植物中甾醇糖基转移酶的研究进展

Research progress of sterol glycosyltransferases in plants

摘要

甾醇（sterol）是植物细胞膜结构和天然植物激素的重要组成成分。甾醇糖基转移酶（sterol glycosyltransferases， SGTs） 作为糖基转移酶一号家族（GT family 1）较为保守的一支，是一类参与甾醇下游修饰的酶，具有调控植物初期生长发育、信号转导、次生代谢产物合成以及响应生物、非生物胁迫等生物学功能。本文主要综述了SGTs在植物生长调控、生物合成、早期发育研究的进展，最后讨论了甾醇糖基转移酶在工业生产药用活性分子方面的前景和主要限制，旨在为更深入开展甾醇糖基转移酶的研究和应用提供参考。

Abstract

Sterols are important components of plant cell membrane structure and natural plant hormones. Sterol glycosyltransferases （SGTs）， as a more conserved branch of glycosyltransferases family 1 （GT family 1）， are a class of enzymes involved in downstream modification of sterols， which have biological functions such as regulating plant initial growth and development， signal transduction， secondary metabolite synthesis， and responding to biological and abiotic stresses. This paper mainly reviews the progress of plant SGTs in growth regulation， biosynthesis and early development， and finally discusses the prospects and main limitations of sterol glycosyltransferases in the industrial production of medicinal active molecules， aiming to provide a reference for further research and application of sterol glycosyltransferases.

Graphical abstract

关键词

甾醇糖基转移酶 / 植物发育 / 生物合成

Key words

sterol glycosyltransferase / plant development / biosynthesis

0 引 言

糖基转运反应是众多植物天然化合物生物合成的最后一步，是地球上最重要的生物转化作用之一，解释了大部分生物分子的组装和分解^［1，2］。糖基化与羟基化、酰化、甲基化作用共同参与了绝大多数植物次生代谢产物的合成，对植物次生代谢产物分子层面的多样性和复杂性有着重要的作用^［3］。早期甾醇糖基转移酶（sterol glycosyltransferases， SGTs）的研究多集中在植物抗逆性、酶底物多样性等领域，随着研究的深入，关于其甾醇运输、植物发育、激素调节等方面的功能也逐渐被揭示^［4］。本文以甾醇糖基转移酶为研究对象，从结构特征、生物学功能、应用前景等方面，对近年来植物SGTs的研究工作进行总结。

1 SGTs的特征及功能

截至2020年，碳水化合物酶活性数据库CAZy（http//www.cazy.org/GlycosylTransferases.htm）将已被鉴定的糖基转移酶划分为99个基因家族^［5，6］。甾醇糖基转移酶（SGTs）被分到糖基转移酶一号家族（GT family 1）^［7，8］。大多数GT1家族成员羧基末端都含有一个由44个氨基酸组成的特征性保守序列（putative secondary plant glycosyltransferase，PSPG box），这一保守结构具有结合活性糖基供体的功能^［9，10］。GT1家族成员广泛存在于植物、动物、真菌和细菌中^{［11，12］}。在模式植物拟南芥（Arabidopsis thaliana）中，GT1家族包含112个具有完整功能的基因以及8个移码突变的假基因^［9，13］。甾醇糖基转移酶SGTs利用的糖基供体通常是UDP⁃葡萄糖（UDP⁃Glc），UDP⁃鼠李糖（UDP⁃Rha），UDP⁃半乳糖（UDP⁃Gal），UDP⁃木糖（UDP⁃Xyl）和UDP⁃葡萄糖醛酸（UDP⁃GicUA）^{［14，15］}。SGTs通常将糖基供体转移至甾醇分子的羟基，羧基，氨基，巯基和碳碳单键^{［16，17］}。

早期研究多集中于SGTs的生物合成功能，很少对其生长发育调功能进行系统性研究报道。随着研究深入，甾醇和SGTs许多重要的生物学功能逐渐被揭示。作为异戊二烯家族的一员，甾醇是一系列甾体激素、植物次生代谢产物、信号分子以及细胞膜的重要组成部分^［18］。在拟南芥中，SGTs已经被证实参与到拟南芥早期发育和基因调控中，糖基化的芸薹素（brassinosteroids，BRs）在植物体内起着类似生长调控因子（growth⁃regulating factors， GRFs）的作用^{［19，20］}。近期研究发现，当外界环境变化时，植物体内SGTs的表达都有显著的变化，SGTs很可能是植物体响应外界环境改变引发的重要早期信号分子^［21］。

2 SGTs的蛋白结构和糖基化反应机制

2.1 SGTs的蛋白结构

结构信息是研究蛋白进化和功能的关键。Mulichak等^［22~24］最早在抗生素合成细菌中纯化并解析了三种GT1蛋白。GT1蛋白含有两个罗斯曼折叠（Rossmann folds），一种由两个重复的部分组成，每个部分包含3个平行的β折叠与两对α螺旋形成β⁃α⁃β⁃α⁃β的拓扑结构。研究结果表明，SGTs蛋白的结构在自然界中高度保守，植物SGTs蛋白结构与细菌SGTs蛋白结构相似^{［25，26］}。SGTs蛋白的N端残基起着结合糖基受体的作用，而C端残基则会结合糖基供体。两种分别提取自蒺藜苜蓿（Medicago truncatula）和酿酒葡萄（Vitis vinifera）的GT1蛋白在2.6 Å和1.9 Å分辨率下被观察到与糖基供体的结合^［26］，这一研究在分子结构层面阐明了GT1特征性序列与糖基供体的结合机制。

2.2 甾醇糖基化反应机制

SGTs通常将糖残基转移至植物甾醇的C⁃3、C⁃17、C⁃27位上^［16］。甾醇糖基化反应的糖基供体大多为单糖。大多数高等植物甾醇在C⁃3位具有β⁃OH基团，通过脱饱和、碳链延伸、环化、酯化、环氧化、羟基化和糖基化等修饰转化形成结构更为复杂的生物分子。

大部分细胞内的生化反应是从一种底物转换为另一种底物，反应的方向是可逆的^［27］。研究表明，SGTs的催化作用依循一套严格的反应机制，底物和SGTs组合成一个三元复合体^{［28，29］}。研究者对睡茄（Withania somnifera）中提取的两种纯化后的SGTs进行酶动力学分析，发现β⁃谷甾醇（β⁃sitosterol）3号位羟基和睾酮（testosterone）27号位羟基被SGTs成功糖基化，且反应速率的倒数与两种底物的浓度分别呈线性正相关^［30］。体外产物抑制实验同时发现SGTs酶促反应体系是以UDP⁃葡萄糖为第一结合底物的三元复合体体系，这表明SGTs具有形成底物⁃酶三元复合体的反应特征，UDP⁃葡萄糖、甾醇同时与SGTs结合，酶促反应才得以进行。三元复合体的形成验证了SGT具有两个重要功能域的理论，也为SGT的同源性研究奠定了理论基础^{［31，32］}。

2.3 SGT的细胞定位

在植物细胞中，SGTs基因在细胞膜和细胞质中均有表达^{［33，34］}。亚细胞定位的研究结果进一步表明，甾醇糖基转移酶UGT80A2在细胞质膜、内质网膜、高尔基囊泡和液泡膜中都有表达^{［35，36］}。另一方面，糖基化反应是一类典型的在细胞溶质发生的生化反应，但其形成的糖基化产物可以与细胞膜系统上识别糖基残基的转运系统结合进而发生跨膜运输，植物液泡和植物细胞质外体中也发现了糖基化脂质分子和糖基转移酶^［37］。因此，细胞质SGTs蛋白与细胞膜系统的转运蛋白共同调节了糖基化甾醇在细胞内的分布与浓度，从而进一步影响细胞的生理特性。

3 植物SGTs酶学和生长发育功能

3.1 糖基转运功能

糖基化反应的糖基供体大多为单糖，二、三葡萄糖苷残基也有被报道。编码SGTs蛋白的基因序列在植物和真菌高度相似^［38］，这表明SGTs是GT1家族中较为保守的一类基因。但受到选择压力，SGTs在植物进化过程中发生了基因复制事件，功能也出现分化。研究发现，UGT80A2与UGT80B1有38%的序列差异，这导致了二者酶促反应特征的巨大差异^［39］。UGT80A2是完成植物细胞甾醇糖苷（steryl glucosides）合成的主要功能基因，而UGT80B1在合成反应过程中起次要作用。随着研究的深入，科学家发现UGT80A2与UGT80B1存在底物偏好的差异，UGT80B1相比UGT80A2更偏好结合无支链侧链的甾醇^［40］。类似地，SGTs对糖基供体也具有偏好，大多数SGTs以UDP⁃葡萄糖作为糖基供体，而UGT78家族成员偏好以UDP⁃鼠李糖作为糖基供体进行糖基化反应。SGTs在结构和功能上的差异为在植物生长发育调控中起到更为复杂的作用打下了基础。

3.2 影响植物生长发育的功能

3.2.1 种子发育

SGTs突变体的研究结果表明其在植物胚的发育中起着重要作用。研究者通过杂交携带T⁃DNA突变的UGT80A2与UGT80B1纯合植株，在F2代中成功筛选出双突变个体，双突变体种子出现了罕见的透明种皮性状^［40］。扫描和透射电镜结果发现双突变体种子外表皮失去了致密的角质层，这说明种子的木栓质层出现缺失，双突变体植株相较于野生型，表现出严重的生长受阻^［41］。双突变体UGT80A2B1植株的甾苷和酰化甾苷（SG+ASG）总含量相比野生型在叶、茎、种子中分别降低了5、21、22倍。此外，双突变体从心形胚、鱼雷胚发育到成熟胚的过程中表现出异常的发育迟滞伴随子叶原基、下胚轴和胚根的伸长缺陷^［42］。SGTs不仅参与了种子表皮的形成而且在早期胚胎伸长生长和后期植株营养生长中起重要调控作用。

3.2.2 根发育

SGTs缺失会导致植物细胞膜的功能异常。拟南芥UGT80B1突变体出现了根表皮细胞发育异常的表型^［41］。亚细胞定位结果显示质膜细胞命运调节因子SCRAMBLED（SCM）在拟南芥突变体根表皮细胞中出现了异常分布^［42］。相比野生型，拟南芥UGT80B1突变体有28%~31%的根表皮细胞出现了根毛缺失，但与野生型在总根毛数上差异不明显。β⁃葡萄糖苷酸酶（β⁃glucuronidase，GUS）报告基因结果显示SCM下游信号WER，一种R2R3⁃MYB家族的转录因子，在突变体和野生型根伸长区细胞中出现了相反的表达模式，这表明SGTs基因的缺失能够影响WER的分布从而改变根细胞的分化命运^{［42，43］}。此外，拟南芥根细胞亚细胞定位结果显示，UGT80B1与GFP融合表达的复合蛋白在细胞膜上大量表达，此前没有研究报道过UGT80在细胞膜上的相关功能，所以在根的发育中SGTs可能还存在着未被发现的调控路径与作用。

3.2.3 伸长生长

植物体伸长生长伴随着植物纤维素的大量合成，纤维素的合成包含三个重要步骤，即葡聚糖的发生、延伸和终止。其中葡聚糖的合成起始是以谷甾醇⁃β⁃葡萄糖苷为引物，经CesA糖基转移酶催化完成的^［44］。这表明SGTs能够通过调控甾醇葡萄糖苷的相对含量从而影响植物体纤维素的合成，这也解释了SGTs缺陷植株往往伴随着伸长生长缺陷的表型。此外，喷施除草剂2⁃6⁃二氯苯甲腈（纤维素合成抑制剂）的植株叶片和茎秆细胞内谷甾醇⁃β⁃葡萄糖苷的含量明显降低，这表明SGTs、甾醇糖苷和纤维素之间存在着复杂的调控关系。

4 SGTs与植物抗逆功能

4.1 抗虫

SGTs参与了植物体多种抗虫物质的合成。在科罗拉多马铃薯（Solanum tuberosum L.）中，经SGTs糖基化的甾体糖苷生物碱番茄碱（tomatine）被发现具有抗虫作用^［45］。相比茄碱、茶多酚、龙葵碱等其它糖苷生物碱，番茄碱对马铃薯叶蝉（Empoasca flavescens）的毒性作用最明显，投喂致死率最高^［46］。在投喂实验中，随着投喂合成饲料中番茄碱浓度的增加，被投喂的叶蝉幼虫发育到成虫的时间也随之延长^［45］。番茄碱的糖残基具有分解细胞膜的作用，番茄碱被昆虫取食后，会导致昆虫消化道出血进而死亡。此外，过表达WsSGTL1的烟草植株也表现出比野生型对斜纹夜蛾（Spodoptera litura Fabricius）更强的抗虫性，斜纹夜蛾幼虫取食转基因烟草叶片后2至4天的死亡率从野生型的3.3%~6.6%上升至90%~100%^［47］。

4.2 抗真菌

甾体皂苷在植物抗真菌防御系统中具有重要的作用。早期研究发现烟草皂苷经β⁃葡萄糖苷酶处理后具有显著的溶血性和抗真菌活性。从燕麦（Avena sativa L.）中也发现了具有抗真菌活性的甾体皂苷元，燕麦甾体皂苷元C⁃3和C⁃26位均可以被SGTs糖基化；研究发现，当燕麦皂苷C⁃26位接上糖基后，其抗真菌活性几乎消失^［48］。这表明SGTs主导的糖基化作用能够调节植物甾体化合物的生物活性从而进一步影响植物的抗真菌能力。

4.3 热胁迫

甾醇糖苷是细胞应对温度胁迫重要的效应分子^［49］。植物膜系统甾醇糖基化后水溶性会发生改变，进一步影响生物膜的流动性、渗透性、亲水性和相性^［50］。不同于普通甾醇，甾醇糖苷（steryl glucoside， SG）和酰化甾醇糖苷（acyl steryl glucoside， ASG）在磷脂双分子层中交换速度更慢，可以在热胁迫下稳定细胞膜结构，合成二者的SGTs也被认为是细胞内游离甾醇含量和分布的关键调节因子。糖基化作用改变3β⁃OH甾醇在细胞膜脂筏中的分布，研究发现植物细胞膜中富含3β⁃OH甾醇且含量与温度具有高度相关性，这表明SGTs可能参与了细胞早期热胁迫的感知过程。SGTs的激活与甾醇糖苷的产生是诱导热休克蛋白合成信号转导系统的重要事件^{［51，52］}。植物通过合成热休克蛋白（heat shock proteins， HSPs）来适应环境热胁迫，在真核生物中，热休克基因的转录诱导是由热休克转录因子（heat shock transcription factors， HSFs）介导的，HSFs通过多聚化和磷酸化后被激活，与热休克蛋白基因的启动子结合并激活其转录。动物实验中，在无热处理的TIG⁃3细胞（永生化胚胎成纤维细胞）培养液中加入甾醇糖苷能够有效诱导HSP70的表达^［53］。

4.4 冷胁迫

低温直接损伤植物细胞的原生质膜，植物通过调节生物膜的流动性，合成积累不同分子量的低温保护剂来适应冷胁迫^{［54，55］}。其中，原生质膜中膜甾醇和脑脂糖苷总含量的上升被认为可以有效提升细胞的抗冻性。研究表明，冷胁迫下植物细胞原生质膜中糖基化甾醇与酰化甾醇的比例发生了改变^［50］。拟南芥转录组数据显示，UGT80B1在冷胁迫处理下表达量出现了明显上调并伴随磷脂在质膜中总脂质含量的提升^［56］，甾醇及其修饰物表达水平随着冷胁迫程度的变化而变化。热休克蛋白HSP70在细胞冷热胁迫中有着十分复杂的调控机制，在大肠杆菌（Escherichia coli）中表达菠菜胞浆（spinach cytosolic）热休克同源蛋白Hsc70（heat shock cognate 70），冷处理后，Hsc70的表达量明显上调。Hsc70通常与未折叠的α⁃羧甲基化乳清蛋白（alpha⁃carboxymethylated lactalbumin， CMLA）结合，但在4 ℃和-4 ℃条件下，Hsc70能够结合多种在室温下不能与Hsc70发生免疫共沉淀反应的蛋白，推测热休克蛋白在低温下有着类似分子伴侣的功能，能够稳定被结合蛋白的结构。

5 激素调节

甾醇作为甾体激素生物合成前体，其糖基转移酶参与的糖基化反应在植物甾体活性调节中起着重要的作用。芸薹素（brassinosteroids， BRs）是一种由SGTs参与合成的5α⁃胆甾烷植物特异性的多羟基化衍生物。BRs参与调控一系列植物特有的生长反应，包括细胞壁内的细胞伸长生长和响应光信号的多种发育反应。SGTs突变体表现出矮化、叶片萎缩、育性降低、细胞伸长生长异常等性状都被认为是与BRs合成受阻有关^［41］。拟南芥中UGT73C5能够催化芸薹素和甾醇类胡萝卜素23⁃O位的糖基化，过表达UGT73C5的转基因拟南芥表现出BRs缺陷，植株表现出明显矮化，雄性不育，叶面积减少等表型，在额外施加外源BRs后，植株的生长状态得到明显改善^［57］。SGTs通过糖基化甾体激素前体来调节植物体内甾体植物激素含量的动态平衡^［16］。

6 SGTs与药用植物

药用植物是植物次生代谢产物的宝库，大量植物次生代谢产物具有抗病毒、抗菌消炎、抗衰老、增强免疫力等多种功效^［58］。糖基化过程改变药用植物次生代谢产物溶解性、生物活性等特性，进而影响其药用活性。传统中药柴胡具有和解表里去肝火的功效，其主要药用成分为柴胡皂苷。柴胡皂苷是一类五环三萜，经糖基转移酶催化，由前体3号位羟基上连接一个单糖或者二糖获得，糖基供体多为葡萄糖、木糖等^［59］。甾体激素具有突出的抗感染、抗病毒、抗休克的药用特性，能够治疗风湿、淋巴白血病、皮肤炎、心脑血管病等一系列疾病，其工业合成原料为薯蓣皂苷元。薯蓣属、木薯属、重楼属、菝葜属、葫芦巴属、黄精属和延龄草属植物能够产生药用薯蓣皂苷元。薯蓣皂素的葡萄糖苷是延龄草苷，一种稀有的药用植物活性成分，薯蓣中甾醇糖基转移酶DzS3GT能够催化薯蓣皂素C⁃3位发生糖基化，生成延龄草苷^［33］。此外，研究发现在人参中，相同的皂苷元经过不同的糖基化修饰也能使底物分子表现出不同甚至相反的药理活性，这表明植物次生代谢产物糖基化在药理层面起着十分重要且复杂的作用。

7 总结与展望

随着研究的逐步深入，人们对SGTs的认识日益全面。从初期生物合成中的单一作用到目前植物早期的生长发育、抗逆、激素调控等各个方面，越来越多SGTs的功能被揭示并证实。一个日益完善的SGTs调控网络逐渐被建立起来，涵盖了植物激素合成、细胞质膜性质的变化、胁迫信号的转导等多个方面，从多个维度阐述了SGTs功能的多样性（图1）。这也为后续植物防御机制、药用特性等研究提供了新的思路与理论基础。

生物发酵工程是工业化生产细胞代谢产物的重要手段。天然药用植物成分在植物体内的含量十分有限，而SGTs的一个最为可行的商业应用就是改造其在工程菌中的表达模式。东北林业大学李玉花教授已经通过基因工程改造工程菌成功在实验室和工业化车间合成了人参皂苷前体，实现了大规模工业化生产人参皂苷。通过构建和移植可行的代谢通路，实现甾体糖苷在工程菌细胞内的工业化生产将是未来关于植物次生代谢合成酶的研究重点，这一设想也将持续指导后续研究的方向。人类终将以成本更为低廉、高效的方式获取更为充足的活性药物成分。

参考文献

[1] Roda F, Walter G M, Nipper R, et al. Genomic clustering of adaptive loci during parallel evolution of an Australian wildflower [J]. Mol Ecol, 2017, 26(14): 3687⁃3699.

[2] Cheynier V, Comte G, Davies K M, et al. Plant phenolics: recent advances on their biosynthesis, genetics, and ecophysiology [J]. Plant Physiol Biochem, 2013, 72: 1⁃20.

[3] Alseekh S, Perez de Souza L, Benina M, et al. The style and substance of plant flavonoid decoration; towards defining both structure and function [J]. Phytochemistry, 2020, 174: 112347.

[4] Chaturvedi P, Misra P, Tuli R. Sterol glycosyltransferases: the enzymes that modify sterols [J]. Appl Biochem Biotechnol, 2011, 165(1): 47⁃68.

[5] Cantarel B L, Coutinho P M, Rancurel C, et al. The carbohydrate⁃active ENZYMES database (CAZy): an expert resource for glycogenomics [J]. Nucleic Acids Res, 2009, 37(Database issue): D233⁃D238.

[6] 秦晶晶, 孙春玉, 张美萍, 等. 植物UDP⁃糖基转移酶分类,功能以及进化 [J]. 基因组学与应用生物学, 2018, 37(1): 440⁃450.

[7] Qing J J, Sun C Y, Zhang M P, et al. Classification, function and evolution of plant UDP⁃glycosyltransferase [J]. Genomics and Applied Biology, 2018, 37(1): 440⁃450.

[8] Yu J, Hu F, Dossa K, et al. Genome⁃wide analysis of UDP⁃glycosyltransferase super family in Brassica rapa and Brassica oleracea reveals its evolutionary history and functional characterization [J]. BMC Genomics, 2017, 18(1): 474.

[9] Ahn S J, Vogel H, Heckel D G. Comparative analysis of the UDP⁃glycosyltransferase multigene family in insects [J]. Insect Biochem Mol Biol, 2012, 42(2): 133⁃147.

[10] Paquette S, Møller B L, Bak S. On the origin of family 1 plant glycosyltransferases [J]. Phytochemistry, 2003, 62(3): 399⁃413.

[11] Ross J, Li Y, Lim E K, et al. Higher plant glycosyltransferases [J]. Genome Biol, 2001, 2(2): reviews3004.1.

[12] Kapitonov D, Yu R K. Conserved domains of glycosyltransferases [J]. Glycobiology, 1999, 9(10): 961⁃978.

[13] Vogt T, Jones P. Glycosyltransferases in plant natural product synthesis: characterization of a supergene family [J]. Trends Plant Sci, 2000, 5(9): 380⁃386.

[14] Bowles D, Lim E K, Poppenberger B, et al. Glycosyltransferases of lipophilic small molecules [J]. Annu Rev Plant Biol, 2006, 57: 567⁃597.

[15] Li J, Liang Q, Li C F, et al. Comparative transcriptome analysis identifies putative genes involved in dioscin biosynthesis in Dioscorea zingiberensis [J]. Molecules, 2018, 23(2): 454.

[16] Kamiyoshihara Y, Tieman D M, Klee H J. Analyses of plant UDP⁃dependent glycosyltransferases to identify their volatile substrates using recombinant proteins [J]. Methods Mol Biol, 2016, 1363: 199⁃207.

[17] Lim E K, Bowles D J. A class of plant glycosyltransferases involved in cellular homeostasis [J]. EMBO J, 2004, 23(15): 2915⁃2922.

[18] Akere A, Chen S H, Liu X, et al. Structure⁃based enzyme engineering improves donor⁃substrate recognition of Arabidopsis thaliana glycosyltransferases [J]. Biochem J, 2020, 477(15): 2791⁃2805.

[19] Wojciechowski Z A, van Uon N. Intracellular localization and some properties of UDPG: sterol glucosyltransferase from Calendula officinalis [J]. Acta Biochim Pol, 1975, 22(1): 25⁃38.

[20] Rozhon W, Akter S, Fernandez A, et al. Inhibitors of brassinosteroid biosynthesis and signal transduction [J]. Molecules, 2019, 24(23): 4372.

[21] Schumacher K, Chory J. Brassinosteroid signal transduction: still casting the actors [J]. Curr Opin Plant Biol, 2000, 3(1): 79⁃84.

[22] Grille S, Zaslawski A, Thiele S, et al. The functions of steryl glycosides come to those who wait: recent advances in plants, fungi, bacteria and animals [J]. Prog Lipid Res, 2010, 49(3): 262⁃288.

[23] Mulichak A M, Losey H C, Walsh C T, et al. Structure of the UDP⁃glucosyltransferase GtfB that modifies the heptapeptide aglycone in the biosynthesis of vancomycin group antibiotics [J]. Structure, 2001, 9(7): 547⁃557.

[24] Mulichak A M, Losey H C, Lu W, et al. Structure of the TDP⁃epi⁃vancosaminyl transferase GtfA from the chloroeremomycin biosynthetic pathway [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100(16): 9238⁃9243.

[25] Mulichak A M, Lu W, Losey H C, et al. Crystal structure of vancosaminyltransferase GtfD from the vancomycin biosynthetic pathway: interactions with acceptor and nucleotide ligands [J]. Biochemistry, 2004, 43(18): 5170⁃5180.

[26] Hiromoto T, Honjo E, Noda N, et al. Structural basis for acceptor⁃substrate recognition of UDP⁃glucose: anthocyanidin 3⁃O⁃glucosyltransferase from Clitoria ternatea [J]. Protein Sci, 2015, 24(3): 395⁃407.

[27] Shao H, He X, Achnine L, et al. Crystal structures of a multifunctional triterpene/flavonoid glycosyltransferase from Medicago truncatula [J]. Plant Cell, 2005, 17(11): 3141⁃3154.

[28] Tetali S D, Acharya S, Ankari A B, et al. Metabolomics of Withania somnifera (L.) Dunal: advances and applications [J]. J Ethnopharmacol, 2020, 267, 113469.

[29] Tripathi S, Sangwan R S, Narnoliya L K, et al. Transcription factor repertoire in Ashwagandha (Withania somnifera) through analytics of transcriptomic resources: insights into regulation of development and withanolide metabolism [J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 16649.

[30] Hoang N H, Huong N L, Kim B, et al. Kinetic studies on recombinant UDP⁃glucose: sterol 3⁃O⁃β⁃glycosyltransferase from Micromonospora rhodorangea and its bioconversion potential [J]. AMB Express, 2016, 6(1): 52.

[31] Sharma L K, Madina B R, Chaturvedi P, et al. Molecular cloning and characterization of one member of 3β⁃hydroxy sterol glucosyltransferase gene family in Withania somnifera [J]. Arch Biochem Biophys, 2007 Apr 1, 460(1): 48⁃55.

[32] Iwai M, Maruo Y, Ito M, et al. Six novel UDP⁃glucuronosyltransferase (UGT1A3) polymorphisms with varying activity [J]. J Hum Genet, 2004, 49(3): 123⁃128.

[33] Hirvensalo P, Tornio A, Neuvonen M, et al. Comprehensive pharmacogenomic study reveals an important role of UGT1A3 in montelukast pharmacokinetics [J]. Clin Pharmacol Ther, 2018, 104(1): 158⁃168.

[34] Nakamura T, Yamaguchi N, Miyauchi Y, et al. Introduction of an N⁃glycosylation site into UDP⁃glucuronosyltransferase 2B3 alters its sensitivity to cytochrome P450 3A1⁃dependent modulation [J]. Front Pharmacol, 2016, 7: 427.

[35] Ye T, Song W, Zhang J J, et al. Identification and functional characterization of DzS3GT, a cytoplasmic glycosyltransferase catalyzing biosynthesis of diosgenin 3⁃O⁃glucoside in Dioscorea zingiberensis [J]. Plant Cell Tissue Organ Cult, 2017, 129(3): 399⁃410.

[36] Potocka A, Zimowski J. Metabolism of conjugated sterols in eggplant. Part 1. UDP⁃glucose: sterol glucosyltransferase [J]. Acta Biochim Pol, 2008, 55(1):127⁃134.

[37] Ramirez E K, Castillo N, Lara J A, et al. Tomato UDP⁃glucose sterol glycosyltransferases: a family of developmental and stress regulated genes that encode cytosolic and membrane⁃associated forms of the enzyme [J]. Front Plant Sci, 2017, 8: 984.

[38] Marie A, Hartmann A, Benveniste P. Sterol biosynthetic capability of purified membrane fractions from maize coleoptiles [J]. Phytochemistry, 1978, 17(6): 1037⁃1042.

[39] Ferrer A, Altabella T, Arró M, et al. Emerging roles for conjugated sterols in plants [J]. Prog Lipid Res, 2017, 67:27⁃37.

[40] Stucky D F, Arpin J C, Schrick K. Functional diversification of two UGT80 enzymes required for steryl glucoside synthesis in Arabidopsis [J]. J Exp Bot, 2015, 66(1): 189⁃201.

[41] DeBolt S, Scheible W R, Schrick K, et al. Mutations in UDP⁃glucose: sterol glucosyltransferase in Arabidopsis cause transparent testa phenotype and suberization defect in seeds [J]. Plant Physiol, 2009 Sep, 151(1): 78⁃87.

[42] Loubéry S, De Giorgi J, Utz⁃Pugin A, et al. A maternally deposited endosperm cuticle contributes to the physiological defects of transparent testa seeds [J]. Plant Physiol, 2018, 177(3): 1218⁃1233.

[43] Pook V G, Nair M, Ryu K, et al. Positioning of the SCRAMBLED receptor requires UDP⁃Glc: sterol glucosyltransferase 80B1 in Arabidopsis roots [J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 5714.

[44] Zhang H M, Devine L B, Xia X, et al. Ethylene and hydrogen peroxide regulate formation of a sterol⁃enriched domain essential for wall labyrinth assembly in transfer cells [J]. J Exp Bot, 2019, 70(5): 1469⁃1482.

[45] Peng L, Kawagoe Y, Hogan P, et al. Sitosterol⁃beta⁃glucoside as primer for cellulose synthesis in plants [J]. Science, 2002, 295(5552): 147⁃150.

[46] Kowalski S P, Domek J M, Sanford L L, et al. Effect of α⁃tomatine and tomatidine on the growth and development of the Colorado potato beetle (Coleoptera: Chrysomelidae): studies using synthetic diets [J]. J Entomol Sci, 2000, 35(3): 290⁃300.

[47] Singh A K, Kumar S R, Dwivedi V, et al. A WRKY transcription factor from Withania somnifera regulates triterpenoid withanolide accumulation and biotic stress tolerance through modulation of phytosterol and defense pathways [J]. New Phytol, 2017, 215(3): 1115⁃1131.

[48] Saema S, Rahman L U, Singh R, et al. Ectopic overexpression of WsSGTL1, a sterol glucosyltransferase gene in Withania somnifera, promotes growth, enhances glycowithanolide and provides tolerance to abiotic and biotic stresses [J]. Plant Cell Rep, 2016, 35(1): 195⁃211.

[49] Osbourn A E. Preformed antimicrobial compounds and plant defense against fungal attack [J]. Plant Cell, 1996, 8(10): 1821⁃1831.

[50] Palta J P, Li P H. Alterations in membrane transport properties by freezing injury in herbaceous plants [J]. Physiol Plant, 1980, 50(2): 169⁃175.

[51] Klacsová M, Bóta A, Balgavý P. DOPC⁃DOPE composition dependent Lα⁃HII thermotropic phase transition: SAXD study [J]. Chem Phys Lipids, 2016, 198: 46⁃50.

[52] Shimamura M. Structure, metabolism and biological functions of steryl glycosides in mammals [J]. Biochem J, 2020, 477(21): 4243⁃4261.

[53] Kunimoto S, Murofushi W, Kai H, et al. Steryl glucoside is a lipid mediator in stress⁃responsive signal transduction [J]. Cell Struct Funct, 2002, 27(3): 157⁃162.

[54] Kingston R E, Schuetz T J, Larin Z. Heat⁃inducible human factor that binds to a human hsp70 promoter [J]. Mol Cell Biol, 1987, 7(4): 1530⁃1534.

[55] He M, He C Q, Ding N Z. Abiotic stresses: general defenses of land plants and chances for engineering multistress tolerance [J]. Front Plant Sci, 2018, 9: 1771.

[56] Ariga H, Tanaka T, Ono H, et al. CSP41b, a protein identified via FOX hunting using Eutrema salsugineum cDNAs, improves heat and salinity stress tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana [J]. Biochem Biophys Res Commun, 2015, 464(1): 318⁃323.

[57] Uemura M, Joseph R A, Steponkus P L. Cold acclimation of Arabidopsis thaliana (effect on plasma membrane lipid composition and freeze⁃induced lesions) [J]. Plant Physiol, 1995, 109(1): 15⁃30.

[58] Clouse S D, Sasse J M. BRASSINOSTEROIDS: essential regulators of plant growth and development [J]. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 1998, 49: 427⁃451.

[59] WangD, WangZ Y, WangZ Q, et al. Review on the production path way of secondary metabolites of medici‐nalplants [J]. Informationon Traditional Chinese Med‐icine,2008,25(1):29‐32.

[60] Li X, Li X Y, Huang N N, et al. A comprehensive review and perspectives on pharmacology and toxicology of saikosaponins [J]. Phytomedicine, 2018, 50: 73⁃87.

基金资助

国家自然科学基金(31470388)