石菖蒲挥发油通过抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路介导的小胶质细胞极化改善大鼠抽动障碍

Volatile oil from Acorus tatarinowii Schott ameliorates tic disorder in rats by inhibiting TLR4/MyD88/NF-κB-mediated microglial polarization

摘要

目的 探讨石菖蒲挥发油（VOA）通过TLR4/MyD88/NF-κB通路调控小胶质细胞（MG）抗抽动的机制。 方法 48只3周龄SD大鼠，随机分为空白组（n=8）和模型制备组（n=40），采用腹腔注射亚氨基二丙腈诱导TD模型，将模型制备组大鼠随机分为模型组、硫必利组（47.91 mg/kg）、VOA组（51.12 mg/kg）、TAK-242组（3 mg/kg）和VOA+TAK242组（51.12 mg/kg+3 mg/kg），每组8只，1次/d，干预28 d。干预结束后，评估大鼠行为学变化情况，采用尼氏染色观察纹状体神经元形态改变，ELISA法检测大鼠血清、纹状体中TNF-α、C1q、TGF-β、VEGF含量，RT-PCR、Western blotting法检测观察大鼠纹状体中TLR4、MyD88、NF-κB p65的mRNA和蛋白的表达情况，免疫细胞荧光染色检测NF-κB p65入核情况、MG特异性标志物Iba1、M1型、M2型标记蛋白CD86、CD206的表达水平。 结果 与模型组相比较，VOA组大鼠抽动样行为评分降低（P<0.01），纹状体神经元损伤改善；血清及纹状体中TNF-α、C1q水平降低（P<0.01）、TGF-β、VEGF水平升高（P<0.01）；纹状体中TLR4、MyD88、NF-κB p65 mRNA和蛋白相对表达量水平降低（P<0.01），NF-κB p65 入核减少（P<0.05），Iba1、CD86相对荧光强度减弱（P<0.01），Iba1、CD206相对荧光强度增强（P<0.01）。 结论 VOA通过降低MG的活化及极化状态，进而抑制脑内炎症水平改善抽动症状，其作用机制可能与抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路有关。

Abstract

Objective To investigate the mechanism by which Acorus tatarinowii Schott volatile oil (VOA) alleviates tic disorder (TD) in rats. Methods Forty-eight 3-week-old SD rats were randomly divided into blank group (n=8) and TD model group with intraperitoneal injection of iminodipropionitrile (n=40). The rat models were further randomized into 5 groups (n=8) for treatment with daily gavage of saline (model group), tiapride (47.91 mg/kg) or VOA (51.12 mg/kg), intraperitoneal injection of TAK-242 (a TLR4 inhibitor; 3 mg/kg), or both VOA gavage and TAK242 injection for 28 days. Behavioral changes of the rats were assessed, and Nissl staining was used to observe neuronal morphology in the striatum. The levels of TNF-α, C1q, TGF-β, and VEGF in the serum and striatum were measured using ELISA. The mRNA and protein expressions of TLR4, MyD88, and NF‑κB p65 in the striatum were detected using RT-PCR and Western blotting, and NF‑κB p65 nuclear translocation and expressions of Iba1 (a MG-specific marker), CD86 and CD206 were analyzed using immunofluorescence staining. Results VOA treatment significantly reduced tic-like behavior scores and ameliorated striatal neuronal damage in the rat models, resulting also in lowered levels of TNF-α and C1q and increased levels of TGF-β and VEGF in both the serum and striatum, decreased mRNA and protein expression levels of TLR4, MyD88, and NF‑κB p65 in the striatum, and reduced nuclear translocation of NF‑κB p65. Immunofluorescence staining revealed significantly weakened expressions of Iba1 and CD86 and enhanced CD206 expression in the striatum of VOA-treated rats. All these ameliorative effects of VOA were significantly attenuated by treatment with TAK-242. Conclusion VOA alleviates tic symptoms in rats by inhibiting microglia activation and polarization to reduce neuroinflammation possibly through suppression of the TLR4/MyD88/NF-κB signaling pathway.

Graphical abstract

关键词

抽动障碍 / 小胶质细胞 / TLR4/MyD88/NF-κB通路 / 石菖蒲挥发油

Key words

tic disorders / microglia / Toll-like receptor 4/myeloid differentiation factor 88/nuclear factor kappa-B pathway / volatile oil of Acorus tatarinowii Schott

抽动障碍（TD）是以面部抽动、四肢不自主运动及发声性抽动为临床特征的儿童神经发育障碍性疾病^［1］，由于抽动症状的特殊性，给患儿的生长发育和心理健康带来了极大地影响^［2］。目前主要的研究认为TD的病理机制是由于脑内神经递质（如多巴胺）的失衡所致，然而，越来越多的证据表明，免疫功能障碍及其介导的神经炎症是TD发病的关键环节^［3］。小胶质细胞（MG）作为中枢神经系统固有的免疫效应细胞，在TD患者及模型动物的纹状体中均观察到MG的异常活化^［4］。活化的MG可极化为促炎的M1表型或抗炎的M2表型，M1/M2型失衡导致炎症加剧，损伤神经元；此外，M1型MG释放的炎症介质可进一步改变神经递质受体的表达与功能，并影响神经递质的合成与释放，从而在神经炎症与神经递质失衡之间形成恶性循环，共同推动TD的病理进程。

Toll样受体4/髓样分化因子88/核转录因子‑κB（TLR4/MyD88/NF-κB）是调控MG极化的核心通路之一，TLR4激活后可经由MyD88依赖性途径促使NF-κB入核，启动M1型相关促炎因子的转录，加剧神经炎症^［5］，因此，靶向该通路以调控MG极化，已成为TD干预的潜在新策略。石菖蒲是中医治疗TD的常用药物，课题组前期证实以其为君药的复方制剂可显著缓解儿童TD症状^［6］。石菖蒲挥发油（VOA）是其主要活性成分，易通过血脑屏障^［7，8］，且前期研究证明其可通过调节神经递质与突触可塑性发挥抗抽动作用^［9，10］。然而，VOA是否通过调控TLR4/MyD88/NF-κB信号通路，进而影响MG极化以改善TD，尚待阐明。

为此，本研究首先通过腹腔注射亚氨基二丙腈（IDPN）建立公认的TD大鼠模型，进而阐明VOA是否通过调控TLR4/MyD88/NF-κB通路及MG极化，发挥其抗抽动作用。

1 材料和方法

1.1 动物

48只3周龄、雄性、SPF级SD大鼠，体质量60±10 g（动物合格证号：No.62001000000738），购自甘肃中医药大学动物实验中心，实验单位使用许可证号：SYXK（甘）2020-0009。本实验经甘肃中医药大学实验动物伦理委员会批准（伦理批号：2023-206）。

1.2 药物

石菖蒲（VOA四川宏康源药业有限公司，生产批号：230401）的制备参照《中华人民共和国药典》2020年版（四部）通则中“2204挥发油测定法”中的“甲法”进行提取^［11］，采用气相色谱-质谱联用技术（GC-MS）技术对其进行分离与鉴定，共检出1624种成分，成分表详见前期研究^［9］。硫必利（江苏恩华药业股份有限公司）；IDPN（Sigma）。

1.3 试剂

尼氏染色试剂盒、白细胞介素-10（IL-10）、转化生长因子-β（TGF-β）、补体第1成分q（C1q）、肿瘤坏死因子-α（TNF-α）、血管内皮生长因子（VEGF）（北京索莱宝有限生物公司）；兔源离子钙结合适配器分子1（Iba1）（abcam），CD206一抗（CST），CD86、MyD88、NF-κBp65、p-NF-κBp65、TLR4一抗（北京博奥森生物技术有限公司）；TLR4抑制剂TAK-242（上海源叶生物科技有限公司）。

1.4 仪器

酶标仪（ThermoFisher Scientific，Multskan MK3）；荧光倒置显微镜（OLYMPUS，IX51）；伯乐电泳仪（Bio-Rad，BIO RAD POWER PAC 3000）；Motic全景扫描仪（麦克奥迪实业集团有限公司，MotiEasyScan）。实时定量PCR仪（Bio-Rad，Iq5）。

1.5 造模

造模期间在每日固定时间采用腹腔注射 IDPN（300 mg·kg^-1·d^-1，连续 7 d）的方法建立TD大鼠模型。在末次给药后次日，依据表 1 行为学评分标准对大鼠抽动样行为进行评估。所有大鼠评分均≥2分，确认模型成功建立^［12］。

1.6 分组及给药

将大鼠随机分为空白组（8只）和模型组制备组（40只），造模成功后，将模组制备大鼠随机分为模型组、硫必利组（临床阳性对照）、VOA组、TAK-242组（TLR4通路抑制剂）和VOA+TAK242组（通路依赖性验证），每组8只。硫必利给药剂量先依据临床小儿用量（300 mg/d，分3次口服）通过人体体表面积转化法换算为成人剂量（532.31 mg/kg），再根据人和大鼠用药剂量换算大鼠用量，最终硫必利组给予47.91 mg/kg硫必利药液灌胃；VOA给药剂量参照前期研究^［9］（相当于成人等效剂量的4倍，此剂量课题组前期实验为抗抽动最佳改善剂量），给与修改为给予51.12 mg/kg VOA灌胃，TAK-242组腹腔注射TAK-242 3 mg/kg^［13］，VOA+TAK242组在给与修改为给予VOA的基础上腹腔注射TAK-242；其余各组给予等容量生理盐水灌胃，持续28 d。

1.7 样品采集、处理

随机选取各组大鼠（n=3），先心脏采血，离心分离血清，随后在冰盘上迅速剥离全脑，分离纹状体组织，血清及纹状体置于-80 ℃保存，待测；另取各组大鼠（n=5）进行心脏灌注后，取全脑，分离出纹状体，固定于4 ℃、4 %多聚甲醛中，用于组织学检测。

1.8 指标检测

1.8.1 大鼠行为学评定

在观察点（28 d），由经培训且对分组设盲的独立观察员，采用双盲法对各组大鼠依据表1进行抽动行为观察与评分。

1.8.2 尼氏染色观察纹状体神经元形态改变

取经4 %多聚甲醛固定后纹状体，常规石蜡包埋、切片，随即二甲苯和梯度乙醇脱蜡复水处理，冲洗后尼氏染色液染色，乙醇梯度脱水，二甲苯透明，中性树胶封固，显微镜下分析、拍照。

1.8.3 ELISA法检测大鼠血清、纹状体中炎症因子含量 取大鼠血清、纹状体组织，经匀浆、离心处理后，取上清液，通过ELISA法检测TGF-β、VEGF、TNF-α、C1q含量。

1.8.4 RT-PCR法检测观察大鼠纹状体中TLR4、MyD88、NF-κB的mRNA表达情况

取大鼠纹状体，提取总RNA，参照逆转录试剂盒操作逆转录为cDNA，反应条件37 ℃、15 min，85 ℃、5 s；RT-PCR参照说明书进行，95 ℃、10 s，60 ℃、20 s，72 ℃、20 s，收集荧光，共40个循环。溶解曲线制备60 ℃-95 ℃、0.5 ℃/S，利用基因2^-△△Ct值进行分析。本实验涉及的引物由上海生工生物工程技术服务有限公司合成制作，PCR引物序列见表2。

1.8.5 Western blotting法检测观察大鼠纹状体中TLR4、MyD88、NF-κB蛋白的表达情况

取 -80 ℃ 冻存纹状体组织，按 RIPA 试剂盒说明书提取总蛋白，BCA 法测定浓度并变性。经 SDS-PAGE 电泳、转膜后，5% BSA 室温封闭 2 h。依次加入兔源一抗：Anti-TLR4、Anti-MyD88、Anti-NF-κB p65、Anti-p-NF-κB p65（1∶1000），4 ℃ 孵育过夜；随后加入羊抗兔二抗（1∶400） 室温孵育 2 h。TBST 洗膜 3×5 min 后，ECL 显影。使用 Image J 软件分析条带灰度值，以 GAPDH 为内参计算目标蛋白相对表达量。

1.8.6 免疫荧光染色检测纹状体中NF-κB p65入核情况 取纹状体石蜡切片，经脱蜡复水处理、抗原修复、封闭后添加NF-κB p65 一抗工作液（1∶200），于4 ℃湿盒内孵育过夜，PBST缓冲液洗涤后添加荧光标记二抗工作液（1∶1000），37 ℃避光孵育30 min，再次洗涤后添加DAPI核复染，封片后在荧光显微镜下图像采集与分析。

1.8.7 免疫细胞荧光染色检测Iba1、CD86、CD206的表达水平

4%多聚甲醛固定的纹状体组织包埋切片，脱蜡，水化，柠檬酸钠热修复，过氧化氢常温封闭30 min，加入一抗（1∶200）湿盒4 ℃冰箱过夜。37 ℃复苏35 min，PBS洗5 min×3次；滴加荧光素标记的与一抗来源相匹配的二抗（1∶400），37 ℃孵育40 min，PBS洗脱，滴加DAPI室温染核5 min，PBS清洗，封片，荧光显微镜采集图像，Image J软件定量分析阳性区域面积。

1.9 统计学分析

采用SPSS 27.0软件进行统计分析，计量资料采用均数±标准差表示，Graphpad Prism 9.5作图，组间比较采用单因素方差分析，以P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 VOA改善TD模型大鼠抽动行为

造模后，各组大鼠运动行为、刻板行为评分均大于2分且各组之间无统计学差异（P>0.05）；各组大鼠抽动行为评分在干预期间成下降趋势，在干预第28 天，VOA组运动行为（图1a）、刻板行为（图1b）评分均小于硫必利组及TAK-242组（P<0.05或P<0.01）。行为学结果显示VOA干预降低了TD模型大鼠的抽动样行为评分，其效果优于硫必利、TAK-242单独使用。

2.2 VOA改善TD模型大鼠纹状体神经元损伤

尼氏染色结果显示（图2），空白组纹状体神经元细胞分布密集，结构清晰，形态完好，数量正常，排列整齐，空泡变性较少；与空白组相比，模型组神经元细胞数量明显减少，尼氏小体稀疏、排列紊乱、胞体皱缩；与模型组相比，硫必利组无明显改善，VOA组、TAK-242组纹状体神经元细胞结构较为完整，胞体皱缩现象减少，细胞数量有所增加，细胞整体形态与排列情况明显改善，两者之间无明显差异； VOA+TAK-242组胞体皱缩现象明显改善，趋于空白组（图2）。

2.3 VOA降低 TD模型大鼠血清和纹状体中炎症因子水平

与空白组相比，模型组血清、纹状体中TNF-α、C1q水平升高（P<0.01，图3a、b、e、f），TGF-β、VEGF水平降低（P<0.01，图3c、d、g、h）；与模型组相比，VOA组、TAK-242组、VOA+TAK-242组血清、纹状体中TGF-β、VEGF水平升高（P<0.01），TNF-α、C1q水平降低（P<0.01）；与VOA组相比较，VOA+TAK-242组血清、纹状体中TNF-α、C1q水平降低（P<0.01，图3a、b、e、f），TGF-β、VEGF水平升高（P<0.01，图3c、d、g、h）。

2.4 VOA抑制TD模型大鼠纹状体TLR4/NF-κB/MyD88通路mRNA表达

与空白组相比，模型组TLR4、NF-κB p65、MyD88 mRNA相对表达量升高（P<0.01或P<0.05）；与模型组相比，VOA组、TAK-242组、VOA+TAK-242组TLR4、NF-κB p65、MyD88 mRNA相对表达量降低（P<0.01）；与VOA组，VOA+TAK-242组NF‑κB p65、MyD88 mRNA相对表达量降低（P<0.01，图4）。

2.5 VOA抑制TD模型大鼠纹状体TLR4/NF-κB/MyD88通路蛋白表达

与空白组相比，模型组纹状体中TLR4、MyD88、NF-κB p65、NF-κB p-p65蛋白表达增加（P<0.01）；与模型组相比，VOA组、TAK-242组、VOA+TAK-242组TLR4、MyD88、NF-κB p65、NF-κB p-p65蛋白相对表达降低（P<0.01）；与VOA组相比，VOA+TAK-242组TLR4、MyD88、NF-κB p65、NF-κB p-p65蛋白相对表达水平降低（P<0.01，图5b~e）。

2.6 VOA可降低TD模型大鼠纹状体中 NF-κB核转位

采用免疫荧光双染法观察NF-κB p65在纹状体细胞中的核转位情况，并统计细胞核内NF-κB p65阳性（即DAPI与NF-κB p65双阳性）细胞数占NF-κB p65总阳性细胞数的百分比。结果显示，与空白组相比，模型组大鼠纹状体中NF-κB p65核转位阳性细胞比例升高（P<0.01），与模型组相比，VOA组、TAK-242组、VOA+TAK-242组鼠纹状体中NF-κB p65核转位阳性细胞比例降低（P<0.01），而硫必利组未见明显变化（P>0.05）；与VOA组相比较，VOA+TAK-242组鼠纹状体中NF-κB p65核转位阳性细胞比例进一步降低（P<0.01，图6）。

2.7 VOA抑制TD模型大鼠小胶质细胞M1型极化并促进M2型极化

荧光定量分析显示，与空白组相比，模型组MG标记蛋白Iba1、M1型MG标记蛋白CD86荧光强度升高（P<0.01），M2型MG标记蛋白CD206荧光强度降低（P<0.01）；与模型组相比，VOA组、TAK-242组、VOA+TAK-242组Iba1、CD86荧光强度降低（P<0.01），CD206荧光强度升高（P<0.01）；与VOA组相比，VOA+TAK-242组Iba1、CD86荧光强度降低、CD206荧光强度升高（P<0.01，图7）。

3 讨论

TD的发病机制主要集中于脑内单胺类神经递质紊乱，临床上亦多以硫必利等神经递质调节剂作为一线用药。然而，此类药物仅对部分患儿有效^［14］，提示TD可能存在其他关键发病机制。近年来，免疫炎症在TD中的作用日益受到关注，临床观察发现，TD患者体内促炎因子如TNF-α、IL-6、IL-1β水平显著升高^［15］，CCL5等免疫相关因子也被确定为TD的风险因子^［16］。基于此，提出了“神经炎症致抽”的假说：当机体受感染或自身免疫等因素激活免疫系统后，外周促炎因子可进一步激活脑内纹状体中的MG，进而通过引发局部神经炎症与信号传递障碍，导致抽动症状的产生^［17-19］。MG作为中枢神经系统固有的主要免疫细胞，在维持神经稳态中扮演着核心角色^{［20，21］}。在病理状态下，活化的MG可极化为不同的功能表型，其中M1型（促炎型）通过释放TNF-α、C1q等介质，加剧神经炎症与损伤；而M2型（抗炎型）则通过分泌TGF-β、VEGF等因子，发挥抗炎、修复及神经营养作用^{［22，23］}。研究证实，在TD模型大鼠脑中，M1型标志物表达上调而M2型标志物表达下调^［24］，这表明MG的极化失衡是TD神经炎症的核心环节。TLR4/MyD88/NF-κB信号通路是调控MG极化的关键枢纽，其激活能驱动NF-κB核转位，进而启动M1型相关促炎因子的转录^［25］。

综上，为验证VOA是否通过调控TLR4/MyD88/NF-κB通路介导的MG极化来改善TD，本研究采用IDPN诱导的TD大鼠模型，该模型不仅能模拟TD典型抽动的样行为，更能有效再现神经炎症病理状态。研究显示，IDPN可激活脑内MG，促进其向M1表型极化，并伴随纹状体及外周促炎因子水平升高^［26］；转录组学分析证实，IDPN模型大鼠纹状体中NF-κB与TNF信号通路被激活，成为最显著的富集项^［27］，从分子层面直接揭示了其神经炎症的本质。因此，该模型为本研究提供了理想且可靠的实验载体。本研究选取血清及纹状体中的典型炎症因子作为评价指标，并设置了多层次的干预组：以硫必利组作为临床阳性对照，首先评估VOA本身的抗抽动效果，进而设置TAK-242组，通过特异性抑制TLR4以验证该通路在TD神经炎症中的核心作用，最后，通过VOA与TAK-242的联合应用进一步明确VOA的抗抽动作用是通过抑制该通路实现。

石菖蒲是开窍药的典型代表，是治疗TD、多动症、癫痫的常用药物，VOA是其核心成分，其在癫痫、阿尔茨海默症等中枢神经系统疾病的机制已有探究^{［28， 29］}，但在TD的机制尚未有研究。因此，本研究采用IDPN构建TD模型，经VOA干预28 d后抽动行为有明显的缓解，且效果优于硫必利组，显示VOA具有一定的抗抽动效应，且可以改善纹状体神经元病理损伤。既往实验证明IDPN可引起促炎因子与抑炎因子失衡，引发免疫功能障碍^［30］，本研究结果显示TD大鼠血清、纹状体中抑炎因子TGF-β、VEGF含量降低，促炎因子TNF-α、Cq1水平升高，与上述报道一致。进一步对MG的活化及极化采用免疫荧光进行检测，TD模型大鼠Ibal、CD86相对荧光强度升高，CD206相对荧光强度降低，表明在模型组中MG被激活并向促炎表型极化，提示TD模型存在神经炎症。对血清和纹状体中炎症因子进行检测显示VOA可升高TGF-β、VEGF含量，降低TNF-α、C1q，VOA干预后MG活化程度降低，M1向M2型转化，缓解了神经炎症。

TLR4/MyD88/NF-κB通路是炎症调控的关键通路^［31］，TLR4识别病原体后通过MyD88依赖性信号激活NF-κB，促使其亚基（如p50、p65）磷酸化并转移至细胞核，启动炎症因子表达，启动和放大炎症反应^［32］。MG作为中枢免疫细胞，其TLR4激活可诱导M1型极化并释放促炎因子，而抑制该通路可能通过促进M2型极化缓解神经炎症^［33］。研究显示IDPN诱发的TD模型可以引起TLR4、MyD88、NF-κB蛋白和mRNA相对表达水平，同时伴随NF‑κB p65 入核显著增多，表明TLR4/MyD88/NF‑κB通路被激活，VOA 干预后，TLR4、MyD88、NF-κB蛋白和mRNA表达降低，NF-κB p65核转位减少，表明该通路活性受抑。已有研究证明了TLR4/MyD88/NF-κB信号通路在TD动物模型中调节神经炎症的作用^［34］，与之不同的是本研究利用TLR4抑制剂TAK-242阻断该通路，验证VOA是否通过TLR4/MyD88/NF-κB信号抑制MG介导的炎症反应，从而改善TD症状，结果显示TAK-242单独使用可产生与VOA相似的抗抽动及抑制M1极化的效果，而VOA与TAK-242联用后，NF‑κB p65核转位进一步减少，TGF-β、VEGF升高幅度及TNF-α、C1q下降程度均显著优于单用VOA，提示阻断TLR4通路可协同增强VOA的抗炎效应。综上，VOA通过靶向TLR4/MyD88/NF-κB通路调控MG表型转化，抑制促炎因子释放，从而缓解中枢炎症并改善TD症状。值得注意的是，对照药物硫必利虽然表现出一定的行为改善趋势，但在改善纹状体神经元损伤、抑制TLR4通路激活以及调节MG极化方面效果不及VOA显著，这提示硫必利主要通过调节神经递质平衡发挥作用，而VOA则更侧重于调控神经免疫炎症通路。

本研究的不足在于仅从MG表型转化的角度探讨了VOA通过调节神经炎症对TD的干预作用，同为胶质细胞的星形胶质细胞在神经炎症也具有重要作用，还需进一步探究星形胶质细胞活化在TD发病中的作用，尤其是星形胶质细胞与MG的交互作用对神经炎症的协同调控效应，明确其对多类型胶质细胞的综合干预机制，构建包含星形胶质细胞、MG等胶质细胞的体外共培养模型，系统揭示VOA抗抽动的细胞互作网络，验证VOA调节神经免疫稳态的潜在治疗价值。

综上所述，IDPN构建的TD模型大鼠存在促炎与抑炎因子失衡且TLR4/MyD88/NF-κB通路处于激活状态，MG被激活并向M1型极化，说明神经炎症是TD重要的病理环节。而VOA可以抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路的活性，降低MG的活化并促进向M2型极化，缓解神经炎症，发挥抗抽动效应。

参考文献

[1] Halvorsen MW. Tourette syndrome and chronic tic disorders[J]. Psychiatr Clin North Am, 2025, 48(2): 281-92. doi：10.1016/j.psc.2025.01.006

[2] Bai L, Jin M, Zhang Q, et al. Progress in research on nutrition, neuroinflammation and dopaminergic alterations in Tic disorders[J]. Front Pediatr, 2025, 13: 1526117. doi：10.3389/fped.2025.1526117

[3] Wu XN, Hao JJ, Jiang KY, et al. Neuroinflammation and pathways that contribute to Tourette syndrome[J]. Ital J Pediatr, 2025, 51(1): 63. doi：10.1186/s13052-025-01874-3

[4] Wang YF, Fasching L, Wu FN, et al. Interneuron loss and microglia activation by transcriptome analyses in the basal Ganglia of tourette disorder[J]. Biol Psychiatry, 2025, 98(3): 260-70. doi：10.1016/j.biopsych.2024.12.022

[5] Fang Q, Cai YH, Yang YT, et al. Curcumin attenuated neuroinflammation via the TLR4/MyD88/NF‑κB signaling way in the juvenile rat hippocampus following kainic acid-induced epileptic seizures[J]. Metab Brain Dis, 2024, 39(7): 1387-403. doi：10.1007/s11011-024-01401-z

[6] 栾文燕. 菖蒲郁金汤加减治疗痰火扰神型儿童抽动障碍的临床观察[D]. 兰州: 甘肃中医药大学, 2024.

[7] Chen L, Li JX, Zhang WH, et al. Antiepileptic effects of Acorus tatarinowii schott in a rat model of epilepsy: regulation of metabolic axes and gut microbiota[J]. Biology (Basel), 2025, 14(5): 488. doi：10.3390/biology14050488

[8] Huang JH, Xu ZW, Yu CS, et al. The volatile oil of Acorus tatarinowii Schott ameliorates Alzheimer's disease through improving insulin resistance via activating the PI3K/AKT pathway[J]. Phytomedicine, 2024, 135: 156168. doi：10.1016/j.phymed.2024.156168

[9] Feng P, Chen YH, Sun KX, et al. Volatile oil from Acori graminei Rhizoma affected the synaptic plasticity of rats with tic disorders by modulating dopaminergic and glutamatergic systems[J]. J Ethnopharmacol, 2024, 335: 118676. doi：10.1016/j.jep.2024.118676

[10] 丁艳琴, 冯 鹏, 王明露, 等. 石菖蒲挥发油对抽动障碍大鼠CX3CL1/CX3CR1信号轴及神经炎症的影响[J]. 中成药, 2025, 47(6): 1825-33.

[11] 中华人民共和国药典:四部 [S]. 2020: 233.

[12] Al Kadasah S, Al Mutairy A, Siddiquei M, et al. Pentoxifylline attenuates iminodipropionitrile-induced behavioral abnormalities in rats[J]. Behav Pharmacol, 2009, 20(4): 356-60. doi：10.1097/fbp.0b013e32832ec5ea

[13] Dong JB, Liao Y, Wu BH. TAK-242 ameliorates epileptic symptoms in mice by inhibiting the TLR4/NF‑κB signaling pathway[J]. Ann Transl Med, 2022, 10(14): 795. doi：10.21037/atm-22-2707

[14] Johnson KA, Worbe Y, Foote KD, et al. Tourette syndrome: clinical features, pathophysiology, and treatment[J]. Lancet Neurol, 2023, 22(2): 147-58. doi：10.1016/s1474-4422(22)00303-9

[15] Chi S, Mok YE, Kang JE, et al. Cytokine levels reflect tic symptoms more prominently during mild phases[J]. BMC Neurosci, 2023, 24(1): 57. doi：10.1186/s12868-023-00830-3

[16] You HZ, Zhang J, Du YN, et al. Association of elevated plasma CCL5 levels with high risk for tic disorders in children[J]. Front Pediatr, 2023, 11: 1126839. doi：10.3389/fped.2023.1126839

[17] Wang YF, Fasching L, Wu FN, et al. Interneuron loss and microglia activation by transcriptome analyses in the basal Ganglia of tourette disorder[J]. Biol Psychiatry, 2025, 98(3): 260-70. doi：10.1016/j.biopsych.2024.12.022

[18] Takahashi N, Kato H, Nawa Y, et al. The role of inflammation in the development of tic symptoms in subjects with ADHD[J]. Brain Behav Immun Health, 2025, 45: 100981. doi：10.1016/j.bbih.2025.100981

[19] Tsetsos F, Yu DM, Sul JH, et al. Synaptic processes and immune-related pathways implicated in Tourette syndrome[J]. Transl Psychiatry, 2021, 11(1): 56.

[20] Matuleviciute R, Akinluyi ET, TAOMuntslag, et al. Microglial contribution to the pathology of neurodevelopmental disorders in humans[J]. Acta Neuropathol, 2023, 146(5): 663-83. doi：10.1007/s00401-023-02629-2

[21] Lukens JR, Eyo UB. Microglia and neurodevelopmental disorders[J]. Annu Rev Neurosci, 2022, 45: 425-45. doi：10.1146/annurev-neuro-110920-023056

[22] Guo SR, Wang H, Yin YF. Microglia polarization from M1 to M2 in neurodegenerative diseases[J]. Front Aging Neurosci, 2022, 14: 815347. doi：10.3389/fnagi.2022.815347

[23] Wang XM, Liu XM, Chen LL, et al. The inflammatory injury in the striatal microglia-dopaminergic-neuron crosstalk involved in Tourette syndrome development[J]. Front Immunol, 2023, 14: 1178113. doi：10.3389/fimmu.2023.1178113

[24] Wang XM, Liu XM, Chen LL, et al. The inflammatory injury in the striatal microglia-dopaminergic-neuron crosstalk involved in Tourette syndrome development[J]. Front Immunol, 2023, 14: 1178113. doi：10.3389/fimmu.2023.1178113

[25] Sun JF, Lu LP, Lian YT, et al. Sodium butyrate attenuates microglia-mediated neuroinflammation by modulating the TLR4/MyD88/NF-κB pathway and microbiome-gut-brain axis in cardiac arrest mice[J]. Mol Brain, 2025, 18(1): 13. doi：10.1186/s13041-025-01179-w

[26] Liu XM, Wang XM, Cao AH, et al. Immune function changes of the IDPN-induced Tourette syndrome rat model[J]. Int J Dev Neurosci, 2021, 81(2): 159-66. doi：10.1002/jdn.10085

[27] Tian MY, Huang JY, Xiao HR, et al. Characterization of 3, 3'-iminodipropionitrile (IDPN) damaged utricle transcriptome in the adult mouse utricle[J]. Front Mol Neurosci, 2024, 17: 1487364. doi：10.3389/fnmol.2024.1487364

[28] Huang JH, Xu ZW, Yu CS, et al. The volatile oil of Acorus tatarinowii Schott ameliorates Alzheimer's disease through improving insulin resistance via activating the PI3K/AKT pathway[J]. Phytomedicine, 2024, 135: 156168. doi：10.1016/j.phymed.2024.156168

[29] Chen L, Li JX, Zhang WH, et al. Antiepileptic effects of Acorus tatarinowii schott in a rat model of epilepsy: regulation of metabolic axes and gut microbiota[J]. Biology (Basel), 2025, 14(5): 488. doi：10.3390/biology14050488

[30] Liu XM, Wang XM, Cao AH, et al. Immune function changes of the IDPN-induced Tourette syndrome rat model[J]. Int J Dev Neurosci, 2021, 81(2): 159-66. doi：10.1002/jdn.10085

[31] Yin C, Zhang MY, Cheng L, et al. Melatonin modulates TLR4/MyD88/NF‑κB signaling pathway to ameliorate cognitive impairment in sleep-deprived rats[J]. Front Pharmacol, 2024, 15: 1430599. doi：10.3389/fphar.2024.1430599

[32] Borst K, Dumas AA, Prinz M. Microglia: immune and non-immune functions[J]. Immunity, 2021, 54(10): 2194-208. doi：10.1016/j.immuni.2021.09.014

[33] 桂建军, 孙晓东, 温 舒, 等. 白藜芦醇对帕金森病模型小鼠多巴胺能神经元的保护作用: 基于抑制TLR4/MyD88/NF-κB通路[J]. 南方医科大学学报, 2024, 44(2): 270-9. doi：10.12122/j.issn.1673-4254.2024.02.09

[34] 赵梦洁, 赵 琼, 杨翠玲, 等. 加味泻黄散对抽动障碍大鼠小胶质细胞极化及TLR4/MyD88/NF-κB通路的影响[J]. 中国实验方剂学杂志, 2025, 31(4): 10-8.

基金资助

国家自然科学基金地区项目(82460953)

甘肃省中医药管理局科研课题(GZKP-2023-55)

甘肃省高等学校青年博士基金项目(2023QB-075)

河西学院博士科研启动经费项目(KYQD2022015)

甘肃省科技计划资助项目(22JR11RG221┫┣2025-Z38)

大学生创新创业训练计划项目(S202310740011)

甘肃省高校教师创新基金项目(2026B-194)

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