乳酸通过“心-胃轴”促进巨噬细胞 M1 型极化诱导胃黏膜损伤

Lactate induces gastric mucosal injury by promoting M1 polarization of macrophages via the cardio-gastric axis

摘要

目的 探讨乳酸介导心肌缺血再灌注（MIR）诱导胃黏膜损伤的现象及机制。 方法 动物实验：30只C57BL/6J小鼠随机分为Sham组、MIR组（心肌缺血45 min，再灌注2 h）以及MIR+乳酸脱氢酶A抑制组（MIR+LDHAI组），每组10只。细胞实验：采用浓度梯度乳酸（0、5、15、30 mmol/L）刺激人单核细胞THP-1来源巨噬细胞极化；将人胃黏膜细胞 GES-1与乳酸或脂多糖（LPS）诱导的 M1型极化巨噬细胞间接共培养，并设置Control组（M0细胞上清）、LPS-M1组（含100 ng/mL LPS的M1细胞上清）以及Lactate-M1 组（含15 mmol/L乳酸的M1细胞上清）。采用胃黏膜损伤评定量化表进行胃黏膜大体观损伤量化评分；采用 HE染色观察心肌组织和胃黏膜组织病理改变；采用ELISA检测血清乳酸和cTnT水平；采用Western blotting和（或）免疫荧光法检测组织和（或）细胞中CD68、iNOS、Arg-1、COX-1和COX-2表达；采用代谢组学方法分析Sham和MIR两组血清代谢产物的差异。 结果 MIR同时造成心脏和胃的损伤，表现为心肌组织水肿以及心肌细胞坏死，胃黏膜组织结构紊乱伴随免疫细胞浸润；Western blotting和免疫荧光染色显示MIR后胃黏膜组织iNOS蛋白水平增加，Arg-1蛋白表达降低，进一步采用荧光双重标记 CD68和iNOS，发现MIR后重叠的荧光区域增加，提示发生巨噬细胞M1型极化（P<0.05）。光镜下发现与M1型巨噬细胞间接共培养可诱导GES-1细胞损伤；Western blotting和免疫荧光染色提示M1细胞间接共培养诱导GES-1细胞COX-1蛋白表达减少，COX-2蛋白表达增加（P<0.05）。检测小鼠血清代谢组学提示MIR后循环乳酸的水平增加（P<0.05）。Western blotting和免疫荧光染色显示15 mmol/L乳酸诱导THP-1来源巨噬细胞M1型极化，表现为iNOS表达增加，Arg-1表达减少（P<0.05）；与乳酸和（或）LPS诱导的M1型巨噬细胞间接共培养诱导GES-1细胞损伤；抑制乳酸生成减轻MIR诱导的胃黏膜损伤，表现为胃黏膜组织结构改善和免疫细胞浸润减少。 结论 乳酸诱导巨噬细胞M1型极化参与MIR诱导的胃黏膜损伤，抑制乳酸生成可缓解乳酸通过“心-胃轴”造成的胃黏膜损伤。

Abstract

Objective To investigate the role of lactate in myocardial ischemia-reperfusion (MIR)-induced gastric mucosal injury. Methods Thirty C57BL/6J mice were randomized into sham-operated group, MIR (45 min ischemia and 2 h reperfusion) group, and MIR+LDHAI group, and gastric mucosal injury was assessed using macroscopic scoring and HE staining; serum lactate and cTnT levels were measured using ELISA. Metabolomics analysis was conducted to identify the differential serum metabolites between the sham-operated and MIR mice. In the cell experiment, human gastric mucosal cells (GES-1) were indirectly co-cultured with THP-1 cell-derived macrophages polarized to the M1 phenotype by lactate and/or lipopolysaccharide (LPS) stimulation. In both the gastric mucosa tissues of the mice and the co-cultured GES-1 cells, the protein expression levels of CD68, iNOS, Arg-1, COX-1, and COX-2 were detected using Western blotting and immunofluo-rescence staining. Results Compared to sham operation, MIR induced concurrent injury in both the heart and stomach of the mice and caused elevation of iNOS protein levels and reduction of Arg-1 protein expression in the gastric mucosa, where increased overlapping fluorescent areas were detected after MIR using fluorescent double-labeling for CD68 and iNOS. Serum metabolomics analysis revealed a significant increase in circulating lactate levels after MIR. In GES-1 cells, indirect co-culture with M1 macrophages induced obvious cell injury, decreased COX-1 expression, and increased cellular COX-2 protein expression. Western blotting and immunofluorescence staining confirmed that 15 mmol/L lactate significantly increased iNOS and decreased Arg-1 expression in THP-1-derived macrophages. Indirect co-culture of GES-1 cells with M1 macrophages induced by lactate or LPS resulted in obvious GES-1 cell injury. In the mouse models of MIR, inhibition of lactic acid production effectively alleviated MIR-induced gastric mucosal injury. Conclusion Lactate-induced M1 macrophage polarization mediates MIR-related gastric mucosal injury in mice via the heart-gastric axis, an effect reversible by LDHA inhibition.

Graphical abstract

关键词

心肌缺血再灌注 / 乳酸 / 胃黏膜损伤 / 巨噬细胞极化 / 炎症损伤

Key words

myocardial ischemia-reperfusion / lactate / gastric mucosal injury / macrophage polarization / inflammation

临床经皮冠状动脉介入治疗（PCI）后发生心律不齐、梗死面积扩大等心肌缺血再灌注（MIR）损伤，使 PCI 获益受限^［1］。此外，临床数据证实 PCI 术后易发胃黏膜损伤，甚至进展为胃溃疡，引发隐匿性慢性失血，最终影响患者预后^［2］。临床发现长期抗血栓药物的应用是胃黏膜损伤的重要诱因^［3］。前期基础研究发现，MIR 本身可诱发胃黏膜损伤^［4］，但机制尚未明确。

心脏作为全身循环的核心动力器官，病理变化与代谢改变可参与远隔器官的损伤进程^{［5， 6］}。MIR 可通过引发炎症反应与细胞凋亡导致肝、肾等器官损伤^{［7， 8］}，并在损伤后重构过程中释放特定代谢物调控远隔器官脾脏^［9］。尽管当前学界已普遍认知到心脏与其他器官之间存在广泛的相互作用，但针对“心-胃轴”的互作路径，其调控机制仍缺乏系统且深入的阐释。课题组前期研究发现 MIR 诱导胃黏膜炎症反应^［4］，为深入探讨“心-胃轴”的作用机制提供方向。环氧合酶（COX）包含 COX-1、COX-2 两种同工酶，COX-1 维持胃黏膜正常生理功能^［10］，COX-2 参与炎症发生^［11］。MIR 通过减少 COX-1，增加 COX-2 表达，致使免疫细胞浸润诱发胃黏膜炎症反应。由此可见，炎症反应可能参与 MIR 导致的胃黏膜损伤。

正常成人心脏主要依赖脂肪酸有氧氧化生成 ATP^［12］。MIR时，心肌代谢模式迅速转变为无氧糖酵解以应对缺氧应激，进而导致乳酸大量积累并入血^［13］。乳酸不仅是代谢副产物，还参与炎症调控^［14］。一方面通过细胞表面受体或直接入胞调节炎症反应^{［15， 16］}；另一方面通过影响包括巨噬细胞等免疫细胞活性以及IL-1β等细胞因子的释放调控炎症进程^［17］。乳酸通过调节炎症影响胃黏膜^［18］；同时，乳酸诱导巨噬细胞向M1型极化导致脂肪组织损伤^［19］，提示乳酸可通过诱导巨噬细胞向M1型极化发挥促炎作用，而这一过程是否最终导致胃黏膜损伤，仍有待进一步明确。巨噬细胞作为先天免疫的核心成分，在LPS等刺激下极化为经典活化（M1）型或在IL-10等刺激下极化为替代活化（M2）型参与调控炎症反应，并在多种缺氧相关器官损伤中发挥作用^{［20， 21］}。

本研究拟通过结扎左前降支构建小鼠 MIR 模型，结合人单核细胞 THP-1来源巨噬细胞与人胃黏膜细胞 GES-1 的共培养体系，采用代谢组学方法分析 MIR 过程中的代谢变化，探讨MIR后乳酸在胃黏膜损伤中的作用，并进一步明确乳酸介导巨噬细胞M1型极化参与胃黏膜损伤的机制。以此初步探索“心-胃轴”的作用机理，并揭示 MIR 诱导胃黏膜损伤的靶点。

1 材料和方法

1.1 材料

1.1.1 实验动物与细胞

SPF 8~9周龄雄性C57小鼠30 只，购买于昆明医科大学实验动物中心［动物生产许可证号：SCXK（滇）K2020-0004］，实验遵循动物福利原则并获得昆明医科大学伦理审查委员会批准（伦理批号：kmmu20230108），进行常规饲养。细胞实验部分使用人胃黏膜细胞 GES-1（STCC10401P）、人急性单核白血病细胞 THP-1（STCC10907P-1），上述细胞株均购自武汉塞维尔公司。GES-1以及THP-1细胞在含10%胎牛血清（FBS）和1%青霉素/链霉素的RPMI 1640培养基中培养，放置于37 ℃、5% CO₂ 的恒温 培养箱中。细胞在对数生长期时进行实验，确保细胞状态稳定。

1.1.2 主要试剂和仪器

RPMI 1640 （ Solarbio ），胎牛血清（Gibco），青霉素-链霉素（ HyClone）。小鼠cTnT酶联免疫吸附测定试剂盒（华美生物工程）；BCA蛋白检测试剂盒、HE染色试剂盒、DAPI和 PVDF膜（碧云天）；抗COX-1、COX-2、Arg-1、iNOS、β-actin、小鼠荧光单克隆抗体（Proteintech）；佛波酯（PMA）、脂多糖（LPS）、GSK2837808A（MCE）；蛋白酶抑制剂、RIPA裂解液（索莱宝）；5×Loading Buffer（捷倍斯）。

Western blotting电泳系统（Bio-Rad Laboratories）。甲醇、乙腈、甲酸（赛默飞世尔科技）。Olympus 正置荧光显微镜（Olympus）；HK-100E小动物呼吸机（泰盟有限公司）；Sigma 3K15 型台式高速冷冻离心机（Sigma）。质谱仪（Thermo Scientific）；超高效液相色谱仪（Thermo Scientific）；离心机（Eppendorf）；恒温金属混匀仪（米欧仪器有限公司）；十万分之一电子天平（梅特勒托利多仪器有限公司）；离心浓缩仪（LABCONCO）；超声清洗仪（昆山市超声仪器有限公司）；移液器（Eppendorf）；自动化工作站（Beckman Coulter）；封膜仪（Monad）。

1.2 方法

1.2.1 小鼠模型分组以及MIR模型的建立

30只小鼠普通饲料饲养适应 1 周后，随机将小鼠分为Sham组、MIR 组和 MIR+乳酸脱氢酶A 抑制组（MIR+LDHAI组），10只/组。其中，小鼠 MIR 模型通过如下方法建立：3%戊巴比妥（1 mL/kg）将小鼠麻醉后，固定于板上，剔除颈部及胸前毛发暴露手术视野，使用碘伏对手术区域进行消毒。颈部正中皮肤切开0.5 cm，把峡部的甲状腺叶分开，露出胸舌肌，小心用镊子暴露肌肉下面的气管。切开气管插管，连接呼吸机设置参数：呼吸频率130次/min、吸呼比1∶1、潮气量260 μL/次。连接心电图 II 导联稳定 10 min 后在左侧胸壁中间做一个约1 cm 长的切口，使用血管钳逐层进行钝性分离，在第3、4肋间打开胸腔，暴露心脏，撕开心包膜，使用 6-0 缝合线在心耳与肺动脉圆锥交界下方2 mm处打活结快速结扎左前降支，可见结扎线以下左心室变白，心电图显示ST段抬高。缺血45 min后松开活结，再灌注2 h，左心室由白变红，ST 段回落50%以上，提示MIR模型制备成功。Sham组仅穿线不结扎，MIR+LDHAI组先腹腔注射3 d GSK2837808A（5 mg/kg）抑制 LDHA^［22］，再进行MIR处理。

1.2.2 细胞模型建立

1.2.2.1 巨噬细胞极化模型建立

通过200 ng/mL PMA处理 24 h 诱导 THP-1 分化成 M0 型巨噬细胞，换液，然后向培养基中加入 LPS（100 ng/mL）或梯度乳酸（0、5、15、30 mmol/L）刺激极化，加入5% NaHCO₃调整 pH 为 7.35~7.45。培养 24 h 后收集培养基上清进行共培养或用4%多聚甲醛固定后进行免疫荧光检测。

1.2.2.2 巨噬细胞与 GES-1间接共培养

将GES-1分为Control组、LPS-M1组、Lactate-M1组。其中，Control组采用正常培养基培养，LPS-M1共培养组采用LPS刺激巨噬细胞极化后的培养基培养，Lactate-M1 共培养组采用15 mmol/L 乳酸刺激巨噬细胞极化后的培养基培养。按上述培养24 h后置于光镜下观察细胞状态并提取蛋白。

1.2.3 MIR小鼠心脏和胃黏膜组织HE染色

将新鲜心脏和胃黏膜组织置于4%多聚甲醛溶液中固定，再分别置于含15%和30%蔗糖的甲醛溶液中脱水，最后将胃黏膜组织包埋于石蜡中，切成4 μm厚度的切片，4 ℃保存。脱蜡，HE 染色，梯度脱水、透明，中性树胶封片后显微镜下观察。

1.2.4 ELISA检测各小鼠血清心肌损伤标志物cTnT

收集所有小鼠新鲜血液，室温放置1 h，4 ℃下3000 r/min离心15 min，吸取血清，用于检测各组小鼠 cTnT的水平。具体操作步骤根据说明书进行，在450 nm下进行各指标的检测。

1.2.5 免疫荧光检测MIR小鼠胃黏膜组织或THP-1来源巨噬细胞中iNOS、Arg-1等巨噬细胞极化标志分子表达

小鼠胃黏膜石蜡切片经脱蜡后使用 EDTA 缓冲液（pH 8.0）微波修复；THP-1 来源巨噬细胞细胞采用4% 多聚甲醛进行固定。随后使用0.25% Triton X-100通透10 min，用山羊血清封闭120 min，分别滴加抗 Arg-1（1∶200）与抗 iNOS（1∶200）一抗，4 ℃孵育过夜。次日经PBS洗涤，加入相应荧光二抗，室温避光孵育 120 min。最后采用含 DAPI 的抗淬灭封片剂封片，于荧光显微镜下观察，并使用 ImageJ 软件对阳性信号进行定量分析。

1.2.6 Western blotting 检测胃黏膜损伤相关因子以及巨噬细胞极化标志物的表达

使用RIPA裂解液提取小鼠胃黏膜组织或细胞蛋白，经BCA法测定蛋白浓度，接着使用 SDS-PAGE 分离蛋白质，并转移至 PVDF 膜上。用5%脱脂奶粉室温封闭 2 h，TBST 漂洗后分别加入抗 COX-1（1∶1000）、COX-2（1∶2000）、Arg-1（1∶2000）、iNOS（1∶2000）抗体，于4 ℃孵育过夜。次日，使用 TBST漂洗后加入对应的HRP标记山羊抗兔二抗（1∶20 000）和/或山羊抗鼠二抗（1∶20 000），室温孵育1 h，用 ECL 化学发光显影，Image J 1.4.3.67软件进行图像分析。

1.2.7 胃粘膜损伤量化评分

参考胃黏膜损伤评定量化分级对各组小鼠进行胃黏膜损伤量化评分：0级表现为正常或仅有红斑；1级可见黏膜下出血或水肿，但尚未出现黏膜糜烂；2级为存在1处糜烂灶，并伴有黏膜下出血或水肿；3级则出现2至4处糜烂灶，同时伴有黏膜下出血或水肿；4级表现为5处或更多的糜烂灶，和/或出现单个溃疡，且伴有黏膜下出血或水肿；5级为多发性溃疡，并伴有黏膜下出血或水肿。

1.2.8 血清代谢组学分析

1.2.8.1 血清样本制备

从-80 ℃冰箱中取出各组小鼠血清样本置于冰上解冻并涡旋混匀，移取样本50 μL到对应编号离心管中；加入20%乙腈甲醇内标提取液300 μL，涡旋 3 min，在4 ℃ 条件下，12 000 r/min 离心10 min；离心后移取上清液200 μL到另一对应编号离心管中，-20 ℃冰箱中静置30 min；在4 ℃条件下，12 000 r/min 再离心3 min，移取上清液 180 μL 到对应进样瓶内衬管中，用于上机分析。

1.2.8.2 色谱条件

ACQUITY UPLC HSS T3（100 mm×2.1 mm，1.8 μm）色谱柱；柱温 45 ℃；流动相 0.1%甲酸水（A），乙腈（B），梯度洗脱，0.0~2.0 min，95%A；2.0~4.0 min，95%~70%A； 4.0~8.0 min，70%~50%A；8.0~10.0 min，50%~20% A；10.0~14.0 min，20%~0%A；14.0~15.0 min，0% A；15.0~15.1 min，0%~95%A；15.1~16.0 min，95%A；流速 0.35 mL/min；进样体积 3 μL。

1.2.8.3 质谱条件

ESI 离子源；样品质谱信号采集分别采用正负离子扫描模式；毛细管电压 3.8 kV（-3.0 kV）；毛细管温度 320 ℃；辅气温度 350 ℃；鞘气流速 35 Arb；辅气流速 8 Arb；S-lens RF level （50）；扫描范围 m/z 100~1200；Full ms resolution （70000）；MS/MS resolution （17 500）；NCE/stepped NCE （10、20、40）。

1.2.9 统计学分析

为确保研究具有足够的统计检验效能，我们在实验设计阶段进行了样本量计算。基于既往同类研究的数据^{［4， 23］}，估算出主要观测指标（胃黏膜损伤评分、血清cTnT水平）的预期效应量（Effect Size， Cohen‘s d）。设定显著性水平α为0.05，检验效能1-β为0.80。根据上述参数计算，要检测到预期的组间差异，每组至少需要8只动物以及3次独立细胞实验重复。为应对可能的实验损耗并进一步增强结果的稳健性，本研究最终确定每组纳入10只小鼠，进行至少3次细胞实验重复。实验所有数据使用 R-3.4.4 和 Prism 9.0 进行统计学分析和作图。计量数据以均数±标准差表示；符合正态分布的多组间比较使用单因素方差分析，方差齐用 Bonferroni 检验，方差不齐则用 Dunnett 检验；不符合正态分布则用秩和检验。血清代谢组学分析包括对原始数据进行偏离值过滤、缺失值过滤、缺失值填补和数据标准化处理，接着运用正交偏最小二乘法-判别分析（OPLS-DA）等多元变量统计分析，结合t检验等筛选差异代谢物，再对差异代谢物进行层次聚类分析、相关性分析等多种可视化分析。P<0.05表示差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 MIR模型建立和评价

相较于Sham组，MIR组小鼠缺血时心电图ST段显著抬高，T波与QRS波融合；复灌时，ST段明显回落，提示MIR模型建立成功（图1B）。HE结果显示，相较于Sham组，MIR组小鼠心肌细胞水肿，排列紊乱，出现细胞坏死和炎性细胞浸润现象（图1C）。同时，相较于 Sham组，MIR组小鼠血清cTnT水平升高（P<0.05，图1D）。

2.2 各组小鼠胃黏膜组织病理学观察

相较于 Sham 组，MIR 组出现胃黏膜表面红肿，粘膜下出血的现象以及数量不等的糜烂灶（图2A）。MIR 组小鼠胃黏膜出现明显损伤（P<0.0001，图2B）。进一步在 HE 染色证实相较于 Sham组，MIR组小鼠胃黏膜细胞破裂，腺体排列紊乱，出现细胞坏死和炎性细胞浸润现象（图2C）。

2.3 MIR小鼠胃黏膜组织发生巨噬细胞 M1 型极化

Western blotting 结果显示，相较于 Sham 组，MIR 组小鼠胃黏膜组织巨噬细胞 M1 型标志物 iNOS 表达上调（P<0.01），M2型巨噬细胞标志物Arg-1表达下调（P<0.001，图3A~C）。进一步进行免疫荧光检测，同样发现MIR诱导胃黏膜组织iNOS表达增加（P<0.01，图3D~G），Arg-1表达减少（P<0.05，图3D~G）。为进一步明确MIR组胃黏膜组织中iNOS的信号来源，我们对 CD68 与 iNOS 进行免疫荧光共定位染色，发现相较于Sham组，MIR组阳性细胞密度显著增加（P<0.0001，图3H~I），提示 MIR 小鼠胃黏膜组织发生巨噬细胞 M1 型极化。

2.4 体外 M1 型巨噬细胞诱导 GES-1 细胞损伤

光镜下观察显示，与Control组相比，LPS-M1组的GES-1细胞贴壁能力减弱，贴壁细胞数量减少，细胞形态变得不规则，细胞变圆、悬浮，部分细胞核出现浓缩现象（图4A）。Western blotting结果显示，相较于Control 组，与M1型巨噬细胞共培养后COX-1表达减少（P<0.01），COX-2 表达增加（P<0.01，图4B~D）。

2.5 各组小鼠血清非靶向代谢组学的变化 OPLS-DA

两组样本在代谢物层面存在差异（图5A），火山图显示与 Sham 组相比，MIR 组血清中检测到上调的代谢物有130种，下调的代谢物有88种（图5B）。进一步筛选发现 MIR组血清代谢物中有机酸占比最高，其中乳酸的变量重要性投影（VIP）和 log₂ Fold Change（|FC|>0.8）等指标上调（图5C、D）。

2.6 体外乳酸刺激巨噬细胞M1型极化

Western blotting 结果显示，与无乳酸处理组相比，乳酸处理组诱导巨噬细胞iNOS表达上调（P<0.05），Arg-1表达下调（P<0.01），且在乳酸刺激浓度为15 mmol/L 时改变最明显（P<0.001，图6A~C）。免疫荧光检测进一步发现 15 mmol/L 乳酸刺激巨噬细胞诱导 iNOS 表达增加，Arg-1 表达减少（P<0.05，图6D~G）。

2.7 乳酸诱导 M1 型巨噬细胞极化介导 GES-1 损伤

光镜下观察显示，与 Control 组相比，乳酸诱导 M1 型巨噬细胞共培养后，GES-1 细胞贴壁能力减弱，贴壁细胞数量减少，细胞形态变得不规则，细胞变圆、悬浮，部分细胞核出现浓缩现象（图7A）。Western blotting 结果显示，相较于Control 组，与乳酸诱导 M1 型巨噬细胞共培养后，COX-1 表达减少（P<0.01），COX-2 表达增加（P<0.05，图7B~D）。

2.8 乳酸脱氢酶抑制剂缓解MIR诱导的胃黏膜损伤

与MIR组相比，MIR+LDHAI 组血乳酸水平降低（P<0.01，图8B），胃黏膜大体观表面的红肿糜烂现象减轻（图8C），胃黏膜损伤评分相较于 MIR 组降低（P<0.01，图8D）。进一步在 HE 染色发现相较于 MIR 组，MIR+LDHAI 组小鼠胃黏膜细胞结构和腺体排列有所恢复，细胞坏死和炎性细胞浸润现象减轻（图8E）。

3 讨论

胃黏膜损伤是 PCI 后常见的伴随症状之一，其组织病理特征包括黏膜表面糜烂、红斑、出血及水肿等，是患者预后不良的诱因之一^{［10， 24］}。研究表明，该损伤与阿司匹林等非甾体抗炎药的应用密切相关^［25］。这类药物通过抑制胃黏膜细胞中环氧合酶（COX）的活性，减少内源性前列腺素的合成，从而削弱黏膜防御与修复能力诱发损伤^［26］。课题组前期研究发现 MIR 本身亦可直接诱发胃黏膜损伤，病理表现为上皮细胞坏死与炎性细胞浸润，IL-1β、TNF-α 等炎症因子水平上调^［4］。在本研究动物模型中，我们进一步证实 MIR 可导致胃黏膜表面 CD68、iNOS 等 M1 型巨噬细胞标志物表达增加，提示该损伤与巨噬细胞 M1 表型极化密切相关。上述发现为炎症介导 MIR 诱导的胃黏膜损伤提供了实验依据，提示在心肌与胃黏膜之间可能存在一个调控损伤反应的器官间通讯网络。

器官通讯网络由可溶性循环因子、免疫系统等组成，涉及多个器官系统相互作用，协调人体器官功能并参与维持体内稳态^［27］。作为循环系统核心器官，心脏的代谢产物作为器官间通讯介质发挥传导信号和调节稳态的作用，对全身器官产生影响^［28］。我们通过代谢组研究发现 MIR 组小鼠代谢发生变化，有机酸类代谢物上调，其中乳酸的变量重要性投影（VIP）和 log₂Fold Change（|FC|>0.8）等指标上调，这提示乳酸可作为循环因子对胃黏膜造成影响。乳酸是糖酵解的代谢产物，在缺氧条件下大量产生^［29］。循环乳酸已被证实可通过直接干扰细胞内信号传导或间接调节巨噬细胞等免疫细胞功能，参与炎症反应的调控^［14］。本研究发现 MIR 后循环乳酸水平升高的同时，胃黏膜巨噬细胞标志物 CD68 以及 M1 型标志物 iNOS 表达同步上调，提示循环乳酸可能通过调控巨噬细胞活化加剧胃黏膜炎症反应。

巨噬细胞是重要的先天免疫成分，可分化为经典激活的 M1 型（促炎型）和替代激活的 M2 型（抗炎型）^［30］。正常生理状态下，胃黏膜巨噬细胞以 M2 型为主，有助于减少炎症反应，促进胃黏膜的组织更新^［31］。在病理状态下，如外源性病原入侵和内源性细胞因子失调，胃黏膜巨噬细胞发生 M1 型极化，诱导释放炎性因子造成胃黏膜损伤^［32］。根据代谢组学筛选结果，循环乳酸水平升高可能参与 MIR 相关的病理过程。脂肪细胞分泌的乳酸可诱导脂肪组织巨噬细胞向促炎表型极化^［19］。基于上述发现，我们通过体外使用 15 mmol/L 乳酸刺激 THP-1 来源的巨噬细胞 24 h，并发现细胞iNOS等 M1 型极化标志物增加。随后收集培养基与人胃黏膜细胞 GES-1 共培养，发现在光镜下 GES-1 细胞出现凋亡，伴随着 COX-2 等炎性因子水平升高，进一步证实了乳酸通过诱导巨噬细胞M1型极化介导胃黏膜细胞损伤的结论。

此外，从细胞生物学角度看，MIR 通过氧化应激、钙超载等机制诱导并促进 M1 型巨噬细胞极化的代谢重编程^［20］。该极化过程在刺激后约 2 h初步发挥其病理生理作用，表现为 TNF-α、iNOS 等炎症因子和功能蛋白的分泌^［33-35］。然而，巨噬细胞极化是一个复杂的过程，本研究对于认识巨噬细胞在短期极化的机制还具有局限性。深入探究 MIR 后胃黏膜损伤与巨噬细胞功能在时间轴上的变化及机制将成为后续的探索方向。从整体系统来看，我们通过腹腔注射乳酸脱氢酶抑制剂发现其能够改善MIR引发的胃粘膜损伤，进一步明确了乳酸作为“心-胃轴”的通讯因子之一。但急性胃黏膜损伤的现象除了本研究揭示的乳酸介导巨噬细胞 M1 型极化外，还应将急性缺血和神经源性应激在此过程中的作用及意义考虑在内，这将是全面认识乳酸通过“心-胃轴”促进巨噬细胞 M1 型极化诱导胃黏膜损伤的重要环节。

综上所述，本研究揭示 MIR 后小鼠循环乳酸水平升高，通过诱导巨噬细胞向 M1 表型极化，参与远隔胃黏膜炎症损伤过程。这一发现初步阐释了乳酸作为心-胃器官间通讯介质的作用机制，为理解代谢—免疫互作在器官远隔损害中的意义提供了实验依据。

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基金资助

国家自然科学基金(82260088)

云南省科技厅-昆明医科大学应用基础研究联合专项(2024AY070001-075)

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