植物UGTs的功能、应用与分子改造研究进展

Research progress on the function， application and molecular modification of plant UDP⁃glycosyltransferase

摘要

植物尿苷二磷酸糖基转移酶（uridine diphosphate， UGTs），在次生代谢产物生物合成、激素平衡、免疫防御、脱毒反应等生理过程中发挥重要作用。随着酶功能表征和结构研究的不断深入，具有催化高效性、区域/立体选择性和底物宽容性的植物UGTs可用于天然/非天然糖苷的酶法直接合成及异源生物合成，植物UGTs酶分子理性改造与定向进化的成功例子也在不断增加。围绕生物学功能、糖基化应用与酶分子改造三个方面，对近几年来植物UGTs的相关研究进行系统综述。同时，对植物UGTs基因的准确预测与筛选、系统功能分析及酶分子理性设计等方面的发展趋势进行展望。

Abstract

Uridine diphosphate⁃glycosyltransferases （UGTs） play important roles in physiological processes， such as secondary metabolite biosynthesis， hormone homeostasis， immune defense， and detoxification reactions. With the deepening of the study of enzyme characterization and structure， plant UGTs with catalytic efficiency， regiospecificity/stereoselectivity and substrate promiscuity can be used for direct enzymatic synthesis or heterologous biosynthesis of natural/non⁃natural glycosides， and the successful examples of rational modification and directed evolution of plant UGTs are continuously increasing. This systematic review of relevant studies on plant UGTs is presented around three aspects： biological function， glycosylation application and enzyme modification. At the same time， the development trend of accurate prediction and screening of plant UGTs genes， systematic functional analysis and rational design of enzyme molecules is prospected.

Graphical abstract

关键词

尿苷二磷酸糖基转移酶 / 糖基化 / 植物 / 次生代谢产物

Key words

UDP⁃glycosyltransferases / glycosylation / plant / secondary metabolite

0 引 言

植物共同产生了10万至100万种次生代谢产物，不仅在植物抗性、耐受性等方面发挥着重要作用，而且作为重要原料广泛应用于制药、食品和化妆品等行业^［1］。植物次生代谢产物结构复杂、种类繁多，以糖基化为代表的后修饰反应是增加其结构多样性的重要因素^［2］。参与植物次生代谢产物修饰的糖基转移酶属于GT1超家族，催化糖基从尿苷二磷酸（uridine diphosphate， UDP）⁃糖转移到受体分子，因而又被称为UDP⁃糖基转移酶（uridine diphosphate glycosyltransferase， UGTs）。糖基化修饰通常能够提高化合物的水溶性和稳定性，改善生物活性，降低毒性，增加生物利用度^［3］。相比于化学糖基化，由UGTs介导的糖基化反应具有区域/立体选择性高、无需保护/去保护反应、经济环保等诸多优势。近年来，新颖植物UGTs的挖掘和功能解析已成为广泛关注的研究热点。本文主要从功能、应用和分子改造三方面综述植物UGTs的研究进展，为相关研究提供参考和思路。

1 植物UGTs简介

1.1 植物UGTs的分类

依据UGTs的系统命名规则，UGT1~50为动物来源，UGT51~70为酵母来源，UGT71~100为植物来源，UGT101~200为细菌来源。植物UGTs酶基因数量众多，从不同物种的基因组中已预测到大量UGTs候选基因，如拟南芥（Arabidopsis thaliana）138个、大豆（Glycine max）434个、人参（Panax ginseng）416个^［4］。其中，拟南芥UGTs集中分布于21个家族，包括UGT71~76和UGT78~92。另外，根据结构类型和催化机制，植物UGTs属于转化型GT⁃B型折叠，即糖基化过程中，糖基供体端基碳的糖苷键构型发生反转（图1）。不同催化功能的植物UGTs可利用UDP⁃Glc、UDP⁃Gal或UDP⁃Rha等作为糖基供体，接受黄酮、木脂素、苯丙素或萜类等不同结构类型的糖基受体，以C-O，C-N，C-S或C-C的连接方式生成单糖基或多糖基化产物^［5］。因此，植物UGTs通常还可依据其糖基受体种类和糖苷键类型进行分类，如类黄酮3⁃OGT，二苯甲酮3⁃CGT。

1.2 植物UGTs的结构与催化机制

从蛋白结构上看，植物UGTs均为GT⁃B折叠构型，N端与C端分别有两个正对的β/α/β类型Rossmann折叠区域。其中，糖基供体结合口袋位于C端折叠区域，而糖基受体结合口袋位于N端折叠区域。植物UGTs的C端都含有一段覆盖44个连续氨基酸的保守性序列，被称为PSPG结构域^［6］。PSPG结构域是植物UGTs的特征性序列，与UDP⁃糖的结合密切相关。

植物UGTs的精细催化机制尚不明确，但通常被认为具有类似SN2的直接置换机制，在反应中心附近存在由组氨酸⁃天冬氨酸构成的催化二联体（图2）。其中，组氨酸可能作为广义碱，从糖基受体获取质子，而天冬氨酸的作用可能是稳定组氨酸，特别是组氨酸从糖基受体获得质子之后稳定其电荷^［7］。但是，以上催化二联体未必完全适用于所有植物UGTs。例如，PtUGT1具有相同的O-，N-，S-糖基化能力，尽管其H26和D122对于O⁃糖基化至关重要，但相应突变体的N⁃/S⁃糖基化活性依然保留，H26E甚至能增强N⁃糖基化活性^［8］。

2 植物UGTs的生物学功能

2.1 参与次生代谢产物的生物合成

植物UGTs介导的糖基化反应，在次生代谢产物的生物合成、储存和运输过程中发挥了重要作用。例如，ScUGT709G1对番红花醛的前体2，6，6⁃三甲基⁃4⁃羟基⁃1⁃羧基⁃1⁃环己烯（2，6，6⁃trimethyl⁃4⁃hydroxy⁃1⁃carboxaldehyde⁃1⁃cyclohexene，HTCC）显示出高催化效率，烟草瞬时转染进一步证实了ScUGT709G1在苦番红花素生物合成中的作用^［9］。茶树叶片以水溶性二糖苷的形式储存单萜等挥发性有机化合物，CsUGT85K11和CsUGT94P1分别催化单萜二糖苷生物合成途径中的葡萄糖基化和木糖基化两步连续反应^［10］。ApUGT12在体外能够催化劳丹烷型二萜的C19位糖基化修饰，ApUGT12基因沉默导致新穿心莲内酯（苷）含量急剧减少和穿心莲内酯（苷元）水平增加^［11］。甜菊糖苷是天然的零能量甜味剂，SrUGT85C2、SrUGT74G1、SrUGT91D2和SrUGT76G1共同完成从甜菊醇到Reb M甜菊糖苷的连续糖基化合成^［12］。GmUGT73B4在体外可利用UDP⁃Glc/⁃Gal对大豆甾醇B及B类皂甙βg的C3位进行糖基化修饰，在植物体内可能作为2，3⁃二氢⁃2，5⁃二羟基⁃6⁃甲基⁃4H⁃吡喃⁃4⁃酮（2，3⁃dihydro⁃2，5⁃dihydroxy⁃6⁃methyl⁃4H⁃pyran⁃4⁃one，DDMP）转移酶参与DDMP大豆皂苷的生物合成，GmUGT73B4的组织特异性表达情况与DDMP的积累模式相吻合^［13］。

2.2 调节植物激素水平

植物的生长发育和环境适应性受到植物体内激素水平的调节。植物激素代谢相关UGTs在影响激素稳态中起着重要作用，是调节植物激素水平的一种关键机制。例如，AtUGT76F1通过控制生长素前体IPyA的糖基化，在光温诱导下，调节拟南芥的下胚轴伸长^［14］。吲哚丁酸（indole⁃3⁃butyric acid，IBA）及其葡萄糖苷是植物形态和生理应激适应机制的重要调节剂，AtUGT74E2通过对IBA的高效糖基化，参与植物水分胁迫反应调节，AtUGT74E2在水稻中的过表达可以促进种子萌发^［15］。AtUGT75D1也显示出对IBA高亲和力，AtUGT75D1过表达可使种子在萌发过程中耐受渗透和盐胁迫，萌发率增加^［16］。UGT71家族的多个成员对脱落酸（（+）⁃S⁃abscisic acid，ABA）及其结构类似物具有高转化活性，如AtUGT71B6和FaUGT71W2、FaUGT71A33、FaUGT71A34a/b和FaUGT71A35，但这类UGTs的调节机制尚未揭示^［17］。AtUGT79B7可调节γ⁃氨基丁酸及其葡萄糖苷的动态平衡，AtUGT79B7敲除突变株系对缺氧的抵抗力增加，而过表达株系对缺氧的敏感性增加^［18］。

2.3 调控植物防御反应

除了通过调节激素影响植物免疫，植物UGTs还可直接改变防御性物质的代谢、定位和生物活性影响其稳态，调控植物的化学防御机制。N⁃羟基哌啶酸是拟南芥遭受病原菌侵染后触发系统获得性抗性的活跃移动信号，AtUGT76B1对N⁃羟基哌啶酸的糖基化使其失活并抑制免疫反应，AtUGT76B1突变株系表现出植株矮小、对假单胞菌Pseudomonas syringae pv. Maculicola菌株ES4326的抗病性增强等典型的组成型免疫反应表型^［19］。羟基苯乙酮作为白云杉针对白云蚜虫的化学防御手段，通常由PgUGT5b转化为无毒性的松针苷等糖苷并贮存于植物体内，在需要时转化为毒性苷元^［20］。水杨苷是杨柳科植物特有的抗草食动物酚类糖苷，PtUGT71L1和PtUGT78M1专一性利用苯甲酸水杨酯、水杨醛和2⁃羟基肉桂酸作为葡萄糖受体，合成抗草食动物摄食的酚类糖苷，PtUGT71L1缺失导致柳皮苷、山楝素和山莨菪碱完全消失，水杨苷含量则部分减少^［21］。

2.4 参与植物的脱毒反应

植物UGTs介导的糖基化是中和内源性及外源性物质毒性的有效方法。禾谷镰刀菌（Fusarium graminearum）产生的脱氧雪腐镰刀菌烯醇（deoxynivalenol，DON）可增强赤霉病的传播，AtUGT73C5、OsUGT79、TaUGT6和HvUGT13248等植物UGTs可将DON转化为低毒性的DON⁃3⁃O⁃葡萄糖苷；例如在拟南芥和小麦中过表达TaUGT6可增强突变株对禾谷镰刀菌的抗病能力^［22］。磺草酮是一种在世界上广泛使用的三酮类除草剂，AtUGT91C1通过对磺草酮的糖基化修饰在除草剂解毒中发挥重要作用，过表达AtUGT91C1增强了拟南芥对磺草酮的耐受性^［23］。NA是陆地植物烟酰胺腺嘌呤二核苷酸（nicotinamide adenine dinucleotide，NAD）补救合成途径的关键中间体，AtUGT74F2拟南芥突变株系积累了高水平的游离NA，AtUGT74F2对NA羧基的糖基化可能起到保护植物细胞免受种子萌发过程中NA过度积累毒性的作用^［24］。

3 植物UGTs的应用

3.1 天然/非天然糖苷的酶法直接合成

天然糖苷类化合物是创新药物的重要来源，糖基化对药物的药效、生物利用度和作用机制等产生重要影响。近年来的研究表明，部分植物UGTs也具有糖基受体和糖基供体的宽泛性，甚至具有反应可逆性，是制备结构多样化糖苷衍生物与发现新药的有效手段。

CtUGT71E5可利用UDP⁃/dTDP⁃/CDP⁃/GDP⁃/ADP⁃Glc作为糖基供体，催化30种杂环芳香化合物的N⁃糖基化，其中包括具有药用价值的含氮杂环化合物^［25］。ApUGT可以将葡萄糖转移到苷元C19位形成新穿心莲内酯，还可以对26种不同结构类型的天然和非天然化合物进行糖基化修饰^［26］。AcUGT74AN1对强心苷元和C21甾前体的C3位表现出区域选择性，可转化53种结构多样的天然和非天然化合物^［27］。GuUGT73F17对五环三萜类化合物C30/C29位羧基表现出严格的糖基受体特异性和区域选择性，但是可以利用UDP⁃Glc/⁃Xyl/⁃Gal/⁃Ara四种糖基供体^［28］。SbUGT78B4可利用UDP⁃Glc/⁃Gal/⁃GlcNAc/⁃Xyl/⁃Ara共五种糖基供体催化17种黄酮醇的3⁃O⁃糖基化^［29］。

此外，植物C⁃糖基转移酶（C⁃glycosyltransferases，CGTs）可催化形成更为稳定的C-C糖苷键，近年来植物CGTs酶基因挖掘、功能及结构研究方面均取得了许多重要的研究进展。MiCGT是一个从芒果植物中发现二苯甲酮CGT，可利用UDP⁃Glc对35种不同骨架类型的简单酚类物质进行区域和立体特异性C⁃糖基化，形成O⁃和N⁃糖苷^［30］。MiCGTb对酰基间苯三酚类化合物的2⁃O⁃葡萄糖苷表现出独特的去糖基化活性，在合适的反应条件下可同时实现3⁃C⁃葡萄糖苷的合成，整个过程只需使用催化量的UDP即可获得高产率^［31］。AbCGT能够对缺乏酰基的酚类化合物进行C⁃糖基化，同时具有O⁃/N⁃/S⁃糖基化能力，可合成具有降血糖活性的C⁃糖苷，并且V183是决定其催化选择性的关键残基^［32］。TcCGT1可高效催化36种黄酮和其他黄酮类化合物的8⁃C⁃糖基化，还可以催化多种酚类的O⁃糖基化^［33］。TcCGT1⁃UDP复合物晶体结构揭示了TcCGT1的催化机制，两个残基（I94E和G284K）的定点诱变可将C⁃糖基化转变为O⁃糖基化。GgCGT可催化含夫洛丙酮结构底物的C⁃二糖基化，并获得了其与UDP⁃Glc、UDP⁃Gal、UDP/根皮素和UDP/nothofagin复合物的晶体结构^［34］；结构分析表明，GgCGT糖供体选择受糖羟基与D390和其他关键残基的氢键相互作用控制，C⁃二糖基化能力归因于宽敞的底物结合口袋，G389K突变可以将C⁃二糖基化转换为C⁃单糖基化。MaCGT可催化对结构不同的香豆素的C6位的C⁃葡萄糖基化，是第一个来自植物的膜结合CGT，跨膜结构域的存在对其催化活性和稳定性至关重要^［35］。

3.2 糖苷类天然产物的异源生物合成

结合代谢工程和合成生物学技术手段，对大肠杆菌、酿酒酵母菌株等进行合理改造，将植物UGTs基因导入微生物细胞工厂，并可以实现对天然或非天然化合物的异源生物合成，为高价值糖苷提供可持续来源。肉桂醇二糖rosavin E是药用植物红景天（Rhodiola rosea）提取物中的微量活性成分，通过将CaUGT3⁃T145V/N375Q、来自苜蓿根瘤菌1021的UDP⁃木糖合酶（SmUXS）和松香生物合成相关酶整合到苯丙氨酸的过度生产菌株，可实现从头合成rosavin E，在具有补料分批发酵的5 L生物反应器中产量高达782.0 mg/L^［36］。黄芪甲苷（山奈酚⁃3⁃O⁃葡萄糖苷）含量是评价黄芪药材质量的重要指标。通过引入高效催化黄芪甲苷合成的AtUGT78D2并重建UDP⁃Glc生物合成途径，经条件优化，重组菌株BL21⁃II中黄芪甲苷产量从570 mg/L增加到‍1 708 mg/L。使用补料分批发酵扩大生产，黄芪甲苷最大产量为3 600 mg/L^［37］。利用PhUGT708A43、OsUGT708A1并引入异源UDP⁃Ara合成途径，经过补料分批发酵和前体补充，使大米来源的C⁃阿拉伯糖苷在大肠杆菌底盘中的最大产量达到20~110 mg/L，芹菜素⁃6⁃C⁃葡萄糖⁃8⁃C⁃阿拉伯糖苷和芹菜素⁃6，8⁃C⁃二阿拉伯糖苷的优化终产量分别达到19.87和113.16 mg/L^［38］。

4 植物UGTs的分子改造

4.1 关键位点的理性改造

解析植物UGTs的蛋白晶体，并以此为基础研究活性口袋中的关键催化位点，是改造酶催化特性的有效途径。OsUGT91C1的蛋白结构分析揭示了其底物宽泛性的分子原理，关键位点的改造结果显示，F379A/F208M突变后可增强对甜菊糖苷底物上β（1⁃2）葡萄糖基化作用，消除不需要的β（1⁃6）葡萄糖基化，大大提高Reb D和Reb M的产量^［39］。CGTa与CGTb分别参与黄酮二C⁃糖苷生物合成途径中2⁃羟基黄烷酮的C⁃葡萄糖基化和单⁃C⁃葡糖苷的C⁃阿拉伯糖基化反应，在谷类作物和药用植物中具有较高的同源性。在解析5个CGTs晶体结构的基础上改造关键氨基酸，得到的突变体SbCGTb-R94M/I143M/V144T/T145S/H194D/G275T/P374Q实现了从CGTb到CGTa的功能转换^［40］。

除此以外，还有研究人员基于自然变异产生的酶功能差异，分析和改造重要的关键氨基酸残基。例如，AtUGT89A2是影响不同拟南芥生态型（包括Col⁃0和C24）中二羟基苯甲酸糖基化产物差异积累的关键因素，AtUGT89A2_Col对UDP⁃Xyl具有高度选择性，AtUGT89A2_C24则可同时利用UDP⁃Glc和UDP⁃Xyl。153位氨基酸的定点诱变可逆转两个同工酶对糖基供体的偏好性^［41］。MiCGTb具有C⁃二糖基化能力，与其序列相似度90%的MiCGT则只有C⁃单糖基化能力。差异氨基酸的突变表明I152是MiCGTb第二个C⁃糖基化的关键氨基酸残基，S60/V100/T104是影响C⁃二糖基化能力的重要氨基酸残基。与野生型相比，突变体E152L显示出更广泛的C⁃二糖基化受体范围，GANM（S60G/V100A/T104N/I152M）、GAGM（S60G/V100A/T104G/I152M）、GSGM（S60G/V100S/T104G/I152M）三个突变体则表现出更强的糖供体宽泛性^［42］。通过交换两个连续氨基酸残基，PcOGTI117D/D118I完全转变为对根皮素的3′⁃C⁃糖基化，转化效率高达95%，实现从OGT到CGT的转变；相应位点交换后，OsCGTD120I/I121D、OsCGTI121D分别获得10%与51%的OGT活性^［43］。值得一提的是，这些重要的氨基酸残基均不与糖基供体及受体发生直接相互作用。

4.2 酶分子定向进化

在解析SgUGT74AC1晶体结构的基础上，研究者们采用易错PCR发现影响活性的关键位点，并通过四轮迭代突变获得活性提高379倍的突变体M4（T79Y/R28H/L48M/L109I），随后开展口袋中重要氨基酸残基的丙氨酸扫描筛选以及基于酶活性的序列保守性分析与突变，最终突变体M7（T79Y/L48M/R28H/L109I/S15A/M76L/H47R）对罗汉果醇、UDP⁃Glc的催化效率分别提高4.17×10⁴倍和1.53×10⁴倍^［44］。此外，该研究团队还采用聚焦理性迭代定点诱变策略，对SgUGT74AC2开展了两轮定向进化，所得突变体对水飞蓟宾的区域选择性显著提高^［45］。

5 总结与展望

近年来，植物UGTs的功能鉴定、结构解析及糖基化应用已成为重要的研究领域。植物UGTs通过参与次生代谢产物的生物合成，影响激素稳态、化学防御反应、内源/外源性物质解毒等，从而调节植物的生长发育及免疫反应，可用于植物性状和品质改良。另一方面，植物UGTs作为绿色、高效的生物催化剂，在天然产物结构改造及合成生物研究领域具有重要的应用价值。基于目前研究现状，未来植物UGTs可以从以下方面开展重点研究。

5.1 植物UGTs基因的准确预测与筛选

根据目前的知识，不同催化功能的植物UGTs难以通过系统发育和基因/蛋白序列进行区分。植物UGTs作为数量庞大超家族，其酶基因的生物学功能无法依赖数据库的预测，并且往往难以实现高水平的异源表达，这就给新基因的筛选工作带来了很大困难。近年来，基于比较转录组的差异表达分析技术和基于生物合成中间体探针分子的蛋白靶标垂钓技术大大提高了挖掘植物新基因的成功率，后者更是改变了过去从基因分析入手的思维方式，而是从蛋白水平筛选能够结合特定底物的候选蛋白。未来开发高效、精确的植物功能基因预测及筛选技术将成为重要的研究方向。

5.2 植物UGTs酶功能的系统分析

植物中存在结构多样的次生代谢产物，并且已有大量的植物UGTs被表征功能，但是我们对相关植物UGTs酶功能的了解仍然有限。例如，植物中不同的糖基化产物可能是由同一种酶催化，仅仅依靠体外酶活性表征可能会对该酶的生物学功能产生误判。考虑到酶催化的底物宽泛性，未来植物UGTs的功能表征应同时兼顾其体内生物学功能和体外催化活性两个方面。此外，植物UGTs的功能表征通常需要使用稀缺且价格昂贵的糖基供体。例如，强心苷糖链中的D⁃毛地黄糖、L⁃夹竹桃糖、D⁃6⁃去氧阿洛糖等稀有去氧糖，受限于糖基供体的来源，相关植物UGTs的功能表征无法开展。糖基供体的化学合成难度大，已有研究人员采用生物合成方法获得糖基供体，如利用蔗糖合酶的催化可逆性合成UDP⁃Glc，或者通过代谢工程方法在微生物中合成UDP⁃Ala等价格昂贵的糖基供体。因此，SUSy等相关合成酶的定向进化、UDP⁃稀有糖基供体的生物合成途径解析及异源生物合成研究，将为糖基供体的获取途径提供新的思路，直接推动相关植物UGTs功能研究的深入开展。

5.3 植物UGTs的理性设计

植物UGTs是一类极具开发潜力的生物催化剂，在植物品种改良、先导化合物设计、代谢工程等研究领域都有较高的应用价值。不同的植物UGTs家族成员在许多地方保留了相似的折叠结构，底物结合位点却是高度可变的。不仅如此，不同位点之间还存在相互作用，共同控制催化行为，植物UGTs的催化机理仍然难以捉摸。例如，结合口袋以外的氨基酸残基也可能显著影响酶的催化活性，如底物选择性与转化效率。截至目前，PDB数据库已收录22种植物UGTs的蛋白晶体结构，并且已有较多植物UGTs开展了关键催化位点分析及酶功能改造的相关研究，SgUGT74AC1更是成功采用酶定向进化方法获得了具有较高应用价值的突变酶。随着越来越多高质量蛋白晶体结构解析及结构⁃功能关系研究的不断深入，植物UGTs酶分子理性设计将取得更多突破。

参考文献

[1] Yu X, Xiao J, Chen S, et al. Metabolite signatures of diverse Camellia sinensis tea populations [J]. Nat Commun, 2020, 11(1): 5586.

[2] Fang C, Fernie A R, Luo J. Exploring the diversity of plant metabolism [J]. Trends Plant Sci, 2019, 24(1): 83⁃98.

[3] 陈欣, 付锐锐, 张鸿, 等. 药用植物中UGT家族研究进展 [J]. 生物资源, 2018, 40(5): 443⁃449.

[4] Chen X, Fu R R, Zhang H, et al. Research progress of UGT family in medicinal plants [J]. Biotic Resources, 2018, 40(5): 443⁃449.

[5] Rahimi S, Kim J, Mijakovic I, et al. Triterpenoid⁃biosynthetic UDP⁃glycosyltransferases from plants [J]. Biotechnol Adv, 2019, 37(7): 107394.

[6] 吕鹤书, 薛飞燕, 柳春梅, 等. 植物尿苷二磷酸糖基转移酶超家族晶体结构 [J]. 生物工程学报, 2014, 30(6): 838⁃847.

[7] Lü H S, Xue F Y, Liu C M, et al. Crystal structures of plant uridine diphosphate⁃dependent glycosyltransferases [J]. Chin J Biotech, 2014, 30(6): 838⁃847.

[8] 周宸, 巩婷, 陈晶晶, 等. 三萜皂苷生物合成相关糖基转移酶研究进展 [J]. 生物工程学报, 2022, 38(4): 1⁃21.

[9] Zhou C, Gong T, Chen J J, et al. Research progress on glycosyltransferases involved in triterpenoid saponin biosynthesis [J]. Chin J Biotech, 2022, 38(4): 1⁃21.

[10] 刘美子, 王丹丹, 秦超, 等. 植物糖基转移酶的结构与机理及糖基化工程的研究进展 [J]. 中国科学: 生命科学, 2019, 49(9): 1133⁃1142.

[11] Liu M Z, Wang D D, Qin C, et al. Research progress in understanding the structure, mechanism, and engineering of plant glycosyltransferases (in Chinese) [J]. Sci Sin Vitae, 2019, 49: 1133⁃1142.

[12] Teze D, Coines J, Fredslund F, et al. O⁃/N⁃/S⁃specificity in glycosyltransferase catalysis: from mechanistic understanding to engineering [J]. ACS Catal, 2021, 11(3): 1810⁃1815.

[13] Diretto G, Ahrazem O, Rubio⁃Moraga Á, et al. UGT709G1: a novel uridine diphosphate glycosyltransferase involved in the biosynthesis of picrocrocin, the precursor of safranal in saffron (Crocus sativus) [J]. New Phytol, 2019, 224(2): 725⁃740.

[14] Ohgami S, Ono E, Horikawa M, et al. Volatile glycosylation in tea plants: sequential glycosylations for the biosynthesis of aroma β⁃primeverosides are catalyzed by two Camellia sinensis glycosyltransferases [J]. Plant Physiol, 2015, 168(2): 464⁃477.

[15] Srivastava P, Garg A, Misra R C, et al. UGT86C11 is a novel plant UDP⁃glycosyltransferase involved in labdane diterpene biosynthesis [J]. J Biol Chem, 2021, 297(3): 101045.

[16] Yang T, Zhang J, Ke D, et al. Hydrophobic recognition allows the glycosyltransferase UGT76G1 to catalyze its substrate in two orientations [J]. Nat Commun, 2019, 10(1): 3214.

[17] Sundaramoorthy J, Park G T, Komagamine K, et al. Biosynthesis of DDMP saponins in soybean is regulated by a distinct UDP⁃glycosyltransferase [J]. New Phytol, 2019, 222(1): 261⁃274.

[18] Chen L, Huang X X, Zhao S M, et al. IPyA glucosylation mediates light and temperature signaling to regulate auxin⁃dependent hypocotyl elongation in Arabidopsis [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2020, 117(12): 6910⁃6917.

[19] Wang T, Li P, Mu T, et al. Overexpression of UGT74E2, an Arabidopsis IBA glycosyltransferase, enhances seed germination and modulates stress tolerance via ABA signaling in rice [J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(19): 7239.

[20] Zhang G Z, Jin S H, Jiang X Y, et al. Ectopic expression of UGT75D1, a glycosyltransferase preferring indole⁃3⁃butyric acid, modulates cotyledon development and stress tolerance in seed germination of Arabidopsis thaliana [J]. Plant Mol Biol, 2016, 90(1⁃2): 77⁃93.

[21] Song C, Gu L, Liu J, et al. Functional characterization and substrate promiscuity of UGT71 glycosyltransferases from strawberry (Fragaria × ananassa) [J]. Plant Cell Physiol, 2015, 56(12): 2478⁃2493.

[22] Liu Q, Dong G R, Ma Y Q, et al. Glycosyltransferase UGT79B7 negatively regulates hypoxia response through γ⁃aminobutyric acid homeostasis in Arabidopsis [J]. J Exp Bot, 2021, 72(22): 7998⁃8010.

[23] Mohnike L, Rekhter D, Huang W, et al. The glycosyltransferase UGT76B1 modulates N⁃hydroxy⁃pipecolic acid homeostasis and plant immunity [J]. Plant Cell, 2021, 33(3): 735⁃749.

[24] Mageroy M H, Jancsik S, Man Saint Yuen M, et al. A conifer UDP⁃sugar dependent glycosyltransferase contributes to acetophenone metabolism and defense against insects [J]. Plant Physiol, 2017, 175(2): 641⁃651.

[25] Fellenberg C, Corea O, Yan L H, et al. Discovery of salicyl benzoate UDP⁃glycosyltransferase, a central enzyme in poplar salicinoid phenolic glycoside biosynthesis [J]. Plant J, 2020, 102(1): 99⁃115.

[26] He Y, Wu L, Liu X, et al. TaUGT6, a novel UDP⁃Glycosyltransferase gene enhances the resistance to FHB and DON accumulation in wheat [J]. Front Plant Sci, 2020, 11: 1549.

[27] Huang X X, Zhao S M, Zhang Y Y, et al. A novel UDP⁃glycosyltransferase 91C1 confers specific herbicide resistance through detoxification reaction in Arabidopsis [J]. Plant Physiol Bioch, 2021, 159: 226⁃233.

[28] Liu L, Zhang F, Li G, et al. Qualitative and quantitative NAD⁺ metabolomics lead to discovery of multiple functional nicotinate N⁃glycosyltransferase in Arabidopsis [J]. Front Plant Sci, 2019, 10: 1164.

[29] Xie K, Chen R, Chen D, et al. Enzymatic N⁃glycosylation of diverse arylamine aglycones by a promiscuous glycosyltransferase from Carthamus tinctorius [J]. Adv Synth Catal, 2017, 359(4): 603⁃608.

[30] Li Y, Lin H X, Wang J, et al. Glucosyltransferase capable of catalyzing the last step in neoandrographolide biosynthesis [J]. Org Lett, 2018, 20(19): 5999⁃6002.

[31] Wen C, Huang W, Zhu X L, et al. UGT74AN1, a permissive glycosyltransferase from Asclepias curassavica for the regiospecific steroid 3⁃O⁃glycosylation [J]. Org Lett, 2018, 20(3): 534⁃537.

[32] He J, Chen K, Hu Z M, et al. UGT73F17, a new glycosyltransferase from Glycyrrhiza uralensis, catalyzes the regiospecific glycosylation of pentacyclic triterpenoids [J]. Chem Commun, 2018, 54(62): 8594⁃8597.

[33] Wang Z, Wang S, Xu Z, et al. Highly promiscuous flavonoid 3⁃O⁃glycosyltransferase from Scutellaria baicalensis [J]. Org Lett, 2019, 21(7): 2241⁃2245.

[34] Chen D, Chen R, Wang R, et al. Probing the catalytic promiscuity of a regio⁃ and stereospecific C⁃glycosyltransferase from Mangifera indica [J]. Angew Chem Int Edit, 2015, 127(43): 12869⁃12873.

[35] Chen D, Sun L, Chen R, et al. Enzymatic synthesis of acylphloroglucinol 3⁃C⁃glucosides from 2⁃O⁃glucosides using a C⁃glycosyltransferase from Mangifera indica [J]. Chem⁃Eur J, 2016, 22(17): 5873⁃5877.

[36] Xie K, Zhang X, Sui S, et al. Exploring and applying the substrate promiscuity of a C⁃glycosyltransferase in the chemo⁃enzymatic synthesis of bioactive C⁃glycosides [J]. Nat Commun, 2020, 11(1): 1⁃12.

[37] He J B, Zhao P, Hu Z M, et al. Molecular and structural characterization of a promiscuous C⁃glycosyltransferase from Trollius chinensis [J]. Angew Chem Int Edit, 2019, 131(33): 11637⁃11644.

[38] Zhang M, Li F D, Li K, et al. Functional characterization and structural basis of an efficient di⁃C⁃glycosyltransferase from Glycyrrhiza glabra [J]. J Am Chem Soc, 2020, 142(7): 3506⁃3512.

[39] Chen D, Fan S, Yang Z, et al. Biocatalytic application of a membrane⁃bound coumarin C⁃glucosyltransferase in the synthesis of coumarin and benzofuran C⁃glucosides [J]. Adv Synth Catal, 2021, 363(22): 5072⁃5078.

[40] Bi H, Qu G, Wang S, et al. Biosynthesis of a rosavin natural product in Escherichia coli by glycosyltransferase rational design and artificial pathway construction [J]. Metab Eng, 2022, 69: 15⁃25.

[41] Pei J, Dong P, Wu T, et al. Metabolic engineering of Escherichia coli for astragalin biosynthesis [J]. J Agr Food Chem, 2016, 64(42): 7966⁃7972.

[42] Chen Z, Sun Y, Wang G, et al. De novo biosynthesis of C⁃arabinosylated flavones by utilization of indica rice C⁃glycosyltransferases [J]. Bioresour Bioprocess, 2021, 8(1): 1⁃13.

[43] Zhang J, Tang M, Chen Y, et al. Catalytic flexibility of rice glycosyltransferase OsUGT91C1 for the production of palatable steviol glycosides [J]. Nat Commun, 2021, 12(1): 7030.

[44] Wang Z L, Gao H M, Wang S, et al. Dissection of the general two⁃step di⁃C⁃glycosylation pathway for the biosynthesis of (iso)schaftosides in higher plants [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2020, 117(48): 30816⁃30823.

[45] Chen H Y, Li X. Identification of a residue responsible for UDP⁃sugar donor selectivity of a dihydroxybenzoic acid glycosyltransferase from Arabidopsis natural accessions [J]. Plant J, 2017, 89(2): 195⁃203.

[46] Chen D, Fan S, Chen R, et al. Probing and engineering key residues for bis⁃C⁃glycosylation and promiscuity of a C⁃glycosyltransferase [J]. ACS Catal, 2018, 8(6): 4917⁃4927.

[47] Gutmann A, Nidetzky B. Switching between O⁃ and C⁃glycosyltransferase through exchange of active⁃site motifs [J]. Angew Chem Int Edit, 2012, 51(51): 12879⁃12883.

[48] Li J, Yang J, Mu S, et al. Efficient O⁃glycosylation of triterpenes enabled by protein engineering of plant glycosyltransferase UGT74AC1 [J]. ACS Catal, 2020, 10(6): 3629⁃3639.

[49] Li J, Qu G, Shang N, et al. Near⁃perfect control of the regioselective glucosylation enabled by rational design of glycosyltransferases [J]. Green Synth Catal, 2021, 2(1): 45⁃53.

基金资助

国家自然科学基金(32160059)

江西省教育厅科技计划项目(GJJ201035)

大学生创新创业训练项目(202010419029)