细胞形态学的角度来看，本研究通过观察了AST在OGD/R处理后2 h细胞水肿高峰期对细胞形态的影响，发现了AST处理显著缓解了OGD/R诱导的细胞水肿形态。OGD/R可引发细胞内ROS水平明显增高，导致细胞损伤和水肿。当组织或细胞遭受损伤时，其完整性会遭到破坏，这将导致乳酸脱氢酶（LDH）的释放，从而引起LDH活性的升高。因此，通过测定LDH的活性，我们可以评估细胞损伤的程度。实验结果表明，经过AST处理后，有效地减少了由OGD/R引起的细胞ROS生成和LDH释放。综上所述，AST在体外对缺血再灌注样损伤诱导的细胞ROS毒性和肿胀具有显著的保护作用。

已有研究表明，P38 信号通路在调节广泛的细胞功能中发挥着至关重要的作用^［7］。p38信号通路可通过转录因子 ATF-2进而影响 AQP4 基因的转录过程^［20］，调控 AQP4 的表达，参与对缺血损伤的反应，例如脑水肿和神经元凋亡^［4］。AQP4 是中枢神经系统星形胶质细胞中主要表达的水通道蛋白，负责促进中枢神经系统中的跨膜水分运动^［21］。尽管神经系统疾病中星形胶质细胞肿胀的机制尚未完全明确，但细胞膜上AQP4 被认为是其中的一个关键因素。在星形胶质细胞中，p38 的激活可上调 AQP4 的表达，这在多种中枢神经系统疾病模型中得到证实，如缺血、脑出血、创伤性脑损伤、癫痫等^{［22， 23］}。在局灶性脑缺血再灌注损伤模型中，使用 p38 抑制剂可降低 AQP4 表达并减轻脑水肿和细胞死亡^［23］。这些发现进一步突显了 P38 信号通路在缺血再灌注损伤引起的脑水肿进展中所扮演的关键角色。因此，本研究聚焦于 P38 信号通路及其下游的细胞膜上AQP4，深入探讨AST缓解脑缺血后脑水肿的分子机制。

在本研究中，我们观察到OGD/R损伤后，星形胶质细胞的P38信号通路磷酸化水平显著上升。先前的研究表明，P38通路的激活参与了缺血再灌注损伤后的细胞应激反应，并可能触发一系列损伤反应，包括细胞肿胀和脑水肿的发生^［21］。本研究发现，AST的使用能够有效抑制OGD/R后星形胶质细胞中P38信号通路的过度激活，并显著减少细胞膜上AQP4蛋白的过度聚集。已有研究指出，细胞膜上AQP4蛋白的过度聚集显著增高细胞膜在应激状态下的水通透性，进而增加细胞外水分向细胞内的异常流动^［24］，是导致星形胶质细胞水肿或脑水肿的关键因素^［25］。实际上，通过敲除AQP4基因或使用药物抑制剂来抑制细胞膜上AQP4蛋白的过表达已被证实可以有效减轻缺血再灌注损伤诱导的星形胶质细胞肿胀或脑水肿^［24］。因此，AST对OGD/R后星形胶质细胞水肿的缓解作用，其潜在机制很可能是通过阻断P38信号通路的过度激活，并抑制其下游AQP4蛋白在细胞膜上的过度聚集，减少了细胞外水分向细胞内的异常流动来实现的。这一作用，最终有效改善星形胶质细胞在OGD/R后的水肿状态。

为了明确AST缓解OGD/R诱导的星形胶质细胞水肿是否通过P38信号通路的调节来实现，本研究引入了P38信号通路的激活剂U-46619，以探讨P38通路的重新激活是否能够抵消AST的保护作用。研究发现，相较于单独使用AST，U-46119与AST联合应用能够逆转AST对P38通路磷酸化的抑制效应，并且抵消了AST对细胞膜上AQP4蛋白过度聚集的抑制作用。此外，这种联合应用也消除了AST在缓解OGD/R诱导的星形胶质细胞水肿和损伤方面的保护作用。这一结果证实了P38通路在AST保护机制中的核心作用。

尽管本研究取得了有意义的成果，但也存在若干局限性。具体而言，本研究主要聚焦于AST对星形胶质细胞肿胀的影响，而未深入探究其在更广泛的细胞或分子水平上的相互作用。此外，关于AST如何激活P38通路以及如何具体调节细胞膜上AQP4表达的机制尚未完全明确。氧化应激被认为是激活丝裂原活化蛋白激酶激酶3和6（MKK3/6）的关键因素之一^［26］。黄芪总苷展现出了显著的抗氧化特性，它可通过清除自由基、调节抗氧化酶的活性等途径，能够降低细胞内的氧化应激水平^［11］。本研究中AST显著降低了OGD/R导致的星形胶质细胞中ROS的显著增高。这种作用可能间接影响MKK3/6激酶的活性，进而降低P38的磷酸化水平，抑制细胞膜上AQP4的表达^［27］。未来的研究应当采用更为复杂的体外共培养系统或更精细设计的体内、体外实验，以期对这些复杂的相互作用有更深刻的理解。

总之，本研究揭示了AST缓解脑缺血后脑水肿的分子机制可能为抑制星形胶质细胞中ROS产生和抑制P38信号通路激活，从而降低了AQP4在细胞膜上过度表达，显示出其治疗脑水肿的潜力，也为开发基于 P38 信号通路和 AQP4 的新型神经保护策略提供了重要的理论依据。

参考文献

[1] Feske SK. Ischemic stroke[J]. Am J Med, 2021, 134(12): 1457-64. doi：10.1016/j.amjmed.2021.07.027

[2] Gu YH, Zhou C, Piao Z, et al. Cerebral edema after ischemic stroke: pathophysiology and underlying mechanisms[J]. Front Neurosci, 2022, 16: 988283. doi：10.3389/fnins.2022.988283

[3] Colombo E, Bacigaluppi M, Bartoccetti M, et al. Astrocyte TrkB promotes brain injury and edema formation in ischemic stroke[J]. Neurobiol Dis, 2024, 201: 106670. doi：10.1016/j.nbd.2024.106670

[4] Chen WP, Wu ZP, Yin M, et al. Blockage of p38MAPK in astrocytes alleviates brain damage in a mouse model of embolic stroke through the CX43/AQP4 axis[J]. J Stroke Cerebrovasc Dis, 2024, 33(12): 108085. doi：10.1016/j.jstrokecerebrovasdis.2024.108085

[5] Liu BT, Li Q, Sun K, et al. Angong Niuhuang Wan ameliorates LPS-induced cerebrovascular edema by inhibiting blood‒brain barrier leakage and promoting the membrane expression of AQP4[J]. Front Pharmacol, 2024, 15: 1421635. doi：10.3389/fphar.2024.1421635

[6] Sun CF, Lin LY, Yin LK, et al. Acutely inhibiting AQP4 with TGN-020 improves functional outcome by attenuating edema and peri-infarct astrogliosis after cerebral ischemia[J]. Front Immunol, 2022, 13: 870029. doi：10.3389/fimmu.2022.870029

[7] Falcicchia C, Tozzi F, Arancio O, et al. Involvement of p38 MAPK in synaptic function and dysfunction[J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(16): 5624. doi：10.3390/ijms21165624

[8] Tang ZH, Liao ZB, Xie YF, et al. Role of P38 signaling pathway in neonatal rat astrocyte swelling and aquaporin-4 expression after oxygen-glucose deprivation and recovery[J]. J South Med Univ, 2012, 32(2): 141-5.

[9] Zhang LZ, Shi JW, Shen Q, et al. Astragalus saponins protect against extrahepatic and intrahepatic cholestatic liver fibrosis models by activation of farnesoid X receptor[J]. J Ethnopharmacol, 2024, 318(Pt A): 116833. doi：10.1016/j.jep.2023.116833

[10] Ren CZ, Zhao XK, Liu K, et al. Research progress of natural medicine Astragalus mongholicus Bunge in treatment of myocardial fibrosis[J]. J Ethnopharmacol, 2023, 305: 116128. doi：10.1016/j.jep.2022.116128

[11] Huang XP, Tan H, Chen BY, et al. Combination of total Astragalus extract and total Panax notoginseng saponins strengthened the protective effects on brain damage through improving energy metabolism and inhibiting apoptosis after cerebral ischemia-reperfusion in mice[J]. Chin J Integr Med, 2017, 23(6): 445-52. doi：10.1007/s11655-015-1965-0

[12] Ducis I, Norenberg LO, Norenberg MD. The benzodiazepine receptor in cultured astrocytes from genetically epilepsy-prone rats[J]. Brain Res, 1990, 531(1/2): 318-21. doi：10.1016/0006-8993(90)90793-b

[13] Panickar KS, Polansky MM, Anderson RA. Cinnamon polyphenols attenuate cell swelling and mitochondrial dysfunction following oxygen-glucose deprivation in glial cells[J]. Exp Neurol, 2009, 216(2): 420-7. doi：10.1016/j.expneurol.2008.12.024

[14] Kletzien RF, Pariza MW, Becker JE, et al. A method using 3-O-methyl-D-glucose and phloretin for the determination of intracellular water space of cells in monolayer culture[J]. Anal Biochem, 1975, 68(2): 537-44. doi：10.1016/0003-2697(75)90649-1

[15] Rahmati-Dehkordi F, Khanifar H, Zare-Hoseinabadi A, et al. Potential of Edaravone Dexborneol in the treatment of cerebral ischemia: focus on cell death-related signaling pathways[J]. Mol Biol Rep, 2024, 51(1): 1007. doi：10.1007/s11033-024-09952-1

[16] Holden DN, Mucksavage JJ, Cokley JA, et al. Hypertonic saline use in neurocritical care for treating cerebral edema: a review of optimal formulation, dosing, safety, administration and storage[J]. Am J Health Syst Pharm, 2023, 80(6): 331-42. doi：10.1093/ajhp/zxac368

[17] Costa IM, Lima FOV, Fernandes LCB, et al. Astragaloside IV supplementation promotes a neuroprotective effect in experimental models of neurological disorders: a systematic review[J]. Curr Neuropharmacol, 2019, 17(7): 648-65. doi：10.2174/1570159x16666180911123341

[18] Chen KC, Xu BT, Qiu SQ, et al. Inhibition of phosphodiesterase 4 attenuates aquaporin 4 expression and astrocyte swelling following cerebral ischemia/reperfusion injury[J]. Glia, 2024, 72(9): 1629-45. doi：10.1002/glia.24572

[19] Tang ZH, Yang G, Liao ZB, et al. Tanshinone IIA reduces AQP4 expression and astrocyte swelling after OGD/R by inhibiting the HMGB1/RAGE/NF‑κB/IL-6 pro-inflammatory axis[J]. Sci Rep, 2022, 12(1): 14110. doi：10.1038/s41598-022-17491-7

[20] Sriaishwarya S, Lakshmi BS. RAD23B mediated proteasomal degradation occurs through p38 MAPK/ATF-2/RAD23B axis under nutrient-deprived conditions in breast cancer[J]. Cell Biol Int, 2024. doi：10.1002/cbin.12160

[21] Zhou M, Zhao W, Qian XL. Fenofibrate reduces ischemic cerebral edema via the suppression of aquaporin-4[J]. J Biochem Mol Toxicol, 2025, 39(2): e70159. doi：10.1002/jbt.70159

[22] Li JL, Jia M, Chen GQ, et al. Involvement of p38 mitogen-activated protein kinase in altered expressions of AQP1 and AQP4 after carbon monoxide poisoning in rat astrocytes[J]. Basic Clin Pharmacol Toxicol, 2019, 125(4): 394-404. doi：10.1111/bcpt.13247

[23] Wang B, Li WY, Jin HY, et al. Curcumin attenuates chronic intermittent hypoxia-induced brain injuries by inhibiting AQP4 and p38 MAPK pathway[J]. Respir Physiol Neurobiol, 2018, 255: 50-7. doi：10.1016/j.resp.2018.05.006

[24] Skauli N, Zohoorian N, Banitalebi S, et al. Aquaporin-4 deletion leads to reduced infarct volume and increased peri-infarct astrocyte reactivity in a mouse model of cortical stroke[J]. J Physiol, 2024, 602(13): 3151-68. doi：10.1113/jp284099

[25] Yang J, Cao C, Liu JL, et al. Dystrophin 71 deficiency causes impaired aquaporin-4 polarization contributing to glymphatic dysfunction and brain edema in cerebral ischemia[J]. Neurobiol Dis, 2024, 199: 106586. doi：10.1016/j.nbd.2024.106586

[26] Burton JC, Antoniades W, Okalova J, et al. Atypical p38 signaling, activation, and implications for disease[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(8): 4183. doi：10.3390/ijms22084183

[27] Sutopo NC, Rahmawati L, Huang L, et al. Anti-inflammatory, antioxidative, and moisturizing effects of Oxyceros horridus lour. ethanol extract in human keratinocytes via the p38 signaling pathway[J]. Chem Biodivers, 2024, 21(4): e202301791. doi：10.1002/cbdv.202301791

基金资助

国家自然科学基金(81301630)

重庆市自然科学基金一般项目(cstc2021jcyj-msxmX0262)

重庆医科大学未来医学青年创新计划(W0106)

RIGHTS & PERMISSIONS

版权所有©《南方医科大学学报》编辑部2021