藜芦酸通过激活Nrf2/HO-1信号通路减轻氧化应激缓解葡聚糖硫酸钠诱导的小鼠实验性结肠炎

Veratric acid relieves oxidative stress and DSS-induced colitis in mice by activating the Nrf2/HO-1 signaling pathway

摘要

目的 探讨藜芦酸（VA）通过调控Nrf2/HO-1信号通路改善葡聚糖硫酸钠（DSS）诱导的结肠炎氧化应激损伤及肠屏障功能障碍的分子机制。 方法 将30只雄性C57BL/6小鼠随机分为对照组（WT组）、DSS模型组及VA治疗组，10只/组。通过评估体质量变化、疾病活动指数（DAI）、结肠长度及组织病理学损伤。ELISA检测结肠组织中炎症因子（TNF-α、IL-6、IL-10）水平，以及分析氧化应激标志物（SOD、GSH、MDA、COX-2）的表达。免疫荧光及Western blotting检测紧密连接蛋白（ZO-1、Claudin-1）及Nrf2/HO-1通路相关蛋白的表达。体外构建H₂O₂（150 μmol/L）诱导的Caco-2细胞氧化应激模型，流式细胞术及DCFH-DA荧光探针检测活性氧（ROS）蓄积，并联合Nrf2抑制剂ML385验证VA的调控机制。 结果 VA干预缓解DSS小鼠体质量下降（P<0.05）、结肠缩短（P<0.05）及DAI评分升高（P<0.05），以及修复肠黏膜隐窝结构、紧密连接蛋白（ZO-1和Claudin-1）表达（P<0.05）和增加杯状细胞数量（P<0.05）。VA降低结肠组织中促炎因子TNF-α、IL-6水平（P<0.05），同时上调抗炎因子IL-10表达水平（P<0.05）。VA逆转DSS诱导的SOD和GSH活性降低，以及MDA和COX-2水平升高（P<0.05）。在H₂O₂诱导的Caco-2细胞模型中，流式细胞术和免疫荧光染色结果提示：VA降低ROS阳性细胞率和细胞内ROS蓄积；免疫荧光染色和Western blotting数据分析显示：VA增加了Claudin-1和ZO-1蛋白的表达。机制上，VA促进Nrf2及下游HO-1蛋白表达（P<0.05），以及Nrf2抑制剂ML385部分拮抗了VA对H₂O₂诱导的ROS阳性细胞比例的下降。 结论 VA通过激活Nrf2/HO-1通路增强抗氧化防御、抑制炎症反应并修复肠屏障功能，为IBD治疗提供新策略。

Abstract

Objective To investigate the molecular mechanism by which veratric acid (VA) ameliorates oxidative stress injury and intestinal barrier dysfunction in mice with dextran sulfate sodium (DSS)-induced colitis. Methods Thirty male C57BL/6 mice were randomized equally into control group, DSS model group, and VA treatment group. The mice were assessed for changes in body weight, disease activity index (DAI), colon length, and colonic histopathology. Colonic expressions of TNF-α, IL-6, and IL-10 and oxidative stress markers (SOD, GSH, MDA, and COX-2) were determined using ELISA, and the expressions of tight junction proteins (ZO-1 and claudin-1) and Nrf2/HO-1 pathway proteins were detected using immunofluorescence staining and Western blotting. In Caco-2 cells with H₂O₂-induced oxidative stress, ROS accumulation was examined using flow cytometry and a DCFH-DA probe, and Nrf2 inhibitor (ML385) was used to validate the mechanism of VA for ameliorating oxidative stress. Results VA treatment significantly alleviated DSS-induced body weight loss, colon shortening and the increase of DAI score of the mice, resulting also in improved crypt structure and increased expressions of ZO-1 and claudin-1 and the number of goblet cells. VA obviously reduced colonic levels of TNF‑α and IL-6, increased the level of IL-10, and reversed DSS-induced decreases in SOD and GSH activity and increases in MDA and COX-2 levels. In H₂O₂-treated Caco-2 cells, VA decreased ROS-positive cell rate and intracellular ROS accumulation, and increased cellular expressions of claudin-1 and ZO-1. Mechanistically, VA promoted the expressions of Nrf2 and the downstream HO-1 protein, and ML385 partially reversed ROS-reducing effect of VA. Conclusion VA enhances antioxidant defense, inhibits inflammation, and repairs intestinal barrier function in mice with DSS-induced colitis by activating the Nrf2/HO-1 pathway, suggesting a novel strategy for treatment of inflammatory bowel disease.

Graphical abstract

关键词

炎症性肠病 / 藜芦酸 / Nrf2/HO-1信号通路 / 氧化应激 / 肠屏障修复

Key words

inflammatory bowel disease / veratric acid / Nrf2/HO-1 signaling pathway / oxidative stress / intestinal barrier repair

炎症性肠病（IBD）是以肠道慢性炎症和黏膜屏障进行性损伤为特征的复发性疾病，其亚型溃疡性结肠炎（UC）和克罗恩病（CD）的病理机制与氧化应激失衡密切相关^［1-3］。流行病学数据显示，IBD全球发病率呈持续上升趋势，其中UC病变主要累及结直肠黏膜层，临床表现为腹泻、黏液脓血便及肠外并发症，重症患者可进展为结肠穿孔^［4］。研究表明，肠上皮屏障功能障碍导致的通透性异常是IBD发病的核心环节^［5］，而氧化应激通过诱导活性氧（ROS）过度蓄积、促炎因子（如TNF-α、IL-6）释放及紧密连接蛋白降解，进一步加剧黏膜损伤^［6］。尽管免疫抑制剂和生物制剂可部分缓解症状，但长期使用导致的耐药性及疗效衰减仍是临床治疗的瓶颈问题^［7］。因此，靶向氧化应激和肠屏障修复的天然化合物研究成为IBD治疗的新方向。藜芦酸（VA）是一种天然存在于蓝莓、葡萄等植物中的苯甲酸衍生物，前期研究报道其通过激活Nrf2/HO-1通路发挥抗氧化和抗炎作用^［8］。例如，在肝脏缺血再灌注损伤模型中，VA可通过上调SOD、GSH活性及抑制MDA生成减轻氧化应激损伤^［8］，但其对IBD相关肠屏障功能的调控机制尚未明确。基于此，本研究基于DSS诱导的小鼠结肠炎模型及H₂O₂刺激的Caco-2细胞模型，首次系统探究VA通过Nrf2/HO-1信号通路改善氧化应激与肠屏障损伤的作用，为IBD的天然药物研发提供理论依据。

1 材料和方法

1.1 实验材料

1.1.1 实验动物及细胞

30只SPF级雄性C57BL/6小鼠（6~8周龄，体质量20~26 g）购自江苏集萃药康生物科技股份有限公司，饲养于SPF级屏障环境（温度23±2 ℃，相对湿度40%~70%，12 h光/暗循环），自由摄食灭菌饲料及无菌水。本实验经蚌埠医科大学伦理委员会批准（伦理批号：伦科批字〔2025〕第084号）。人结肠腺癌细胞株Caco-2（ATCC® HTB-37™）由中国医学科学院基础医学研究所细胞资源中心提供，采用含10%胎牛血清（FBS）的MEM培养基（Gibco），于37 ℃、5%CO₂恒温培养箱中传代培养。

1.1.2 实验主要试剂

葡聚糖硫酸钠（DSS，MP Biomedicals）；藜芦酸（VA，纯度≥98%，上海陶术生物科技有限公司）；氧化应激检测试剂盒：谷胱甘肽（GSH）、丙二醛（MDA）、超氧化物歧化酶（SOD，索莱宝科技有限公司）；活性氧（ROS）检测试剂盒（碧云天）；炎症因子ELISA试剂盒：IL-6、IL-10、TNF-α（武汉博士德生物工程有限公司）；COX-2 ELISA试剂盒（武汉伊莱瑞特生物科技股份有限公司）；抗体：ZO-1、Claudin-1（Invitrogen）；Nrf2、HO-1、β-actin（Proteintech）；二抗：山羊抗兔IgG H&L（FITC）、山羊抗小鼠IgG H&L（FITC）、山羊抗兔IgG（Alexa Fluor®555，Abcam）；HRP标记山羊抗兔/抗鼠IgG（中杉金桥）；MEM培养基、胎牛血清（FBS，Gibco）。

1.2 实验方法

1.2.1 动物造模及药物干预

SPF级C57BL/6雄性小鼠30只，采用随机数字表法分为3组（10只/组），对照组（WT）：每日经口灌胃生理盐水（100 μL）；模型组（DSS）自由饮用2.5% DSS溶液（w/v）7 d诱导急性结肠炎；药物组（VA）：DSS诱导同时，每日14∶00~15∶00经口灌胃VA（80 mg/kg，溶于生理盐水，100 μL/次）^{［8， 9］}，持续10 d。所有组别于第8天恢复正常饮水，并于第11天予小鼠1%戊巴比妥钠（40 mg/kg，腹腔注射）麻醉后实施安乐死。取小鼠完整结肠组织测量长度，沿肠系膜对侧纵向剖开，分为两段：近端1/2固定于4%多聚甲醛用于组织病理分析，远端1/2速冻于-80 ℃超低温冰箱用于分子检测。

1.2.2 Caco-2细胞培养及实验处理

Caco-2细胞采用含20% FBS、1%双抗（青霉素-链霉素）及79%MEM培养基的完全培养液，于37 ℃、5%CO₂培养箱中常规传代培养（每48 h更换培养基）。细胞密度达70%~80%时，以0.25%胰蛋白酶消化传代。细胞实验分组和干预：对照组（Control组，常规培养无干预）、模型组（H₂O₂组，150 μmol/L的H₂O₂处理24 h）及治疗组（VA-C组，本组处理前先用300 μmol/L的VA 预孵育2 h后，联合150 μmol/L的H₂O₂干预共处理24 h），干预结束后收集细胞进行后续实验。另外为了探索VA调控Caco-2细胞的氧化应激损伤的分子机制，我们将细胞分为两组：治疗组（VA-C组）和抑制剂组（VA-C+ML385组），治疗组处理同上，抑制剂组的细胞先经20 μmol/L的ML385预孵育2 h^［10］，后续处理同VA预处理组，干预结束后收集细胞，用于Western blotting及ROS检测。

1.2.3 小鼠肠炎症状评估

体质量监测：每日09∶00~10∶00采用电子天平（±0.01 g）记录小鼠体质量变化，计算相对体质量下降率。疾病活动指数（DAI）评分：体质量下降率（0~4分）、粪便性状（0~4分：成形便至水样便）和便血程度（0~4分：无血便至肉眼血便），DAI=（体质量指数分数+大便性状分数+便血情况分数）/3，分值范围为0~4分，与肠炎严重程度呈正相关^［11］；结肠形态学分析：麻醉处死后完整剥离结肠组织，置于预冷PBS中清除肠系膜脂肪。使用标准刻度尺测量结肠全长并记录；组织病理学评估：固定结肠组织经梯度乙醇脱水、石蜡包埋后制备4 μm连续切片，行HE染色。HE染色依照试剂盒说明书流程操作，染色完成后使用中性树脂进行封片。通过显微镜扫描观察结肠绒毛形态和隐窝结构等病变情况。对结肠组织进行病理学评分，评分范围为0~4分，0分：无炎性细胞浸润，隐窝结构完整；1分：少量中性粒细胞浸润黏膜层，隐窝损伤<1/3；2分：炎性细胞浸润至黏膜下层，隐窝损伤1/3~2/3；3分：透壁性炎性细胞浸润，隐窝结构破坏>2/3；4分：隐窝完全消失，肠壁结构崩解。分值高低与小鼠结肠炎病变程度呈正相关^［12］。

1.2.4 ELISA检测小鼠结肠组织炎症因子的表达情况

取-80 ℃冻存的小鼠结肠组织置于冰水浴条件下解冻，按组织质量（mg）与裂解液体积（μL）1∶10的比例加入预冷的RIPA裂解液（含1×蛋白酶抑制剂Cocktail），使用组织匀浆器进行匀浆。匀浆液经4 ℃ 12 000 r/min离心10 min后收集上清液。按照ELISA试剂盒（IL-6、IL-10和TNF-α）说明书进行操作，简述如下：将标准品按梯度稀释法（2倍系列稀释）制备标准曲线，待测样本经裂解液优化稀释后，以100 μL/孔加样至96孔酶标板，37 ℃孵育1 h；洗板后依次加入生物素标记检测抗体（1 h，室温）、链霉亲和素-HRP偶联物（30 min，避光）、TMB显色底物（15 min，避光）以及加入H₂SO₄终止反应。使用酶标仪测定吸光度A_{450 nm}值，根据标准曲线计算各炎症因子浓度。

1.2.5 小鼠肠屏障损伤评估

①免疫荧光染色：取4 μm厚小鼠结肠石蜡包埋组织切片，经二甲苯脱石蜡处和梯度乙醇复水处理后，采用柠檬酸钠缓冲液（0.01 mol/L，pH 6.0）进行热诱导抗原修复（100 ℃，20 min）。5%BSA室温封闭30 min，加入兔源Claudin-1（1∶400）和小鼠源ZO-1一抗（1∶200）于4 ℃孵育过夜。PBS漂洗后滴加Alexa Fluor® 555标记山羊抗兔IgG二抗（1∶1000）、山羊抗小鼠IgGH&L（FITC）（1∶1000）和DAPI（1 μg/mL）避光孵育1 h，最后经共聚焦显微镜成像分析。②AB-PAS染色：组织切片脱蜡复水后，参照AB-PAS染色试剂盒标准流程操作：阿利新蓝染液（pH 2.5）染色30 min，0.5%过碘酸氧化10 min，Schiff试剂避光反应20 min，苏木素复染细胞核10 min，梯度乙醇脱水后中性树胶封片，光学显微镜（Olympus BX53）观察酸性黏蛋白分泌及杯状细胞分布。③Western blotting检测：取50 mg结肠黏膜组织加入1 mL的RIPA裂解液（含1×蛋白酶抑制剂），冰浴匀浆后4 ℃ 12 000 r/min离心15 min取上清。上清液采用BCA法测定蛋白浓度，取等量蛋白（30 μg）经10%的SDS-PAGE电泳分离并转印至PVDF膜。膜经5%脱脂牛奶室温封闭1 h，分别加入ZO-1（1∶1000）、Claudin-1（1∶1000）及β-actin（1∶3000），4 ℃孵育过夜。TBST洗膜后，加入HRP标记二抗（1∶3000）室温孵育1 h，ECL超敏发光液显影，Image Lab软件进行条带灰度值分析，目标蛋白表达以β-actin为内参标准化。

1.2.6 Caco-2肠屏障损伤评估

将上述3组Caco-2细胞以2×10⁵/孔铺在六孔板内，细胞长满后继续培养6 d，2 d/次更换培养基，依次进行以下处理：4%多聚甲醛固定30 min，PBS清洗3次（5 min/次）；0.2%的Triton X-100室温通透15 min，PBS洗3次；5%BSA室温封闭30 min。弃去封闭液后，分别滴加鼠源ZO-1单克隆抗体（1∶200）和兔源Claudin-1多克隆抗体（1∶400），4 ℃湿盒孵育过夜，PBS漂洗后滴加Alexa Fluor® 555标记山羊抗兔IgG二抗（1∶1000）、山羊抗小鼠IgGH&L（FITC）（1∶000）和DAPI（1μg/mL）避光孵育1 h，最后经共聚焦显微镜成像分析。

1.2.7 氧化应激标志物的测定

将小鼠结肠组织迅速置于预冷的无菌培养皿中，用预冷的PBS冲洗3次清除残留血液及内容物，精密电子天平称取50~100 mg组织样本，参照各检测指标（GSH/SOD/MDA）对应试剂盒说明书进行标准化处理：将组织碎片转移至预冷聚丙烯匀浆管，按照各说明书要求加入试剂盒专用组织提取液，在冰浴条件下进行间歇式匀浆（每次持续30 s，间隔30 s冰浴冷却，重复3次循环，转速8000~10 000 r/min）。匀浆液转移至预冷1.5 mL离心管中，于4 ℃条件下以12 000 r/min离心10 min，取上清液作为按照试剂盒说明测定组织中的GSH、SOD和MDA的含量。COX-2为ELISA检测方法同前文ELISA检测所述。

1.2.8 细胞内ROS水平的测定

取上述3组细胞，弃培养基后，以10 μmol/L DCFH-DA探针避光（37 ℃）孵育20 min，PBS洗涤3次（5 min/次）。加入0.25%胰酶（不含EDTA）消化收集细胞，PBS重悬后经40 μm细胞筛过滤。采用BD FACSCanto II流式细胞仪（激发波长488 nm，发射通道525 nm）检测10 000个细胞/样本，FlowJo 10.8.1软件分析DCF荧光强度。含细胞爬片的实验组经4%多聚甲醛室温固定15 min，抗淬灭剂封片后，使用共聚焦显微镜于488 nm激发波长下采集荧光图像。

1.3 统计学分析

实验数据的统计学处理通过SPSS 27.0软件完成。计量资料以均数±标准差的方式呈现，组间比较采用单因素方差分析或t检验进行对比。当P<0.05时认为差异具有统计学意义。。

2 结果

2.1 VA干预缓解DSS诱导的小鼠肠炎症状

经2.5% DSS诱导的结肠炎模型组小鼠表现出显著病理特征：自干预第4天起，实验组小鼠体质量开始逐渐下降（P<0.05，图1A），同时DAI评分持续升高（P<0.05，图1B）。而80 mg/kg VA干预组则逆转了上述病理变化。进一步形态学分析显示，VA处理可有效改善DSS诱导的结肠缩短现象，实验组结肠长度较模型组增加（P<0.05，图1C、D）。

2.2 VA减轻DSS诱导的小鼠肠组织损伤

HE染色显示，DSS诱导的结肠炎模型组呈现典型病理特征：黏膜下层可见弥漫性炎症细胞浸润，隐窝结构扭曲伴杯状细胞缺失，组织病理学评分高于WT组（P<0.05，图2A、B）。AB-PAS染色进一步揭示，DSS组小鼠结肠杯状细胞数量较WT组减少，VA组小鼠上述情况得到改善（P<0.05，图2C、D）。

2.3 VA调控DSS小鼠结肠组织炎症因子的表达

ELISA结果显示，与WT组小鼠相比，2.5%DSS诱导的小鼠结肠中的促炎因子IL-6和TNF-α升高，而抗炎因子IL-10却降低；而经VA治疗后拮抗了这些因子的改变（P<0.05，图3）。

2.4 VA通过调节紧密连接蛋白表达缓解DSS诱导小鼠肠道屏障功能障碍

免疫荧光染色显示：与WT组小鼠相比，DSS模型组结肠上皮细胞中Claudin-1和ZO-1的表达下调，而经VA治疗后两者表达量明显得到了恢复（图4A）。Western blotting进一步证实，与DSS组小鼠相比，经VA治疗组肠黏膜组织Claudin-1和ZO-1的蛋白表达量较DSS组升高（P<0.05，图4B）。

2.5 VA在DSS诱导的小鼠中重塑结肠氧化还原稳态

小鼠结肠氧化应激检测指标结果显示，与WT组相比，DSS模型组小鼠结肠组织呈现氧化应激表型：GSH与SOD水平明显下降；而MDA和COX-2水平却异常升高（P<0.05，图5）。经VA治疗后上述趋势被明显地逆转，VA在治疗中重建氧化还原稳态（P<0.05，图5）。

2.6 VA抑制H₂O₂诱导的Caco-2细胞活性氧蓄积

DCFH-DA荧光探针检测显示：H₂O₂组细胞内ROS荧光轻度较对照组升高，呈现全细胞区室弥散性强荧光；而VA处理组细胞内ROS荧光强度降低（图6A）。流式细胞术定量分析进一步证实：H₂O₂组ROS阳性细胞比例达（85.23±1.03）%，较Control组（24.13±0.53）%升高（P<0.05），而VA-C组下调至（62.66±0.62）%（P<0.05，图6B）。

2.7 VA通过调控Claudin-1/ZO-1表达修复H₂O₂诱导的Caco-2细胞紧密连接损伤

免疫荧光染色结果显示：H₂O₂组Caco-2细胞中Claudin-1和ZO-1的荧光信号较对照组减弱，且呈现胞质内点状异常定位；而VA-C组细胞的荧光信号强度增强，且紧密连接蛋白定位恢复（图7A）。Western blotting进一步定量分析证实：H₂O₂组细胞中Claudin-1和ZO-1蛋白表达量较空白对照组降低，而其经VA干预后上调（P<0.05，图7B）。

2.8 VA通过激活Nrf2/HO-1通路改善结肠炎小鼠肠道氧化应激损伤

体内实验显示：DSS模型组结肠组织Nrf2和HO-1的荧光强度较WT组下降，而VA治疗后两者表达量明显得到了改善（图8A）。Western blotting检测进一步证实，小鼠结肠组织及Caco-2细胞中Nrf2核蛋白及HO-1蛋白表达。体内实验显示，与对照组（WT组）相比，DSS模型组小鼠结肠组织细胞内Nrf2和HO-1蛋白含量较对照组下降；而VA干预后Nrf2和HO-1蛋白表达上调（P<0.05，图8D）。体外实验模型中，H₂O₂处理的Caco-2细胞细胞内Nrf2及HO-1较对照组表达降低；而其经VA预处理后得到了明显提高（P<0.05，图8E）。为明确通路特异性，采用Nrf2抑制剂ML385进行干预：免疫荧光染色提示VA＋ML385组的ROS蓄积表达较VA-C组增强，以及流式细胞术显示VA+ML385组ROS阳性率较VA-C组提高了13.62%（图8B、C）。

3 讨论

本研究首次揭示天然化合物VA通过激活Nrf2/HO-1信号通路，对DSS诱导的小鼠实验性结肠炎发挥调节改善作用，其核心机制涉及重建氧化还原稳态与修复肠屏障功能。鉴于氧化应激和肠屏障功能障碍是IBD发病的核心环节^［13］，该发现为探索靶向Nrf2通路的天然药物干预IBD提供了新的实验依据。

天然植物单体化合物具有强大的抗炎作用，在炎症相关性疾病包括IBD的治疗中表现出极大的药理价值^［14］。藜芦酸是一种天然存在于蓝莓、葡萄、蜂胶等果蔬及植物中的苯甲酸衍生物，具有极大的其抗氧化和抗炎潜力^［15］。在肝脏再灌注损伤模型中，VA已被证实可改善氧化应激水平^［8］，而本研究首次将其应用拓展至肠道炎症领域，本研究证实，VA缓解了DSS小鼠体质量下降、DAI评分升高及结肠缩短等肠炎表现，其效果与文献报道的其他天然氧化应激信号通路激活剂（如姜黄素）在同类模型中的干预作用相当^［16］。从机制上看，VA通过下调促炎因子TNF-α、IL-6并上调抗炎因子IL-10的表达，重塑了结肠组织的炎症微环境，这与Nrf2激活后抑制NF-κB通路的经典抗炎机制一致^{［17， 18］}，证明了VA在炎症性肠病中所具有抗炎与氧化应激改善作用。肠屏障损伤同时也是IBD的重要病理特征^［19-21］，氧化应激损伤在其中起着关键作用，其可以直接损伤肠上皮细胞，从而破坏肠道屏障的完整性^{［22， 23］}，加快疾病进展。为此我们进一步探索了VA对肠屏障的作用，免疫荧光与Western blotting结果显示，VA可显著恢复肠黏膜组织中紧密连接蛋白ZO-1和Claudin-1的表达与定位，这与DSS模型中氧化应激导致紧密连接蛋白降解的现象形成鲜明对比^［24］。此外，VA还能缓解结肠炎小鼠结肠组织中杯状细胞的丢失（杯状细胞是肠道上皮的一种重要细胞类型，主要负责分泌黏液，形成保护性的黏液层，从而防止有害物质和病原体直接接触和侵害肠上皮细胞^{［25， 26］}）。杯状细胞数量的增加意味着肠道黏膜屏障的增强，这有助于维护肠道的稳态，减少炎症和感染的风险^［27］。以上结果证实，VA可能通过抑制炎症因子的水平及减少小鼠结肠组织中杯状细胞丢失进而缓解DSS诱导的肠屏障损伤。

氧化应激是炎症性肠病（IBD）发生发展的核心驱动因素之一^［28］，其特征为活性氧（ROS）过度生成与抗氧化防御系统失衡，这是形成IBD病理进程的关键环节。在DSS模型中表现为抗氧化酶SOD、GSH活性降低及氧化损伤标志物MDA、COX-2水平升高^［29］。我们的研究发现，VA可通过激活Nrf2/HO-1信号通路逆转这一失衡状态。此外，VA的抗氧化作用在多种疾病模型中均有明确报道。例如，在肝脏再灌注损伤模型中，VA通过提升SOD/GSH活性、降低MDA水平，减轻肝细胞氧化损伤^［8］；在非酒精性脂肪肝（NAFLD）模型中，VA可抑制肝细胞脂质过氧化，改善肝损伤^［30］。这表明，VA的抗氧化特性具有跨疾病模型的普适性，其核心在于通过增强内源性抗氧化防御系统，抑制ROS介导的细胞损伤。而体外实验也显示，VA降低了H₂O₂诱导的Caco-2细胞ROS蓄积，且该效应能被Nrf2抑制剂ML385部分抵消。此结果与VA通过Nrf2通路减轻肝损伤^［8］、Nrf2激活剂修复结肠炎肠屏障等报道一致^［31］，证实VA通过靶向Nrf2/HO-1通路在抗氧化、抗炎及肠屏障修复中发挥协同保护作用，为IBD治疗提供了新的天然化合物干预策略。

尽管取得重要进展，本研究仍存在局限性。首先，VA的体内药代动力学特征（如生物利用度、组织分布）及长期给药安全性尚未明确，需进一步通过药代实验和毒理学研究验证；其次，肠道菌群在IBD发病中的作用已被广泛认可^{［32， 33］}，但本研究未探讨VA对菌群的影响，未来可结合宏基因组学分析其是否通过调节菌群协同改善肠炎。此外，VA是否与其他信号通路（如NF-κB、AMPK）存在交互作用，仍需后续实验深入探究。最后，研究仅采用急性DSS结肠炎模型，VA在慢性IBD模型或克罗恩病中的疗效及作用差异，需通过长期实验和临床试验进一步确认。

综上，本研究证实藜芦酸可通过激活Nrf2/HO-1通路，有效改善IBD相关氧化应激损伤与肠屏障功能障碍，这为炎症性肠病治疗药物的研发提供新的理论依据。

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基金资助

安徽省临床医学研究转化专项(202427b10020093)

安徽省卫生健康委科研项目(AHWJ2024Aa40007)

安徽省高校优秀科研创新团队项目(2023AH010067)

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