CFL1及p-CFL在结肠癌中高表达预示结肠癌患者预后不良并促进癌细胞迁移

High expression of CFL1 and phospho-CFL1 predicts poor prognosis and promotes migration of colon cancer cells in vitro

摘要

目的 探究丝切蛋白1（CFL1）及其磷酸化形式p-CFL1在结肠癌中的表达情况，分析其与临床病理特征及预后的关系。揭示CFL1/p-CFL1调控结肠癌细胞迁移的分子机制，重点阐明其核定位在此过程中所发挥的作用及潜在机制。 方法 利用TCGA数据库、结肠癌组织芯片免疫组化分析CFL1和p-CFL1表达及临床病理参数相关性；应用Kaplan-Meier生存分析探究CFL1和p-CFL1表达水平与结肠癌患者生存期的关系；应用免疫荧光明确CFL1和p-CFL1在细胞核和细胞质的定位；构建野生型（CFL1-WT）与核定位信号突变型（CFL1-MUT）载体，在HCT116细胞中过表达，通过Transwell小室迁移实验检测细胞迁移能力；结合转录组测序与KEGG富集分析解析差异基因与信号通路。 结果 免疫组化结果显示，CFL1与p-CFL1在结肠癌组织中表达显著高于癌旁组织（P<0.0001），且二者表达呈正相关（r=0.4753，P<0.0001）。CFL1和p-CFL1高表达与淋巴结转移、临床分期晚及患者总生存期缩短相关（P<0.05）。免疫组化与免疫荧光显示CFL1/p-CFL1可定位于细胞质与细胞核。功能实验表明，过表达CFL1-WT与CFL1-MUT均能促进HCT116细胞迁移，且CFL1-WT作用更强。KEGG分析提示，CFL1-WT调控的基因显著富集于Ras、PI3K-Akt、细胞粘附分子等肿瘤转移相关通路。 结论 CFL1/p-CFL1在结肠癌中高表达，是预后不良的潜在生物标志物。CFL1可通过核定位进一步激活肿瘤转移相关信号通路，从而促进结肠癌迁移。

Abstract

Objective To investigate the expressions of cofilin-1 (CFL1) and its phosphorylated form p-CFL1 in colon cancer, their relationship with clinicopathological features and patient prognosis, and their regulatory roles in colon cancer cell migration. Methods The expression of CFL1 and p-CFL1 and their correlation with clinicopathological parameters were analyzed using the TCGA database and immunohistochemistry of colon cancer tissue microarrays. Kaplan-Meier survival analysis was used to explore the association of CFL1/p-CFL1 expression levels with survival of colon cancer patients. The localization of CFL1 and p-CFL1 in the nucleus and cytoplasm was observed using immunofluorescence staining. Wild-type (CFL1-WT) and nuclear localization signal mutant-type (CFL1-MUT) overexpression vectors were constructed and transfected into HCT116 cells, and the changes in cell migration were assessed using Transwell chamber migration assay. Transcriptome sequencing combined with KEGG enrichment analysis was performed to identify the differentially expressed genes and signaling pathways. Results Immunohistochemistry results showed significantly increased expressions of CFL1 and p-CFL1 in colon cancer tissues compared with the adjacent tissues (P<0.0001), and their expression levels were positively correlated (r=0.4753, P<0.0001). High expressions of CFL1 and p-CFL1 were significantly correlated with lymph node metastasis, advanced clinical stage, and shorter overall survival of the patients (P<0.05). Immunohistochemistry and immunofluorescence staining demonstrated localization of CFL1 and p-CFL1 in both the cytoplasm and nucleus. Functional experiments showed that overexpression of CFL1-WT and CFL1-MUT both promoted HCT116 cell migration, and CFL1-WT exhibited a stronger effect. KEGG analysis suggested that the genes regulated by CFL1-WT were significantly enriched in tumor metastasis-related pathways involving Ras, PI3K-Akt, and cell adhesion molecules. Conclusion CFL1/p-CFL1 are highly expressed in colon cancer and can be potential biomarkers for poor prognosis. CFL1 overexpression further activates tumor metastasis-related signaling pathways through nuclear localization, thereby promoting colon cancer migration.

Graphical abstract

关键词

结肠癌 / 丝切蛋白1 / 磷酸化形式丝切蛋白1 / 核定位 / 预后

Key words

colon cancer / cofilin-1 / phosphorylated cofilin-1 / nuclear localization / prognosis

结直肠癌（CRC）是一种常见的消化系统恶性肿瘤，其全球发病率位居所有肿瘤的第3位，死亡率居第2位^［1］。根据国家癌症中心2024年发布的最新数据显示，中国结直肠癌年新发病例达51.71万例，居恶性肿瘤第2位，仅次于肺癌；年死亡病例为24万例，居第4位^［2］。转移是导致患者死亡的主要原因，而肌动蛋白骨架的高度动态重组是肿瘤转移过程中形态可塑性的关键步骤。丝切蛋白1（CFL1）在细胞骨架重组中发挥核心作用，它通过切割和解聚肌动蛋白丝促进肌动蛋白单体循环。CFL1的活性受多种机制调控，其中磷酸化修饰是核心方式：LIM激酶（LIMK）磷酸化CFL1的Ser-3位点可使其失活（形成p-CFL1），而去磷酸化则恢复其活性。这一磷酸化与去磷酸化的动态平衡构成了调控细胞骨架重组的关键通路，直接影响细胞的迁移、分裂、形态维持及膜运输等过程^［3］。

CFL1表达与功能的失调与肿瘤侵袭、转移及患者预后密切相关^［4-9］。例如，在胰腺癌中CFL1表达上调，其表达水平与患者术后生存期呈负相关^［10］；在前列腺癌中，CFL1过表达与淋巴结转移显著相关^［11］；在肝细胞肝癌中，CFL1通过调控PLD1/AKT信号轴促进上皮-间质转化（EMT），从而增强肝癌的侵袭和转移能力^［12］。此外，CFL1 mRNA在结直肠癌组织中表达升高，提示其可能作为结直肠癌的诊断标志物和治疗靶点^［13］。然而，现有研究多集中于CFL1在肿瘤中的表达及其临床意义，对其磷酸化形式在肿瘤中的表达及作用关注较少。有研究显示，在胃癌组织中CFL1表达上调，而p-CFL1表达下调^［14］。在卵巢癌中，顺铂耐药患者的肿瘤组织内p-CFL1水平显著高于敏感患者，且p-CFL1高表达与患者较短生存时间相关，提示p-CFL1可能与卵巢癌顺铂耐药及预后有关^［15］。

CFL1具有多亚细胞定位特性。除主要定位于细胞质外，研究报道三萜类化合物可诱导CFL1从细胞质转位至线粒体，从而促进胃癌细胞凋亡^［16］。此外，CFL1在肿瘤细胞中也存在核定位现象^［17］，但核定位CFL1的具体功能尚不清楚。在结直肠癌中，CFL1是否具有核定位、核定位CFL1的功能是否与细胞质定位不同，目前仍属未知。

因此，本研究拟通过免疫组化染色分析CFL1和p-CFL1在结肠癌组织中的表达水平，并评估其预后预测价值；进一步通过构建野生型（可入核）与核定位信号突变型（滞留于细胞质）CFL1表达载体，结合功能实验、转录组测序及KEGG富集分析等方法，探究细胞核与细胞质定位的CFL1在结直肠癌中的生物学功能及其作用机制，为深入理解结直肠癌侵袭转移的分子机制提供新的视角和实验依据。

1 资料和方法

1.1 试剂与材料

结肠癌组织芯片HColA180Su23（上海芯超生物科技有限公司）；anti-Cofilin1、anti-β-Actin（Proteintech）；anti-Phospho-Cofilin1 （Ser3）（成都正能生物技术有限公司）；山羊抗兔二抗（Dako）；人结肠腺癌细胞株HCT116、10%胎牛血清、McCoy's 5A培养基（南京森贝伽生物科技有限公司）；转染试剂Lipo3000（英潍捷基）；RIPA裂解液、HRP标记山羊抗兔/鼠二抗、ECL超敏发光液（杭州弗德生物科技有限公司）；PVDF膜（Millipore）；快速封闭液（苏州新赛美生物科技有限公司）；anti-HA-Tag、DyLight488荧光二抗（ImmunoWay）。

1.2 实验方法

1.2.1 结肠癌组织芯片

本研究使用的结肠癌组织芯片HColA180Su23（上海芯超生物科技有限公司）已获得该公司伦理委员会的批准（伦理批号：SHYJS-CP-230903）。该芯片共包含97例结肠癌组织和83例癌旁组织。经染色并剔除无上皮组织的样本后，最终纳入有效组织96例结肠癌组织和80例癌旁组织。

1.2.2 免疫组织化学染色

将结肠癌组织芯片制成4 μm切片，置于63 ℃恒温干燥箱中烘烤1 h。切片依次经二甲苯及梯度酒精脱蜡，采用EDTA溶液进行抗原修复，以3%过氧化氢孵育10 min以阻断内源性过氧化物酶活性，PBS洗涤后加入一抗anti-Cofilin1（1∶1000）和anti-Phospho-Cofilin1 （Ser3）（1∶200），4 ℃孵育过夜。次日PBS洗涤后加入HRP标记的山羊抗兔二抗，室温孵育1 h，DAB显色，苏木素复染细胞核，常规脱水透明后以中性树胶封片。染色结果采用H-Score法进行评分：根据上皮细胞阳性染色的强度与比例，按公式 H‑Score=（强阳性%×3+中等阳性%×2+弱阳性%×1）×100计算，得分范围为0~300分。

1.2.3 细胞及培养方法

人结肠腺癌细胞株HCT116培养于含10%胎牛血清的McCoy's 5A培养基中，在37 ℃、5% CO₂的恒温培养箱内常规培养。细胞每2~3 d按1∶3比例传代1次，实验均取对数生长期细胞进行。

1.2.4 Transwell小室迁移实验

根据我们前期发表文章中的方法进行^{［18， 19］}。简言之，HCT116细胞转染质粒，24 h后收集细胞，用无血清培养基重悬并计数，下室加入含10%胎牛血清的完全培养基，上室加入3×10⁴的细胞，迁移48 h后，取出小室经4%多聚甲醛固定、吉姆萨染色，显微镜下采集5个200倍视野，计数迁移细胞数量。

1.2.5 CFL1野生型和核定位信号突变型过表达载体的构建

载体由广州睿博生物科技有限公司构建。首先，通过基因合成获得CFL1的编码序列，并利用定点突变技术将核定位信号“KKRKK”（AAGAAGCGCAAGAAG）突变为“KARQK”（AAGGCGCGCCAGAAG）。随后，将合成的野生型与突变型序列分别克隆至带有HA标签的pcDNA3.1（+）真核表达载体中，分别构建得到CFL1野生型（CFL1-WT）和核定位信号突变型（CFL1-MUT）过表达载体。所有构建载体均经Sanger测序验证，确认序列完全正确且突变位点无误。

1.2.6 Western blotting检测细胞过表达CFL1-WT和CFL1-MUT后CFL1的表达

HCT116细胞采用Lipo3000转染CFL1-WT、CFL1-MUT及对照空载体，转染48 h后使用RIPA裂解液裂解细胞，离心收集总蛋白。采用BCA法测定蛋白浓度，经SDS-PAGE凝胶电泳分离蛋白后，利用湿转法将蛋白转移至PVDF膜。以快速封闭液室温封闭后，分别加入一抗anti-Cofilin1（1∶1000）、anti-HA-Tag（1∶5000）和anti‑β-Actin （1∶20 000） 4 ℃孵育过夜。次日加入HRP标记的山羊抗兔/鼠IgG二抗（1∶5000），室温孵育1 h。最后使用ECL超敏发光液于化学发光成像系统中采集信号图像。

1.2.7 细胞免疫荧光

实验参照我们已发表文章中的方法^［20］。简要步骤如下：将细胞接种于共聚焦培养小皿中，培养24 h后，用4%多聚甲醛固定10 min，0.5% Triton X-100通透20 min，山羊血清封闭30 min。随后加入一抗anti-Cofilin1（1∶200）和anti-HA-Tag（1∶200）4 ℃孵育过夜。次日加入DyLight488标记的羊抗鼠/兔二抗（1∶200）室温避光孵育1 h，DAPI复染细胞核。最后使用激光共聚焦显微镜采集图像。

1.2.8 有参转录组测序（RNA-Seq）

将HCT116细胞分别转染CFL1-WT、CFL1-MUT及对照空载体，每组设3个重复孔，转染24 h后收集细胞样本。转录组测序由上海美吉生物医药科技有限公司完成，后续生物信息学分析在美吉云平台（www.majorbio.com）进行。差异表达基因的筛选标准为 |Fold Change|>1.5且P<0.05。本研究的原始测序数据已上传至NCBI的SRA数据库，ID：PRJNA1401582，网址：http：//www.ncbi.nlm.nih.gov/bioproject/1401582。

1.2.9 统计学分析

所有统计分析均使用GraphPad Prism 9.0软件进行。计量资料以均数±标准差表示。CFL1及p-CFL1在癌组织和癌旁组织中的表达比较采用配对样本t检验，其他两组间比较采用独立样本t检验。CFL1、p-CFL1表达与临床病理参数的相关性采用卡方检验进行分析，CFL1与p-CFL1表达水平之间的相关性通过Pearson相关系数进行评价。采用Kaplan‑Meier法绘制生存曲线，组间生存率差异使用Log‑rank检验进行比较。所有检验均为双侧检验，以P<0.05为差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 CFL1在结肠癌组织高表达

TCGA数据库分析结果显示，CFL1在结肠腺癌（COAD）和直肠腺癌（READ）组织中的表达水平高于相应癌旁组织（P<0.05，图1A）。进一步采用结肠癌组织芯片进行CFL1及其磷酸化形式p-CFL1的免疫组化染色，结果显示二者主要定位于细胞质。在染色强度方面，CFL1在结肠癌组织中多呈强阳性或中等阳性表达，而在癌旁组织中则以中等及弱阳性为主；p-CFL1在癌组织中多呈中等强度阳性表达，在癌旁组织中则以弱阳性表达居多。对80对结肠癌及配对癌旁组织的半定量分析表明，CFL1与p-CFL1在结肠癌组织中的表达水平均显著高于癌旁组织（P<0.0001，图1B、C，图2A、B）。

2.2 CFL1和p-CFL1在结肠癌组织中的表达呈正相关

CFL1与p-CFL1在同一结肠癌组织样本中的表达趋势一致（图3A）；通过对96例结肠癌组织进行皮尔森相关性分析，结果证实CFL1与p-CFL1的表达水平之间存在正相关关系（r=0.4753，P<0.0001，图3B）。

2.3 CFL1和 p-CFL1表达与结肠癌患者临床病理特征的关系

分别以CFL1和p-CFL1在结肠癌组织中的相对表达量中位数为界，将96例病例分为CFL1低表达组（n=48）与高表达组（n=48），以及p-CFL1低表达组（n=48）与高表达组（n=48）。卡方检验结果显示，CFL1与p-CFL1的高表达均与淋巴结转移（P=0.0052，P=0.0181）和临床分期（P=0.0058，P=0.0058）呈显著正相关（表1、2）。

2.4 CFL1和p-CFL1高表达影响结肠癌患者术后生存率

Kaplan-Meier生存分析结果表明，CFL1和p-CFL1高表达患者的总生存期（OS）均短于低表达患者（P=0.0158，P=0.0030，图4）。

2.5 CFL1和p-CFL1可定位在部分结肠癌细胞核中

结肠癌组织芯片免疫组化染色结果显示，CFL1和p-CFL1除了主要定位于细胞质外，在部分病例的细胞核中也呈现阳性染色（CFL1∶22/96；p-CFL1∶13/96）（图5A）。免疫荧光实验进一步证实，CFL1和p-CFL1在结肠癌细胞株HCT116的细胞质和细胞核中均有定位（图5B）。

2.6 过表达野生型和核定位信号突变型CFL1均促进结肠癌细胞迁移

CFL1含有核定位信号肽（NLS）。我们构建了野生型（CFL1-WT）和NLS突变型（CFL1-MUT）CFL1过表达载体，经Sanger测序鉴定序列正确（图6A）。在HCT116细胞中分别过表达CFL1-WT和CFL1-MUT载体，Western blotting检测证实两者均能成功过表达CFL1蛋白（图6B）。免疫荧光结果显示，转染CFL1-MUT后过表达的突变型CFL1仅定位于细胞质，而转染CFL1-WT后过表达的野生型CFL1则同时定位于细胞质和细胞核（图6C）。Transwell小室迁移实验表明，与对照组相比，转染CFL1-WT或CFL1-MUT的HCT116细胞迁移能力均显著增强；且CFL1-WT较CFL1-MUT表现出更强的促迁移作用（图6D）。

2.7 野生型和NLS突变型CFL1的KEGG富集分析

与对照组相比，CFL1-MUT组上调基因63个、下调基因41个，而CFL1-WT组上调基因41个、下调基因54个（图7A、B）。分别对两组上调与下调的差异基因进行KEGG通路富集分析，结果表明，CFL1-MUT上调的基因主要富集于肌动蛋白细胞骨架调控、Toll样受体信号通路和NF-κB信号通路等肿瘤相关通路；而CFL1-WT上调的基因除同样可富集于肌动蛋白细胞骨架调控等通路外，还富集于Ras、PI3K-Akt、细胞粘附分子等与肿瘤转移密切相关的通路（图7C、D）。此外，CFL1-MUT下调的基因主要富集于中性粒细胞胞外陷阱形成及坏死性凋亡等肿瘤相关通路；CFL1-WT下调的基因除可富集于中性粒细胞胞外陷阱形成等通路外，还富集于部分病毒与细菌感染相关通路（图7E、F）。

2.8 核内定位CFL1的KEGG富集分析

由于CFL1-WT表达的野生型CFL1蛋白同时定位于细胞质和细胞核，而CFL1-MUT表达的NLS突变型CFL1仅定位于细胞质，因此推测CFL1-WT组上调的41个基因中，除10个在CFL1-MUT组中也上调的基因外，其余31个基因可能受核定位CFL1的调控（图8A），同样，CFL1-WT组下调的54个基因中，除9个在CFL1-MUT组中也上调的基因外，剩余的45个基因可能也受核定位CFL1调控（图8B）。分别对上述推测受核内CFL1调控的上调与下调基因进行KEGG富集分析。结果显示，核内CFL1可能调控的上调基因显著富集于肌动蛋白细胞骨架调控、Ras、PI3K-Akt、细胞粘附分子等肿瘤转移相关通路（图8C），而下调基因则主要富集于中性粒细胞胞外陷阱形成及病毒致癌作用等通路（图8D）。

3 讨论

本研究旨在探索结肠癌中CFL1及其磷酸化形式（p-CFL1）的表达情况，及其与患者临床病理参数和预后的关系。通过TCGA数据库与结肠癌组织芯片检测分析发现：CFL1与p-CFL1在结肠癌中呈高表达，且与患者不良预后相关；二者除细胞质定位外，也定位于细胞核。后续通过构建野生型和核定位信号突变型CFL1载体进行功能实验、转录组测序及KEGG富集分析，揭示了定位在细胞质和细胞核的CFL1可能通过协同作用共同促进结肠癌细胞迁移。

CFL1及其磷酸化形式是调控细胞骨架重组从而影响肿瘤细胞迁移及侵袭的关键蛋白^{［3， 21］}。既往研究表明，CFL1过表达可促进胰腺癌、前列腺癌、肝细胞肝癌等多种肿瘤的恶性进展^［10-12］。但关于其磷酸化形式在肿瘤中表达的研究仍较少。基于此，我们首先通过免疫组织化学染色检测结肠癌组织芯片CFL1与p-CFL1的表达，结果显示，与癌旁组织相比，二者在结肠癌组织中表达显著升高，且表达水平呈正相关。为进一步探究CFL1和p-CFL1与结肠癌临床进展的关系，我们分析了CFL1及p-CFL1表达水平与患者临床病理参数之间的关联，结果显示二者高表达均与淋巴结转移及更晚的临床分期相关。生存分析进一步表明，CFL1和p-CFL1高表达与患者较短的总生存期相关。因此我们得出结论：CFL1及其磷酸化形式在结肠癌中高表达，且与结肠癌恶性进展相关；提示检测CFL1与p-CFL1水平可能有助于评估结肠癌的侵袭转移状态，两者可能作为预测结肠癌不良预后的生物标志物。

此外，免疫组织化学染色与免疫荧光结果均显示，CFL1和p-CFL1除定位于结肠癌细胞的细胞质外，也存在细胞核定位。CFL1作为细胞骨架蛋白，其经典功能是在细胞质中通过解聚肌动蛋白纤维来调控细胞骨架重组^［21］。目前关于核内CFL1的研究较少，有研究表明核内CFL1可促进膀胱癌的恶性进展，有望成为浸润性膀胱癌的潜在标志物和治疗靶点^［22］；此外，核内CFL1也被报道可通过募集RNA聚合酶II复合体以增强基因转录，从而促进乳腺癌侵袭^{［23， 24］}。然而，CFL1在结肠癌中核定位的功能及其机制仍不清楚。为探究CFL1核定位的功能意义，我们构建了野生型（CFL1-WT）与核定位信号突变型（CFL1-MUT）表达载体。CFL1-WT表达的野生型CFL1分布于细胞质与细胞核，而CFL1-MUT表达的突变型CFL1则局限于细胞质。功能实验表明，与主要定位于细胞质的突变型CFL1相比，能够进入细胞核的野生型CFL1表现出更强的促迁移能力，说明CFL1的促迁移功能并非仅依赖于其细胞质内的经典作用，其核定位也对肿瘤细胞迁移具有协同增强作用。

为进一步探究细胞质和细胞核CFL1促进结肠癌细胞迁移的分子机制，本研究对过表达野生型和突变型CFL1的结肠癌细胞进行了转录组测序和KEGG富集分析，结果表明仅定位于细胞质的突变型CFL1调控的差异基因富集在细胞骨架通路，而能够进入细胞核的野生型CFL1则特异性调控Ras、PI3K-Akt及细胞粘附分子等信号通路相关基因。这些通路均为已知驱动结直肠癌转移的关键通路^［25-31］，提示核内CFL1可能通过调控这些关键通路的基因表达促进细胞迁移。基于以上结果，我们提出CFL1在结肠癌中的功能模型：在细胞质中，CFL1通过经典的肌动蛋白骨架重组途径促进细胞迁移；同时，核内CFL1通过调控Ras、PI3K-Akt等转移相关信号通路基因的表达，进一步强化迁移能力。这种细胞质与细胞核功能的协同作用，可能是CFL1高效驱动结肠癌转移的重要机制。

本研究也存在一定局限性。首先，主要实验基于结肠癌细胞系HCT116开展，未来需要在更多具有不同分子特征的结直肠癌细胞系及体内动物模型中进一步验证核定位CFL1的功能。其次，我们初步筛选出受核定位CFL1调控的候选基因集与信号通路，但其中的关键靶基因仍需进一步验证；此外，核内CFL1调控基因表达的具体机制，仍需通过染色质免疫共沉淀、双荧光素酶报告基因等实验进行深入阐明。

综上所述，本研究表明CFL1与p-CFL1在结肠癌中高表达，可能作为结肠癌不良预后的标志物。研究进一步揭示，CFL1的核定位可能通过激活Ras、PI3K-Akt等转移相关信号通路，以独立于经典细胞骨架调控的方式，与细胞质CFL1协同促进结肠癌细胞迁移。这些发现拓展了对CFL1生物学功能的认识，为其作为结直肠癌预后标志物及治疗靶点提供了新的理论依据与实验支持。

参考文献

[1] Sung H, Ferlay J, Siegel RL, et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries[J]. CA Cancer J Clin, 2021, 71(3): 209-49. doi：10.3322/caac.21660

[2] Zheng RS, Chen R, Han BF, et al. Cancer incidence and mortality in China, 2022[J]. Zhonghua Zhong Liu Za Zhi, 2024, 46(3): 221-31.

[3] Mizuno K. Signaling mechanisms and functional roles of cofilin phosphorylation and dephosphorylation[J]. Cell Signal, 2013, 25(2): 457-69. doi：10.1016/j.cellsig.2012.11.001

[4] Daryabari SS, Fathi M, Mahdavi M, et al. Overexpression of CFL1 in gastric cancer and the effects of its silencing by siRNA with a nanoparticle delivery system in the gastric cancer cell line[J]. J Cell Physiol, 2020, 235(10): 6660-72. doi：10.1002/jcp.29562

[5] Castro MAA, Dal-Pizzol F, Zdanov S, et al. CFL1 expression levels as a prognostic and drug resistance marker in nonsmall cell lung cancer[J]. Cancer, 2010, 116(15): 3645-55. doi：10.1002/cncr.25125

[6] Branco MA, Kunst BM, Neto BS, et al. Progress and challenges in the use of Cofilin-1 as a prognostic and predictive biomarker for cancer management[J]. Gene, 2025, 968: 149746. doi：10.1016/j.gene.2025.149746

[7] Werle SD, Schwab JD, Tatura M, et al. Unraveling the molecular tumor-promoting regulation of cofilin-1 in pancreatic cancer[J]. Cancers, 2021, 13(4): 725. doi：10.3390/cancers13040725

[8] Chen LK, Cai JL, Huang YS, et al. Identification of cofilin-1 as a novel mediator for the metastatic potentials and chemoresistance of the prostate cancer cells[J]. Eur J Pharmacol, 2020, 880: 173100. doi：10.1016/j.ejphar.2020.173100

[9] Howard J, Goh CY, Gorzel KW, et al. The potential role of cofilin-1 in promoting triple negative breast cancer (TNBC) metastasis via the extracellular vesicles (EVs)[J]. Transl Oncol, 2022, 15(1): 101247. doi：10.1016/j.tranon.2021.101247

[10] Wang LX, Xiong L, Wu ZC, et al. Expression of UGP2 and CFL1 expression levels in benign and malignant pancreatic lesions and their clinicopathological significance[J]. World J Surg Oncol, 2018, 16(1): 11. doi：10.1186/s12957-018-1316-7

[11] Lu LI, Fu NI, Luo XU, et al. Overexpression of cofilin 1 in prostate cancer and the corresponding clinical implications[J]. Oncol Lett, 2015, 9(6): 2757-61. doi：10.3892/ol.2015.3133

[12] Yao BW, Li YZ, Chen TX, et al. Hypoxia-induced cofilin 1 promotes hepatocellular carcinoma progression by regulating the PLD1/AKT pathway[J]. Clin Transl Med, 2021, 11(3): e366. doi：10.1002/ctm2.366

[13] Mousavi S, Safaralizadeh R, Hosseinpour-Feizi M, et al. Study of cofilin 1 gene expression in colorectal cancer[J]. J Gastrointest Oncol, 2018, 9(5): 791-6. doi：10.21037/jgo.2018.05.17

[14] Kang X, Zhao CF, Liu YP, et al. The phosphorylation level of Cofilin-1 is related to the pathological subtypes of gastric cancer[J]. Medicine, 2022, 101(43): e31309. doi：10.1097/md.0000000000031309

[15] Qin YJ, Li WX, Long YL, et al. Relationship between p-cofilin and cisplatin resistance in patients with ovarian cancer and the role of p-cofilin in prognosis[J]. Cancer Biomark, 2019, 24(4): 469-75. doi：10.3233/cbm-182209

[16] Luo YY, Lu B, Hu YQ, et al. Triptonoterpene promotes the mitochondrial translocation of cofilin-1 to induce apoptosis in gastric cancer cells by regulating actin dynamics[J]. Biochem Pharmacol, 2025, 241: 117173. doi：10.1016/j.bcp.2025.117173

[17] Wang WS, Zhong HJ, Xiao DW, et al. The expression of CFL1 and N-WASP in esophageal squamous cell carcinoma and its correlation with clinicopathological features[J]. Dis Esophagus, 2010, 23(6): 512-21. doi：10.1111/j.1442-2050.2009.01035.x

[18] Li XM, Wang JJ, Zhang C, et al. Circular RNA circITGA7 inhibits colorectal cancer growth and metastasis by modulating the Ras pathway and upregulating transcription of its host gene ITGA7 [J]. J Pathol, 2018, 246(2): 166-79. doi：10.1002/path.5125

[19] Li XM, Chen T, Cai YJ, et al. CircSETD3 interrupts the bidirectional positive feedback of ErbB3 and Akt by sponging miR-4667-5p to inhibit colorectal cancer progression and cetuximab resistance[J]. Int J Biol Macromol, 2025, 318(Pt 4): 145352. doi：10.1016/j.ijbiomac.2025.145352

[20] Li XM, Wang JJ, Lin WH, et al. circEXOC6B interacting with RRAGB, an mTORC1 activator, inhibits the progression of colorectal cancer by antagonizing the HIF1A-RRAGB-mTORC1 positive feedback loop[J]. Mol Cancer, 2022, 21(1): 135. doi：10.1186/s12943-022-01600-1

[21] Sousa-Squiavinato ACM, Rocha MR, Barcellos-de-Souza P, et al. Cofilin-1 signaling mediates epithelial-mesenchymal transition by promoting actin cytoskeleton reorganization and cell-cell adhesion regulation in colorectal cancer cells[J]. Biochim Biophys Acta Mol Cell Res, 2019, 1866(3): 418-29. doi：10.1016/j.bbamcr.2018.10.003

[22] Hensley PJ, Zetter D, Horbinski CM, et al. Association of epithelial-mesenchymal transition and nuclear cofilin with advanced urothelial cancer[J]. Hum Pathol, 2016, 57: 68-77. doi：10.1016/j.humpath.2016.06.020

[23] Madak-Erdogan Z, Ventrella R, Petry L, et al. Novel roles for ERK5 and cofilin as critical mediators linking ERα-driven transcription, actin reorganization, and invasiveness in breast cancer[J]. Mol Cancer Res, 2014, 12(5): 714-27. doi：10.1158/1541-7786.mcr-13-0588

[24] Domingues C, Geraldo AM, Anjo SI, et al. Cofilin-1 is a mechanosensitive regulator of transcription[J]. Front Cell Dev Biol, 2020, 8: 678. doi：10.3389/fcell.2020.00678

[25] Liu Z, Liu J, Dong XC, et al. Tn antigen promotes human colorectal cancer metastasis via H-Ras mediated epithelial-mesenchymal transition activation[J]. J Cell Mol Med, 2019, 23(3): 2083-92. doi：10.1111/jcmm.14117

[26] Abd Rahman NI, Tham CL, Abd Hamid R. Inhibition of angiogenesis and metastasis in colorectal cancer cell lines through KRAS-associated signaling pathways by 2-methoxy-6-undecyl-1, 4-benzoquinone[J]. Chem Biol Interact, 2024, 399: 111151. doi：10.1016/j.cbi.2024.111151

[27] Dai SP, Zhuang HW, Li ZZ, et al. miR-122/NEGR1 axis contributes colorectal cancer liver metastasis by PI3K/AKT pathway and macrophage modulation[J]. J Transl Med, 2024, 22(1): 1060. doi：10.1186/s12967-024-05901-5

[28] Shin AE, Sugiura K, Kariuki SW, et al. LIN28B-mediated PI3K/AKT pathway activation promotes metastasis in colorectal cancer models[J]. J Clin Invest, 2025, 135(8): e186035. doi：10.1172/jci186035

[29] Sun XJ, Zhang JL, Dong BQ, et al. Targeting SLITRK4 restrains proliferation and liver metastasis in colorectal cancer via regulating PI3K/AKT/NFκB pathway and tumor-associated macrophage[J]. Adv Sci, 2025, 12(1): 2400367. doi：10.1002/advs.202400367

[30] Paschos KA, Canovas D, Bird NC. The role of cell adhesion molecules in the progression of colorectal cancer and the development of liver metastasis[J]. Cell Signal, 2009, 21(5): 665-74. doi：10.1016/j.cellsig.2009.01.006

[31] Arabzadeh A, Chan C, Nouvion AL, et al. Host-related carcinoembryonic antigen cell adhesion molecule 1 promotes metastasis of colorectal cancer[J]. Oncogene, 2013, 32(7): 849-60. doi：10.1038/onc.2012.112

基金资助

国家自然科学基金(82573244)

国家自然科学基金(81902479)

江苏省卫健委医学科研项目(M2024038)

广东省基础与应用基础研究基金(2021A1515010665)

宿迁市科技计划(M202503)

宿迁市科技计划(KY202304)

宿迁英才雄英计划(SQXY202436)

神经与肿瘤药物研发全国重点实验室开放课题(SKLSIM-20250701)

RIGHTS & PERMISSIONS

版权所有©《南方医科大学学报》编辑部2021